Summary

Klarlägga metabolismen av 2,4-dibromfenol i växter

Published: February 10, 2023
doi:

Summary

I detta protokoll beskrivs en enkel och effektiv metod för identifiering av 2,4-dibromfenolmetaboliter i växter.

Abstract

Grödor kan i stor utsträckning utsättas för organiska föroreningar, eftersom marken är en viktig sänka för föroreningar som slängs i miljön. Detta skapar potentiell mänsklig exponering genom konsumtion av livsmedel som ackumulerats av föroreningar. Att belysa upptaget och metabolismen av xenobiotika i grödor är avgörande för bedömningen av exponeringsrisken via kosten hos människor. För sådana experiment kräver dock användningen av intakta växter långsiktiga experiment och komplexa provberedningsprotokoll som kan påverkas av olika faktorer. Växtkalluskulturer i kombination med högupplösande masspektrometri (HRMS) kan ge en lösning för noggrann och tidsbesparande identifiering av metaboliter av xenobiotika i växter, eftersom det kan undvika störningar från den mikrobiella eller svampmikromiljön, förkorta behandlingstiden och förenkla matriseffekten av intakta växter. 2,4-dibromfenol, ett typiskt flamskyddsmedel och hormonstörande ämne, valdes som modellämne på grund av dess utbredda förekomst i jord och dess upptagspotential i växter. Här genererades förhårdnader från aseptikfrön och exponerades för sterilt 2,4-dibromfenolhaltigt odlingsmedium. Resultaten visade att åtta metaboliter av 2,4-dibromfenol identifierades i växtens förhårdnadsvävnader efter 120 timmars inkubation. Detta tyder på att 2,4-dibromfenol snabbt metaboliserades i växtens förhårdnadsvävnader. Således är odlingsplattformen för förhårdnader en effektiv metod för att utvärdera upptaget och metabolismen av xenobiotika i växter.

Introduction

Ett ökande antal organiska föroreningar har släppts ut i miljön på grund av antropogena aktiviteter 1,2, och marken anses vara en viktig sänka för dessa föroreningar 3,4. Föroreningarna i marken kan tas upp av växter och potentiellt överföras till organismer på högre trofisk nivå längs näringskedjorna, genom att direkt komma in i människokroppen genom konsumtion av grödor, vilket leder till oavsiktlig exponering 5,6. Växter använder olika vägar för att metabolisera xenobiotika för avgiftning7; Att belysa metabolismen av xenobiotika är viktigt, eftersom det styr det faktiska ödet för föroreningar i växter. Eftersom metaboliterna kan utsöndras av bladen (till atmosfären) eller rötterna, ger bestämning av metaboliterna i de mycket tidiga faserna av exponeringen möjlighet att testa ett utökat antal metaboliter8. Studier med intakta växter kräver dock långsiktiga experiment och komplexa provberedningsprotokoll som kan påverkas av olika faktorer.

Växtförhårdnadskulturer är därför ett bra alternativ för att studera metabolismen av xenobiotika i planta, eftersom de kan förkorta behandlingstiden avsevärt. Dessa kulturer utesluter mikrobiell interferens och fotokemisk nedbrytning, förenklar matriseffekten av intakta växter, standardiserar odlingsförhållandena och kräver mindre experimentell ansträngning. Växtkalluskulturer har framgångsrikt tillämpats som ett alternativt tillvägagångssätt i metaboliska studier av triklosan9, nonylfenol10 och tebukonazol8. Dessa studier visade att de metaboliska mönstren i kalluskulturer liknade dem i intakta växter. Denna studie föreslår en metod för effektiv och noggrann identifiering av metaboliter av xenobiotika i växter utan komplexa och tidskrävande protokoll. Här använder vi växtkalluskulturer i kombination med högupplösande masspektrometri för analys av metaboliter med lågintensiva signaler11,12.

För detta ändamål exponerades morotssuspensioner (Daucus carota var. sativus) för 100 μg/l 2,4-dibromfenol under 120 timmar i en skakapparat vid 130 varv per minut och 26 °C. 2,4-dibromfenol valdes på grund av dess störande endokrina aktivitet13 och utbredda förekomst i jord14. Metaboliterna extraherades och analyserades med högupplösande masspektrometri. Protokollet som föreslås här kan undersöka metabolismen i planta av andra typer av organiska föreningar som kan joniseras.

