Orotracheal 삽관 및 환기 폐 허혈 재관류 수술의 마우스 모델
Summary
환기를 유지하고 저산소증을 피하면서 왼쪽 폐 허혈 재관류 (IR) 손상을 만드는 마우스 수술 모델.
Abstract
허혈 재관류 (IR) 손상은 종종 일시적인 혈류 중단을 포함하는 과정에서 발생합니다. 폐에서 격리 된 IR은 지속적인 폐포 환기와 함께이 특정 과정에 대한 실험적 연구를 허용하여 저산소증과 무기폐의 복잡한 해로운 과정을 피할 수 있습니다. 임상적 맥락에서 폐허혈 재관류 손상(폐 IRI 또는 LIRI라고도 함)은 폐색전증, 소생출혈성 외상 및 폐 이식을 포함하되 이에 국한되지 않는 수많은 과정에 의해 유발됩니다. 현재 LIRI에 대한 효과적인 치료 옵션은 제한적입니다. 여기에서는 첫 번째 구강 기관 삽관에 이어 편측성 좌측 폐 허혈 및 보존된 폐포 환기 또는 가스 교환을 통한 재관류를 포함하는 폐 IR의 가역적 수술 모델을 제시합니다. 마우스는 왼쪽 개흉술을 받는데,이를 통해 왼쪽 폐동맥이 노출되고, 시각화되고, 분리되고, 가역적 인 슬립 매듭을 사용하여 압축됩니다. 그런 다음 허혈성 기간 동안 수술 절개를 닫고 동물을 깨우고 발관합니다. 마우스가 자발적으로 호흡하면 폐동맥 주위의 슬립 매듭을 풀어 재관류가 이루어집니다. 이 임상적으로 관련된 생존 모델은 폐 IR 손상, 해결 단계, 폐 기능에 대한 다운스트림 효과 및 실험적 폐렴과 관련된 2-hit 모델의 평가를 허용합니다. 기술적으로 어렵지만 이 모델은 몇 주에서 몇 달에 걸쳐 마스터할 수 있으며 최종 생존율 또는 성공률은 80%-90%입니다.
Introduction
허혈 재관류 (IR) 손상은 일정 기간의 중단 후 혈류가 장기 또는 조직 베드로 회복 될 때 발생할 수 있습니다. 폐에서 IR은 감염, 저산소증, 무기폐, 부피 외상(기계적 환기 중 높은 일회 호흡량), 기압 외상(기계적 환기 중 높은 피크 또는 지속적인 압력) 또는 둔기(비관통) 폐 타박상 손상 1,2,3과 같은 다른 유해한 과정과 관련하여 단독으로 또는 발생할 수 있습니다. . LIRI의 메커니즘과 동시 프로세스(예: 감염)가 LIRI 결과에 미치는 영향에 대한 지식에는 몇 가지 격차가 남아 있으며 LIRI에 대한 치료 옵션도 제한적입니다. 순수한 LIRI의 생체 내 모델은 폐 IR 손상의 병태생리학을 단독으로 식별하고 폐 손상이 구성 요소인 다중 히트 과정에 대한 기여도를 연구하는 데 필요합니다.
쥐 폐 IR 모델은 폐 이식3, 폐색전증4 및 소생술을 동반한 출혈성 외상 후 폐 손상5을 포함한 여러 과정의 폐 특이적 병태생리학을 연구하는 데 사용할 수 있습니다. 현재 사용되는 모델에는 외과적 폐 이식6, 힐라 클램핑7, 체외 폐 관류8 및 환기 폐 IR9가 포함됩니다. 여기에서, 우리는 멸균 폐 손상의 뮤린 환기 폐 IR 모델에 대한 상세한 프로토콜을 제공한다. 이 접근법에는 최소 저산소증과 최소 무기폐를 유도하고 장기 연구를 허용하는 생존 수술 모델을 포함하여 여러 가지 이점이 있습니다 (그림 2).
