Niet-invasieve intratracheale lipopolysaccharide-instillatie bij muizen
Summary
Hier stellen we een protocol voor intratracheale lipopolysaccharide (LPS) levering via niet-invasieve orofaryngeale endotracheale intubatie. Deze methode minimaliseert het trauma van de chirurgische procedure voor het dier en levert LPS nauwkeurig af aan de luchtpijp en vervolgens aan de longen.
Abstract
Het muismodel voor acute longschade (ALI) geïnduceerd door lipopolysaccharide (LPS) of endotoxine is nog steeds een van de meest gebruikte modellen in dierstudies van acuut longletsel of acute ontsteking. De huidige meest gebruikte methoden in muismodellen met acuut longletsel zijn een intraperitoneale injectie van LPS en tracheostomie voor de tracheale infusie van LPS. De eerste methode mist echter longtargeting en beschadigt andere organen, en de laatste methode induceert operatief trauma, infectierisico en een lage overlevingskans. Hier raden we een niet-invasieve orofaryngeale endotracheale intubatiemethode aan voor LPS-instillatie bij muizen. Bij deze methode wordt LPS niet-invasief in de luchtpijp ingebracht via de orofaryngeale holte om in de long te worden ingebracht met behulp van een apparaat voor endotracheale intubatie. Deze methode zorgt niet alleen voor longtargeting, maar voorkomt ook schade en het risico op overlijden bij de dieren. We verwachten dat deze aanpak op grote schaal zal worden gebruikt op het gebied van acuut longletsel.
Introduction
Acuut longletsel (ALI) is een veel voorkomend klinisch syndroom. Onder een verscheidenheid aan pathogene factoren leidt de verstoring van de fysiologische barrière van de longepitheelcellen en vasculaire endotheelcellen tot verhoogde alveolaire permeabiliteit, waardoor verminderde longvolgzaamheid, longoedeem en ernstige hypoxemie1 worden veroorzaakt. Acute respiratory distress syndrome (ARDS) is de meest ernstige vorm van ALI. Ongecontroleerde ontsteking en oxidatieve stressschade worden beschouwd als de belangrijkste oorzaken van ALI en de meer ernstige ARDS2. Wanneer alveolaire epitheelcellen direct gewond raken als gevolg van trauma, wordt de ontstekingsreactieketen van alveolaire macrofagen geactiveerd, wat leidt tot ontsteking in de long3. Wereldwijd zijn er meer dan 3 miljoen patiënten met acute ARDS per jaar, en zij zijn goed voor ongeveer 10% van de opnames op de intensive care; Bovendien is het sterftecijfer in ernstige gevallen zo hoog als 46%4,5,6. Daarom is het nodig om een geschikt diermodel van ALI vast te stellen om de pathogenese ervan te bestuderen. De muis is het meest gebruikte proefdier in de studie van ALI, omdat de luchtwegen de menselijke luchtwegen goed kunnen simuleren voor ALI-studies. Bovendien manifesteert ALI zich als massale inflammatoire celinfiltratie, verhoogde pulmonale vasculaire permeabiliteit en longoedeem. De veranderingen in inflammatoire cytokines in serum en de long dry-wet weight ratio weerspiegelen de mate van ALI7.
Op dit moment omvatten de belangrijkste methoden voor het modelleren van LPS-geïnduceerde ALI bij muizen intranasale en chirurgische tracheale intubatie 8,9. Hier stellen we een nieuwe methode voor om LPS in de luchtpijp af te leveren via niet-invasieve orofaryngeale intubatie. Deze methode maakt gebruik van een verlichte intubator om de luchtpijp van de muis te vinden en levert vervolgens LPS af in de luchtpijp en long. Deze methode levert LPS nauwkeuriger aan de longen dan de intranasale toedieningsmethode. In vergelijking met chirurgische tracheale intubatie vereist deze methode geen operatie, vermijdt het veroorzaken van wonden en vermindert het de pijn bij muizen10. Daarom kan deze methode worden gebruikt om een overtuigender muismodel van ALI vast te stellen.
Protocol
Representative Results
Discussion
In eerste instantie keken we in de mondholte om de locatie van de luchtpijp19 te vinden. Tijdens dit proces ontdekten we echter dat de luchtpijp van C57 / BL-muizen smal is, waardoor het moeilijk is om de juiste locatie te vinden met deze methode zonder de hulp van apparatuur zoals een endoscoop20. Bij verder onderzoek ontdekten we dat het licht van de intubatorlamp het oppervlak van het lichaam kon binnendringen, waardoor de operator de positie van de canule<sup class="xre…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dit werk werd ondersteund door de National Natural Science Foundation of China (nr.: 81903902), de China Postdoctoral Science Foundation (nr.: 2019M663457), het Sichuan Science and Technology Program (nr.: 2020YJ0172) en het Xinglin Scholar Research Premotion Project van Chengdu University of TCM (nr.: QJRC2022053).
