Enkel kontinuerlig glukosemåling hos mus i fritt bevegelige mus
Summary
Her beskriver vi en enkel metode for å implantere en kommersiell kontinuerlig glukosemonitor designet for pasienter på mus og gi skriptene for å analysere resultatene.
Abstract
Mus er en vanlig modellorganisme som brukes til å studere metabolske sykdommer som diabetes mellitus. Glukosenivåer måles vanligvis ved haleblødning, noe som krever håndtering av musene, forårsaker stress og gir ikke data om mus som oppfører seg fritt i den mørke syklusen. State-of-the-art kontinuerlig glukosemåling hos mus krever å sette inn en sonde i musens aortabue, samt et spesialisert telemetrisystem. Denne utfordrende og dyre metoden har ikke blitt tatt i bruk av de fleste laboratorier. Her presenterer vi en enkel protokoll som involverer bruk av kommersielt tilgjengelige kontinuerlige glukosemonitorer som brukes av millioner av pasienter for å måle glukose kontinuerlig i mus som en del av grunnforskningen. Den glukosefølsomme sonden settes inn i det subkutane rommet på baksiden av musen gjennom et lite snitt på huden og holdes på plass tett ved hjelp av et par suturer. Enheten sys på musehuden for å sikre at den forblir på plass. Enheten kan måle glukosenivået i opptil 2 uker og sender dataene til en nærliggende mottaker uten behov for å håndtere musene. Skript for grunnleggende dataanalyse av registrerte glukosenivåer er gitt. Denne metoden, fra kirurgi til beregningsanalyse, er kostnadseffektiv og potensielt svært nyttig i metabolsk forskning.
Introduction
Diabetes mellitus (DM) er en ødeleggende sykdom preget av høyt blodsukkernivå. Type 1 DM kan være et resultat av et autoimmunt angrep på de insulinproduserende betacellene i bukspyttkjertelen. Type 2 DM og svangerskaps DM, derimot, er preget av en svikt i beta-cellene til å utskille tilstrekkelig insulin som respons på en økning i glukosenivået1. Musen er en vanlig modellorganisme som brukes til å studere DM siden den har lignende fysiologi, og dens normale glukosenivåer er nær menneskers. Videre kan spesifikke musestammer utvikle DM på grunn av mutasjoner i viktige signalveier eller etter eksponering for spesifikke dietter, noe som muliggjør sykdomsmodellering 2,3,4.
Blodsukker måles vanligvis hos mus ved hjelp av glukometre designet for pasienter ved å trekke ut en liten dråpe blod (1-2 μL) fra tuppen av musens hale. Denne metoden forårsaker stress og krever håndtering av musen, noe som påvirker glukosenivået og forbyr måling av blodsukkernivået hos mus som oppfører seg fritt, eller når forskeren ikke er i nærheten av5. Blødning av musene kan forårsake stress for nærliggende mus, spesielt for mus i samme bur hvis glykemi ikke er målt ennå, og dermed påvirke resultatene. Mus reagerer forskjellig avhengig av håndtereren, og personen som måler glukose kan påvirke glukosenivået til musene. Disse fallgruvene krever nøye eksperimentell design og ligger til grunn for noen inkonsekvenser mellom eksperimenter.
Det er mulig å måle glukose i fritt bevegelige mus uten blødning ved å implantere glukosesensorer i musens aortabue ved hjelp av toppmoderne telemetri6. De resulterende målingene er veldig gode og kan opprettholdes over en lang periode, men det er utfordrende å implantere disse sensorene, og telemetrisystemet er dyrt, noe som fører til en moderat bruk av denne metoden og ingen adopsjon i ikke-spesialiserte laboratorier. Subkutane eller andre glukosesensorer som er skreddersydd til dimensjonene til musene og deres fysiologi har blitt utviklet de siste årene, men disse krever igjen dyktige eksperter og er i noen tilfeller kostbare 6,7,8,9,10.
Kommersielle kontinuerlige glukosemonitorer (CGM) som opprinnelig ble utviklet for å overvåke glukosenivåene til DM-pasienter, tilbyr et annet alternativ for å måle glukose i fritt bevegelige mus, med lavere kostnader og krav til teknisk ekspertise enn implanterte sonder. Slike sonder har blitt brukt i grunnforskning av noen få laboratorier 5,11,12,13,14,15 inkludert våre kolleger som brukte denne protokollen 16. Disse enhetene inkluderer vanligvis en sensor, en monteringsenhet, en mottaker og et program. Sensoren har en kanyle som styrer den enzymatiske glukosensoren, tape, en energikilde, korttidsminne og en trådløs kommunikasjonsmodul som lagrer og sender dataene til mottakeren. Mottakeren kan vise gjeldende glukosenivåer og sender dataene til en server; Denne mottakeren kan være en mobiltelefon. Programvaren gir data for pasienten og det medisinske behandlingsteamet om pasientens glykemi. Hos pasienter festes sensoren enkelt ved hjelp av monteringsenheten. Kanylen settes inn subkutant ved å presse monteringsenheten mot huden, og sensoren holder seg på plass ved hjelp av tape.
Dette er en detaljert protokoll for å tilpasse en kommersiell CGM-enhet for å måle glukosenivået i mus. Denne protokollen beskriver hvordan du kirurgisk setter inn glukosesensoren og fester den til musen. Skript for grunnleggende dataanalyse og datavisualisering tilbys. De potensielle fallgruvene, feilsøking og eksempler på standardresultater er gitt. Protokollen nedenfor er spesifikk for en bestemt CGM, men kan enkelt tilpasses andre typer kommersielle CGM etter hvert som de blir tilgjengelige.