Protocol

1. Differentiering av morotsvalster OBS: Autoklavera all utrustning som används här och utför alla operationer i en UV-steriliserad ultraren arbetsbänk. Skölj fröna genom att sänka ner de enhetliga morotsfröna (Daucus carota var. sativus) i avjoniserat vatten vid 4 °C i 16 timmar. Ytsterilisera de vernaliserade fröna med 75 % etanol i 20 minuter och skölj sedan tre gånger med sterilt avjoniserat vatten under aseptiska förhållanden.</l…

Representative Results

Protokollets steg visas i figur 1. I enlighet med protokollet jämförde vi kromatogrammet för morotsvalusextraktet från 2,4-dibromfenolbehandlingen med kontrollerna och fann åtta distinkta toppar som finns i 2,4-dibromfenolbehandlingen men saknas i kontrollerna (figur 2). Detta tyder på att totalt åtta metaboliter av 2,4-dibromfenol (M562, M545, M661, M413, M339, M380, M424 och M187) framgångsrikt detekterades i den 2,4-dibromfenolbehandlade morotsvalusen…

Discussion

Detta protokoll utvecklades för att effektivt identifiera biotransformationen av xenobiotika i växter. Det kritiska steget i detta protokoll är odlingen av växtförhårdnaden. Den svåraste delen är differentieringen och underhållet av växtförhårdnaden, eftersom växtförhårdnaden lätt infekteras och utvecklas till växtvävnader. Därför är det viktigt att se till att all utrustning som används är autoklaverad och att alla operationer utförs under aseptiska förhållanden. Differentieringen och underhål…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denna studie stöddes av National Natural Science Foundation of China (21976160) och Zhejiang Province Public Welfare Technology Application Research Project (LGF21B070006).

Materials

2,4-dichlorophenoxyacetic acid WAKO 1 mg/L
20% H2O2 Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd. 10011218-500ML
4-n-NP, >99% Dr. Ehrenstorfer GmbH
4-n-NP-d4 Pointe-Claire
6-benzylaminopurine WAKO 0.5 mg/L
75% ethanol Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd. 1269101-500ML
7890A-5975 gas chromatography Agilent
ACQULTY ultra-performance liquid chromatography Waters
Amber glass vials Waters
Artificial climate incubator Ningbo DongNan Lab Equipment Co.,LTD RDN-1000A-4
Autoclaves STIK MJ-Series
C18 column ACQUITY UPLC BEH
Centrifuge Thermo Fisher
DB-5MS capillary column Agilent
Dichloromethane Sigma-Aldrich 40071190-4L
Freeze dryer SCIENTZ 
High-throughput tissue grinder SCIENTZ 
Methanol Sigma-Aldrich
MicrOTOF-QII mass spectrometer Bruker Daltonics
Milli-Q system Millipore MS1922801-4L
Murashige & Skoog medium HOPEBIO HB8469-7
N-hexane Sigma-Aldrich H109658-4L
Nitrogen blowing instrument  AOSHENG MD200-2
NP isomers, >99% Dr. Ehrenstorfer GmbH
Oasis HLB cartridges Waters 60 mg/3 mL
Research plus Eppendorf 100-1000 µL
Seeds of Little Finger carrot (Daucus carota var. sativus)  Shouguang Seed Industry Co., Ltd
Shaking Incubators Shanghai bluepard instruments Co.,ltd. THZ-98AB
Solid phase extractor AUTO SCIENCE
Ultrasound machine ZKI UC-6
UV-sterilized ultra-clean workbench AIRTECH

