Summary

マウスにおける非侵襲的気管内リポ多糖点滴

Published: March 31, 2023
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Summary

ここでは、非侵襲的中咽頭気管内挿管 を介した 気管内リポ多糖(LPS)送達のプロトコルを提案します。この方法は、動物の外科的処置の外傷を最小限に抑え、LPSを気管、次に肺に正確に送達します。

Abstract

リポ多糖(LPS)またはエンドトキシンによって誘導される急性肺損傷(ALI)マウスモデルは、急性肺損傷または急性炎症の動物実験において依然として最も一般的に使用されているモデルの1つです。急性肺損傷マウスモデルにおいて現在最も一般的に使用されている方法は、LPSの腹腔内注射とLPSの気管注入のための気管切開である。しかし、前者の方法は肺の標的化を欠いて他の臓器に損傷を与え、後者の方法は手術外傷、感染リスク、および低い生存率を誘発します。ここでは,マウスへのLPS点滴に対する非侵襲的中咽頭気管内挿管法を推奨する.この方法では、LPSは、気管内挿管のための装置の助けを借りて肺に点滴される口腔咽頭腔を通して気管に非侵襲的に導入される。この方法は、肺の標的化を保証するだけでなく、動物の損傷や死亡のリスクを回避します。このアプローチは、急性肺障害の分野で広く使用されるようになることが期待されます。

Introduction

急性肺損傷(ALI)は一般的な臨床症候群です。さまざまな病原性因子の下で、肺上皮細胞および血管内皮細胞の生理学的障壁の破壊は、肺胞透過性の増加をもたらし、それによって肺コンプライアンスの低下、肺水腫、および重度の低酸素血症を引き起こします1。急性呼吸窮迫症候群(ARDS)は、ALIの最も重篤な形態です。制御されていない炎症と酸化ストレス損傷は、ALIとより重篤なARDSの主な原因であると考えられています2。外傷により肺胞上皮細胞が直接傷害を受けると、肺胞マクロファージの炎症反応連鎖が活性化し、肺に炎症が起こります3。世界的には、年間300万人以上の急性ARDS患者がおり、集中治療室の入院の約10%を占めています。さらに、重症例の死亡率は46%高い4,5,6したがって、その病因を研究するためにALIの適切な動物モデルを確立する必要がある。マウスは、その気道がALI研究のためにヒトの気道をうまくシミュレートできるため、ALIの研究で最も一般的に使用される実験動物です。さらに、ALIは、大量の炎症性細胞浸潤、肺血管透過性の増加、および肺水腫として現れます。血清中の炎症性サイトカインおよび肺乾燥湿潤重量比の変化は、ALI7の程度を反映する。

現在、マウスにおけるLPS誘発ALIをモデル化するための主な方法には、鼻腔内および外科的気管挿管が含まれます8,9。今回,非侵襲的中咽頭挿管によりLPSを気管内に送達する新しい手法を提案する.この方法は、照明付き挿管器を使用してマウスの気管を見つけ、LPSを気管と肺に送達します。この方法は、鼻腔内送達法よりも正確にLPSを肺に送達する。外科的気管挿管と比較して、この方法は手術を必要とせず、創傷を引き起こすことを回避し、マウスの痛みを軽減する10。したがって、この方法は、ALIのより説得力のあるマウスモデルを確立するために使用することができる。

Protocol

動物実験プロトコルは、成都中医薬大学の管理委員会によってレビューおよび承認されました(記録番号2021-11)。雄のC57 / BLマウス(20〜25 g、6〜8週齢)を本研究に使用しました。マウスは動物室で飼育され、実験中は自由に飲んだり食べたりした。 1. 事前準備 挿管プラットフォームがベース、ライザー、ペーパークリップ、2つの輪ゴム、およびいくつか…

Representative Results

LPS点眼後12時間における炎症性サイトカインTNF-αの発現と肺乾湿重量比を評価することにより,マウスにおけるLPS点滴の提案方法を検証した。実験には、ブランクコントロール(治療なし)、外科的挿管16、鼻腔内挿管17,18、および非侵襲的中咽頭挿管(n = 6)の4つのグループがありました。ブランク対照群と比較…

Discussion

最初に、気管19の位置を見つけるために口腔内を調べました。しかし、この過程で、C57/BLマウスの気管が狭く、内視鏡20などの機器の助けを借りずにこの方法で正しい位置を見つけることが困難であることを発見しました。さらなる調査の結果、挿管器ランプからの光が体の表面を透過し、オペレータがカニューレ21の位置を決定すること?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

本研究は、中国国家自然科学基金会(第81903902号)、中国ポスドク科学基金会(第2019M663457号)、四川省科学技術プログラム(第2020年版)及び成都大学興林奨学生研究プレモーションプロジェクト(第QJRC2022053号)の支援を受けた。

Materials

Lipopolysaccharide MERK L4130 LPS
Microliter Syringes SHANGHAI GAOGE INDUSTRY AND TRADE CO., LTD 10028505008124 To deliver LPS
Mouse cannula RWD Life Science 803-03008-00 Mouse cannula
Mouse intubation kit RWD Life Science 903-03027-00 Including a base, a riser, a intubator, a surgical forceps and some strings
Pasteur pipette Biosharp life science BS-XG-03 To verify the success of intubation
Pentobarbital sodium Beijing Chemical Co., China 20220918 To anesthetize mice