Protocol
Representative Results
Discussion
Denne protokollen tilbyr en enkel, billig metode for å overvåke glukosenivået hos mus som ikke krever utfordrende mikrokirurgi og ikke involverer blødning eller håndtering av musene. Metoden er enkel å implementere i alle anlegg og forårsaker ikke dødelighet, smerte eller overdreven ubehag for musene. Det mest kritiske trinnet i protokollen er å sette kanylen til glukosesensoren under musens hud. Tilsetningen av noen få suturer gjør at kanylen kan holde seg på plass i lengre tid. Sensorene er små og kan bli …
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Vi takker Dvir Mintz DVM og veterinær- og dyreholdspersonalet på dyreavdelingen, samt medlemmer av gruppen vår, for fruktbare diskusjoner. Denne studien ble støttet av et Israel Science Foundation-stipend 1541/21 tildelt DBZ, DBZ, er et Zuckerman STEM-fakultet.
Materials
| 2% Chlorhexidine Gluconate and 70% Isopropyl Alcohol | 3M | ID 7000136290 | |
| 5% Dextrose and 0.45% Sodium Chloride Injection, USP | Braun | L6120 | |
| Castroviejo needle holder | FST | 12061-02 | |
| Extra Fine Bonn scissors | FST | 14084-08 | |
| FreeStyle Libre 1 reader | Abbott | ART27543 | |
| FreeStyle Libre sensor | Abbott | ART36687 | |
| FreeStyle Libre sensor applicator | Abbott | ART36787 | |
| Gauze pads | Sion medical | PC912017 | |
| Graefe Forceps | FST | 11052-10 | |
| Hair Removal Cream | Veet | 3116523 | |
| High-fat high-sucrose diet | Envigo Teklad diets | TD.08811 | |
| Isoflurane, USP Terrell | Piramal | 26675-46-7 | |
| Meloxicam 5 mg/mL | Chanelle Pharma | 08749/5024 | |
| MiniARCO Clipper kit | Moser | CL8787-KIT | |
| PROLENE Polypropylene Suture 5-0 | Ethicon | 8725H | |
| Puralube Opthalmic Ointment | Perrigo | 574402511 | |
| Q-tips | B.H.W | 271676 | |
| SomnoSuite Low-Flow Anesthesia System | Kent Scientific | SOMNO |
Referências
- Polonsky, K. S. The past 200 years in diabetes. New England Journal of Medicine. 367 (14), 1332-1340 (2012).
- Rees, D. A., Alcolado, J. C. Animal models of diabetes mellitus. Diabetic Medicine. 22 (4), 359-370 (2005).
- Pearson, J. A., Wong, F. S., Wen, L. The importance of the non-obese diabetic (NOD) mouse model in autoimmune diabetes. Journal of Autoimmunity. 66, 76-88 (2016).
- Heydemann, A. An overview of murine high fat diet as a model for Type 2 diabetes mellitus. Journal of Diabetes Research. 2016, 2902351 (2016).
- Kennard, M. R., et al. The use of mice in diabetes research: The impact of experimental protocols. Diabetic Medicine. 38 (12), 14705 (2021).
- Klueh, U., et al. Continuous glucose monitoring in normal mice and mice with prediabetes and diabetes. Diabetes Technology and Therapeutics. 8 (3), 402-412 (2006).
- Wuyts, C., Simoens, C., Pinto, S., Philippaert, K., Vennekens, R. Continuous glucose monitoring during pregnancy in healthy mice. Scientific Reports. 11, 4450 (2021).
- Korstanje, R., et al. Continuous glucose monitoring in female NOD mice reveals daily rhythms and a negative correlation with body temperature. Endocrinology. 158 (9), 2707-2712 (2017).
- Han, B. G., et al. Markers of glycemic control in the mouse: Comparisons of 6-h-and overnight-fasted blood glucoses to Hb A1c. American Journal of Physiology – Endocrinology and Metabolism. 295 (4), 981-986 (2008).
- Xie, X., et al. Reduction of measurement noise in a continuous glucose monitor by coating the sensor with a zwitterionic polymer. Nature Biomedical Engineering. 2 (12), 894-906 (2018).
- Van Der Meulen, T., et al. Urocortin3 mediates somatostatin-dependent negative feedback control of insulin secretion. Nature Medicine. 21 (7), 769-776 (2015).
- Peterson, Q. P., et al. A method for the generation of human stem cell-derived alpha cells. Nature Communications. 11, 2241 (2020).
- Klueh, U., Liu, Z., Feldman, B., Kreutzer, D. Interstitial fluid physiology as it relates to glucose monitoring technologies: Importance of Interleukin-1 and Interleukin-1 receptor antagonist in short-term glucose sensor function in vivo. Journal of Diabetes Science and Technology. 4 (5), 1073 (2010).
- Klueh, U., Antar, O., Qiao, Y., Kreutzer, D. L. Role of interleukin-1/interleukin-1 receptor antagonist family of cytokines in long-term continuous glucose monitoring in vivo. Journal of Diabetes Science and Technology. 7 (6), 1538 (2013).
- Klueh, U., Kaur, M., Qiao, Y., Kreutzer, D. L. Critical role of tissue mast cells in controlling long-term glucose sensor function in vivo. Biomaterials. 31 (16), 4540-4551 (2010).
- Kogot-Levin, A., et al. Mapping the metabolic reprogramming induced by sodium-glucose cotransporter 2 inhibition. JCI Insight. , 164296 (2023).