Referências

  1. Chakraborty, P., et al. Baseline investigation on plasticizers, bisphenol A, polycyclic aromatic hydrocarbons and heavy metals in the surface soil of the informal electronic waste recycling workshops and nearby open dumpsites in Indian metropolitan cities. Environmental Pollution. 248, 1036-1045 (2019).
  2. Abril, C., Santos, J. L., Martin, J., Aparicio, I., Alonso, E. Occurrence, fate and environmental risk of anionic surfactants, bisphenol A, perfluorinated compounds and personal care products in sludge stabilization treatments. Science of the Total Environment. 711, 135048 (2020).
  3. Xu, Y. W., et al. Determination and occurrence of bisphenol A and thirteen structural analogs in soil. Chemosphere. 277, 130232 (2021).
  4. Cai, Q. Y., et al. Occurrence of nonylphenol and nonylphenol monoethoxylate in soil and vegetables from vegetable farms in the Pearl River Delta, South China. Archives of Environmental Contamination and Toxicology. 63 (1), 22-28 (2012).
  5. Wang, S. Y., et al. et al Migration and health risks of nonylphenol and bisphenol a in soil-winter wheat systems with long-term reclaimed water irrigation. Ecotoxicology and Environmental Safety. 158, 28-36 (2018).
  6. Gunther, K., Racker, T., Bohme, R. An isomer-specific approach to endocrine-disrupting nonylphenol in infant food. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 65 (6), 1247-1254 (2017).
  7. Van Eerd, L. L., Hoagland, R. E., Zablotowicz, R. M., Hall, J. C. Pesticide metabolism in plants and microorganisms. Weed Science. 51 (4), 472-495 (2003).
  8. Hillebrands, L., Lamshoeft, M., Lagojda, A., Stork, A., Kayser, O. Evaluation of callus cultures to elucidate the metabolism of tebuconazole, flurtamone, fenhexamid, and metalaxyl-M in Brassica napus L., Glycine max (L.) Merr., Zea mays L., and Triticum aestivum L. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 68 (48), 14123-14134 (2020).
  9. Macherius, A., et al. Metabolization of the bacteriostatic agent triclosan in edible plants and its consequences for plant uptake assessment. Environmental Science & Technology. 46 (19), 10797-10804 (2012).
  10. Sun, J. Q., et al. Uptake and metabolism of nonylphenol in plants: Isomer selectivity involved with direct conjugation. Environmental Pollution. 270, 116064 (2021).
  11. Schymanski, E. L., et al. Identifying small molecules via high resolution mass spectrometry: communicating confidence. Environmental Science & Technology. 48 (4), 2097-2098 (2014).
  12. Moschet, C., Anumol, T., Lew, B. M., Bennett, D. H., Young, T. M. Household dust as a repository of chemical accumulation: new insights from a comprehensive high-resolution mass spectrometric study. Environmental Science & Technology. 52 (5), 2878-2887 (2018).
  13. Ren, Z., et al. Hydroxylated PBDEs and brominated phenolic compounds in particulate matters emitted during recycling of waste printed circuit boards in a typical e-waste workshop of South China. Environmental Pollution. 177, 71-77 (2013).
  14. de Wit, C. A. An overview of brominated flame retardants in the environment. Chemosphere. 46 (5), 583-624 (2002).
  15. Sun, J. Q., Chen, Q., Qian, Z. X., Zheng, Y., Yu, S. A., Zhang, A. P. Plant Uptake and Metabolism of e,4-Dibromophenol in Carrot: In Vitro Enzymatic Direct Conjugation. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 66 (17), 4328-4335 (2018).
  16. Chibwe, L., Titaley, I. A., Hoh, E., Simonich, S. L. M. Integrated framework for identifying toxic transformation products in complex environmental mixtures. Environmental Science & Technology Letters. 4 (2), 32-43 (2017).
  17. Hollender, J., Schymanski, E. L., Singer, H. P., Ferguson, P. L. Nontarget screening with high resolution mass spectrometry in the environment: ready to go. Environmental Science & Technology. 51 (20), 11505-11512 (2017).
  18. Nafisi, M., Fimognari, L., Sakuragi, Y. Interplays between the cell wall and phytohormones in interaction between plants and necrotrophic pathogens. Phytochemistry. 112, 63-71 (2015).
  19. Zhang, Q., et al. Multiple metabolic pathways of 2,4,6-tribromophenol in rice plants. Environmental Science & Technology. 53 (13), 7473-7482 (2019).
  20. Hou, X., et al. Glycosylation of tetrabromobisphenol A in pumpkin. Environmental Science & Technology. 53 (15), 8805-8812 (2019).

Play Video

Citar este artigo
Wu, J., Yang, X., Wang, Q., Zhou, Q., Zhang, A., Sun, J. Elucidating the Metabolism of 2,4-Dibromophenol in Plants. J. Vis. Exp. (192), e65089, doi:10.3791/65089 (2023).

View Video