Referências

  1. Xia, Y., et al. Protective effect of human amnion epithelial cells through endotracheal instillation against lipopolysaccharide-induced acute lung injury in mice. Xi Bao Yu Fen Zi Mian Yi Xue Za Zhi. 33 (1), 7-11 (2017).
  2. Butt, Y., Kurdowska, A., Allen, T. C. Acute lung injury: A clinical and molecular review. Archives of Pathology and Lab Medicine. 140 (4), 345-350 (2016).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. The acute respiratory distress syndrome. The New England Journal of Medicine. 342 (18), 1334-1349 (2000).
  4. Fan, E., Brodie, D., Slutsky, A. S. Acute respiratory distress syndrome: Advances in diagnosis and treatment. JAMA. 319 (7), 698-710 (2018).
  5. Meyer, N. J., Gattinoni, L., Calfee, C. S. Acute respiratory distress syndrome. Lancet. 398 (10300), 622-637 (2021).
  6. An, N., Yang, T., Zhang, X. X., Xu, M. X. Bergamottin alleviates LPS-induced acute lung injury by inducing SIRT1 and suppressing NF-κB. Innate Immunity. 27 (7-8), 543-552 (2021).
  7. Liu, L., et al. Comparative study of trans-oral and trans-tracheal intratracheal instillations in a murine model of acute lung injury. The Anatomical Record. 295 (9), 1513-1519 (2012).
  8. Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary artery ligation and intramyocardial injection in a murine model of infarction. Journal of Visualized Experiments. (52), e2581 (2011).
  9. Li, J., et al. Panaxydol attenuates ferroptosis against LPS-induced acute lung injury in mice by Keap1-Nrf2/HO-1 pathway. Journal of Translational Medicine. 19 (1), 96 (2021).
  10. Zhou, Y., et al. Soluble epoxide hydrolase inhibitor attenuates lipopolysaccharide-induced acute lung injury and improves survival in mice. Shock. 47 (5), 638-645 (2017).
  11. Nosaka, N., et al. Optimal tube length of orotracheal intubation for mice. Laboratory Animals. 53 (1), 79-83 (2019).
  12. Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anaesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Bio-Medica: Atenei Parmensis. 89 (3), 337-342 (2018).
  13. Ehrentraut, H., Weisheit, C. K., Frede, S., Hilbert, T. Inducing acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation. Journal of Visualized Experiments. (149), e59999 (2019).
  14. Yang, H., et al. STAT6 inhibits ferroptosis and alleviates acute lung injury by regulating P53/SLC7A11 pathway. Cell Death & Disease. 13 (6), 530 (2022).
  15. Aramaki, O., et al. Induction of operational tolerance and generation of regulatory cells after intratracheal delivery of alloantigen combined with nondepleting anti-CD4 monoclonal antibody. Transplantation. 76 (9), 1305-1314 (2003).
  16. Lan, W. Activation of mammalian target of rapamycin (mTOR) in a murine model of lipopolysaccharide (LPS) -induced acute lung injury (ALI). Peking Union Medical College. , (2010).
  17. Lv, H., et al. Tenuigenin ameliorates acute lung injury by inhibiting NF-κB and MAPK signalling pathways. Respiratory Physiology & Neurobiology. 216, 43-51 (2015).
  18. Yang, H., Lv, H., Li, H., Ci, X., Peng, L. Oridonin protects LPS-induced acute lung injury by modulating Nrf2-mediated oxidative stress and Nrf2-independent NLRP3 and NF-κB pathways. Cell Communication and Signaling. 17 (1), 62 (2019).
  19. Im, G. H., et al. Improvement of orthotopic lung cancer mouse model via thoracotomy and orotracheal intubation enabling in vivo imaging studies. Laboratory Animals. 48 (2), 124-131 (2014).
  20. Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Laboratory Animals. 42 (2), 222-230 (2008).
  21. Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. Repeated orotracheal intubation in mice. Journal of Visualized Experiments. (157), e60844 (2020).
  22. Zhang, S., et al. Microvesicles packaging IL-1β and TNF-α enhance lung inflammatory response to mechanical ventilation in part by induction of cofilin signaling. International Immunopharmacology. 63, 74-83 (2018).
  23. Feng, Z. Comparative study of different intratracheal instillation in acute lung injury model of mice. Jilin University. , (2010).
  24. Chen, J. H., et al. Comparison of acute lung injury mice model established by intranasal and intratracheal instillation of lipopolysaccharide. Pharmacology and Clinics of Chinese Materia Medica. 38 (02), 222-227 (2022).
  25. Luckow, B., Lehmann, M. H. A simplified method for bronchoalveolar lavage in mice by orotracheal intubation avoiding tracheotomy. BioTechniques. 71 (4), 534-537 (2021).
  26. Cai, Y., Kimura, S. Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung. Journal of Visualized Experiments. (81), e50601 (2013).
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Yu, P., Lin, B., Li, J., Luo, Y., Zhang, D., Sun, J., Meng, X., Hu, Y., Xiang, L. Noninvasive Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation in Mice. J. Vis. Exp. (193), e65151, doi:10.3791/65151 (2023).

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