힐라 클램핑 및 체외 관류 모델과 같은 다른 모델보다 LIRI 모델을 선택하는 이유는 다음과 같습니다. 이 모델은 무기폐, 기계적 환기 및 저산소증의 염증성 기여를 최소화합니다. 주기적 환기를 보존합니다. IR 손상에 반응할 수 있는 온전한 생체 내 순환 면역 체계를 유지하고; 마지막으로 생존 절차로서 2차 부상 생성(2히트 모델) 및 부상 해결 메커니즘에 대한 장기 분석이 가능합니다. 전반적으로, 우리는이 환기 된 폐 IR 모델이 실험적으로 연구 할 수있는 “가장 순수한”형태의 IR 손상을 제공한다고 믿습니다.
다른 간행물에서는 IT 주사 또는 설치10,11을 수행하기 위해 마우스의 구강 기관 삽관을 사용하는 것을 설명했지만이 모델에서와 같이 생존 수술의 출발점은 아닙니다. 구강 기관 튜브의 배치는 수술 폐의 붕괴를 허용함으로써 폐 수술의 수행을 허용합니다. 또한 절차가 끝날 때 폐의 재 팽창을 허용하는데, 이는 기흉과 절차가 끝날 때 마우스가 자발적인 환기로 돌아갈 수있는 능력에 중요합니다. 마지막으로, 고정 된 구강 기관 튜브의 제거는 침습적 기관 절개술과 달리 생존 수술과 호환되는 간단한 절차입니다. 이를 통해 LIRI 및 관련 장애의 진행 및 해결을 이해하고 만성 손상 모델을 만드는 데 중점을 둔 장기 연구 연구가 가능합니다.
Protocol
Representative Results
Discussion
이 원고는 Dodd-o et al.9에 의해 개발 된 환기 된 폐 IR 모델을 수행하는 단계를 자세히 설명합니다. 이 모델은 분리 된 폐 IR 14,15,16,17, 공존하는 감염과 결합 된 폐 IR 18, 장-폐 축 및 장내 미생물 군집의 기여와 관련된 폐 IR에서 염증의 생성 및 해결에 관여하는 분자 경로를 식별하는 데 도움이되었습니다13,18,19<sup…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
이 작업은 마취 및 수술 전후 치료부, 캘리포니아 대학교 샌프란시스코 및 샌프란시스코 종합 병원의 부서 지원과 NIH R01 상(AP에): 1R01HL146753으로 자금을 지원받았습니다.
Materials
| Equipment | |||
| Fiber Optic Light Pipe | Cole-Parmer | UX-41720-65 | Fiberoptic light pipe |
| Fiber Optic Light Source | AmScope | SKU: CL-HL250-B | Light source for fiberoptic lights |
| Germinator 500 | Cell Point Scientific, Inc. | No.5-1450 | Bead Sterilizer |
| Heating Pad | AIMS | 14-370-223 | Alternative option |
| Lithium.Ion Grooming Kits(hair clipper) | WAHL home products | SKU 09854-600B | To remove mouse hair on surgical site |
| Microscope | Nikon | SMZ-10 | Other newer options available at the company website |
| MiniVent Ventilator | Havard Apparatus | Model 845 | Mouse ventilator |
| Ultrasonic Cleaner | Cole-Parmer | UX-08895-05 | Clean tools that been used in operation |
| Warming Pad | Kent Scientific | RT-0501 | To keep mouse warm while recovering from surgery |
| Weighing Scale | Cole-Parmer | UX-11003-41 | Weighing scale |
| Surgery Tools | |||
| 4-0 Silk Suture | Ethicon | 683G | For closing muscle layer |
| 7-0 Prolene Suture | Ethicon Industry | EP8734H | Using for making a slip knot of left pulmonary artery |
| Bard-Parker (11) Scalpel (Rib-Back Carbon Steel Surgical Blade, sterile, single use) | Aspen Surgical | 372611 | For entering thoracic cavity (option 1) |
| Bard-Parker (12) Scalpel | Aspen Surgical | 372612 | For entering thoracic cavity (option 2) |
| Extra Fine Graefe Forceps | FST | 11150-10 | Muscle/rib holding forceps |
| Magnetic Fixator Retraction System | FST | 1. Base Plate (Nos. 18200-03) 2. Fixators (Nos. 18200-01) 3. Retractors (Nos. 18200-05 through 18200-12) 4. Elastomer (Nos.18200-07) 5. Retractor(No.18200-08) |
Small Animal Retraction System |
| Monoject Standard Hypodermic Needle | COVIDIEN | 05-561-20 | For medication delivery IP |
| Narrow Pattern Forceps | FST | 11002-12 | Skin level forceps |
| Needle holder/Needle driver | FST | 12565-14 | for holding needles |
| Needles | BD | 305110 | 26 gauge needle for externalizing slipknot (24 or 26 gauge needle okay too) |
| PA/Vessel Dilating forceps | FST | 00125-11 | To hold PA; non-damaging gripper |
| Scissors | FST | 14060-09 | Used for incision and cutting into the muscular layer durging surgery |