Materials
| Lipopolysaccharide | MERK | L4130 | LPS |
| Microliter Syringes | SHANGHAI GAOGE INDUSTRY AND TRADE CO., LTD | 10028505008124 | To deliver LPS |
| Mouse cannula | RWD Life Science | 803-03008-00 | Mouse cannula |
| Mouse intubation kit | RWD Life Science | 903-03027-00 | Including a base, a riser, a intubator, a surgical forceps and some strings |
| Pasteur pipette | Biosharp life science | BS-XG-03 | To verify the success of intubation |
| Pentobarbital sodium | Beijing Chemical Co., China | 20220918 | To anesthetize mice |
Referências
- Xia, Y., et al. Protective effect of human amnion epithelial cells through endotracheal instillation against lipopolysaccharide-induced acute lung injury in mice. Xi Bao Yu Fen Zi Mian Yi Xue Za Zhi. 33 (1), 7-11 (2017).
- Butt, Y., Kurdowska, A., Allen, T. C. Acute lung injury: A clinical and molecular review. Archives of Pathology and Lab Medicine. 140 (4), 345-350 (2016).
- Ware, L. B., Matthay, M. A. The acute respiratory distress syndrome. The New England Journal of Medicine. 342 (18), 1334-1349 (2000).
- Fan, E., Brodie, D., Slutsky, A. S. Acute respiratory distress syndrome: Advances in diagnosis and treatment. JAMA. 319 (7), 698-710 (2018).
- Meyer, N. J., Gattinoni, L., Calfee, C. S. Acute respiratory distress syndrome. Lancet. 398 (10300), 622-637 (2021).
- An, N., Yang, T., Zhang, X. X., Xu, M. X. Bergamottin alleviates LPS-induced acute lung injury by inducing SIRT1 and suppressing NF-κB. Innate Immunity. 27 (7-8), 543-552 (2021).
- Liu, L., et al. Comparative study of trans-oral and trans-tracheal intratracheal instillations in a murine model of acute lung injury. The Anatomical Record. 295 (9), 1513-1519 (2012).
- Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary artery ligation and intramyocardial injection in a murine model of infarction. Journal of Visualized Experiments. (52), e2581 (2011).
- Li, J., et al. Panaxydol attenuates ferroptosis against LPS-induced acute lung injury in mice by Keap1-Nrf2/HO-1 pathway. Journal of Translational Medicine. 19 (1), 96 (2021).
- Zhou, Y., et al. Soluble epoxide hydrolase inhibitor attenuates lipopolysaccharide-induced acute lung injury and improves survival in mice. Shock. 47 (5), 638-645 (2017).
- Nosaka, N., et al. Optimal tube length of orotracheal intubation for mice. Laboratory Animals. 53 (1), 79-83 (2019).
- Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anaesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Bio-Medica: Atenei Parmensis. 89 (3), 337-342 (2018).
- Ehrentraut, H., Weisheit, C. K., Frede, S., Hilbert, T. Inducing acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation. Journal of Visualized Experiments. (149), e59999 (2019).
- Yang, H., et al. STAT6 inhibits ferroptosis and alleviates acute lung injury by regulating P53/SLC7A11 pathway. Cell Death & Disease. 13 (6), 530 (2022).
- Aramaki, O., et al. Induction of operational tolerance and generation of regulatory cells after intratracheal delivery of alloantigen combined with nondepleting anti-CD4 monoclonal antibody. Transplantation. 76 (9), 1305-1314 (2003).
- Lan, W. Activation of mammalian target of rapamycin (mTOR) in a murine model of lipopolysaccharide (LPS) -induced acute lung injury (ALI). Peking Union Medical College. , (2010).
- Lv, H., et al. Tenuigenin ameliorates acute lung injury by inhibiting NF-κB and MAPK signalling pathways. Respiratory Physiology & Neurobiology. 216, 43-51 (2015).
- Yang, H., Lv, H., Li, H., Ci, X., Peng, L. Oridonin protects LPS-induced acute lung injury by modulating Nrf2-mediated oxidative stress and Nrf2-independent NLRP3 and NF-κB pathways. Cell Communication and Signaling. 17 (1), 62 (2019).
- Im, G. H., et al. Improvement of orthotopic lung cancer mouse model via thoracotomy and orotracheal intubation enabling in vivo imaging studies. Laboratory Animals. 48 (2), 124-131 (2014).
- Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Laboratory Animals. 42 (2), 222-230 (2008).
- Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. Repeated orotracheal intubation in mice. Journal of Visualized Experiments. (157), e60844 (2020).
- Zhang, S., et al. Microvesicles packaging IL-1β and TNF-α enhance lung inflammatory response to mechanical ventilation in part by induction of cofilin signaling. International Immunopharmacology. 63, 74-83 (2018).
- Feng, Z. Comparative study of different intratracheal instillation in acute lung injury model of mice. Jilin University. , (2010).
- Chen, J. H., et al. Comparison of acute lung injury mice model established by intranasal and intratracheal instillation of lipopolysaccharide. Pharmacology and Clinics of Chinese Materia Medica. 38 (02), 222-227 (2022).
- Luckow, B., Lehmann, M. H. A simplified method for bronchoalveolar lavage in mice by orotracheal intubation avoiding tracheotomy. BioTechniques. 71 (4), 534-537 (2021).
- Cai, Y., Kimura, S. Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung. Journal of Visualized Experiments. (81), e50601 (2013).