| Ultra Fine Dumont micro forceps | FST | 11295-10 (Dumont #5 forceps, Biology tip, tip dimension:0.05*0.02mm,11cm) | For passing through the space between the left pulmonary artery and bronchus |
| Reagents | |||
| 0.25% Bupivacaine | Hospira, Inc. | 0409-1159-02 | Topical analgesic used during surgical wound closure |
| Avertin (2,2,2-Tribromoethanol) | Sigma-Aldrich | T48402-25G | Anesthetic, using for anesthetize the mouse for IR surgery, the concentration used in IR surgery is 250-400 mg/kg. |
| Buprenorphine | Covetrus North America | 59122 | Analgesic: concentration used for surgery is 0.05-0.1 mg/kg |
| Eye Lubricant | BAUSCH+LOMB | Soothe Lubricant Eye Ointment | Relieves dryness of the eye |
| Povidone-Iodine 10% Solution | MEDLINE INDUSTRIES INC | SKU MDS093944H (2 FL OZ, topical antiseptic) | Topical liquid applied for an effective first aid antiseptic at beginning of surgery |
| Materials | |||
| Alcohol Swab | BD brand | BD 326895 | for sterilzing area of injection and surgery |
| Plastic film | KIRKLAND | Stretch-Tite premium | Alternative for covering the sterilized surgical field (more cost effective) |
| Rodent Surgical Drapes | Stoelting | 50981 | Sterile field or drape for surgical field |
| Sterile Cotton Tipped Application | Pwi-Wnaps | 703033 | used for applying eye lubricant |
| Top Sponges | Dukal Corporaton | Reorder # 5360 | Stopping bleeding from skin/muscle |
Referências
- Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. Processes of sterile inflammation. Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).
- Fiser, S. M., et al. Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).
- Lama, V. N., et al. Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop. JCI Insight. 2 (9), 93121 (2017).
- Miao, R., Liu, J., Wang, J. Overview of mouse pulmonary embolism models. Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).
- Mira, J. C., et al. Mouse injury model of polytrauma and shock. Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).
- Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
- Gielis, J. F., et al. A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade. The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).
- Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
- Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung. Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
- Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice. Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).
- Prakash, A., et al. Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice. Shock. 44 (3), 272-279 (2015).
- Prakash, A., et al. Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice. Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).
- Dodd-o, J. M., et al. The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).
- Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).
- Tian, X., et al. NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice. Frontiers in Immunology. 8, 1337 (2017).
- Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice. Frontiers in Microbiology. 10, 159 (2019).
- Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids’ immunometabolic regulation of lung IL-1β, FFAR2, and FFAR3 expression. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).
- Dodd-o, J. M., et al. Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).
