Неинвазивная инстилляция липополисахаридов у мышей
Summary
Здесь мы предлагаем протокол интратрахеальной доставки липополисахаридов (ЛПС) с помощью неинвазивной орофарингеальной эндотрахеальной интубации. Этот метод минимизирует травматичность хирургического вмешательства для животного и точно доставляет ЛПС в трахею, а затем в легкие.
Abstract
Модель мышей с острым повреждением легких (ОПЛ), индуцированная липополисахаридом (ЛПС) или эндотоксином, по-прежнему является одной из наиболее часто используемых моделей в исследованиях на животных острого повреждения легких или острого воспаления. В настоящее время наиболее часто используемыми методами в моделях мышей с острым повреждением легких являются внутрибрюшинная инъекция ЛПС и трахеостомия для трахеальной инфузии ЛПС. Однако в первом методе отсутствует нацеливание на легкие и повреждаются другие органы, а второй метод вызывает операционную травму, риск инфекции и низкую выживаемость. Здесь мы рекомендуем неинвазивный метод орофарингеальной эндотрахеальной интубации для инстилляции ЛПС у мышей. В этом методе ЛПС неинвазивно вводится в трахею через ротоглотку для закапывания в легкое с помощью аппарата для эндотрахеальной интубации. Этот метод не только обеспечивает воздействие на легкие, но и позволяет избежать повреждений и риска смерти животных. Мы ожидаем, что этот подход получит широкое распространение в области острого поражения легких.
Introduction
Острое повреждение легких (ОПЛ) является распространенным клиническим синдромом. Под действием множества патогенных факторов нарушение физиологического барьера эпителиальных клеток легких и эндотелиальных клеток сосудов приводит к увеличению альвеолярной проницаемости, тем самым вызывая снижение податливости легких, отек легких и тяжелую гипоксемию1. Острый респираторный дистресс-синдром (ОРДС) является наиболее тяжелой формой ОПЛ. Неконтролируемое воспаление и повреждение окислительным стрессом считаются основными причинами ОП и более тяжелого ОРДС2. Когда альвеолярные эпителиальные клетки непосредственно повреждаются из-за травмы, активируется цепочка воспалительного ответа альвеолярных макрофагов, что приводит к воспалению в легком3. Во всем мире ежегодно насчитывается более 3 миллионов пациентов с острым ОРДС, и на их долю приходится примерно 10% госпитализаций в отделения интенсивной терапии; Кроме того, смертность в тяжелых случаях достигает 46%4,5,6. Поэтому существует необходимость в создании подходящей животной модели ОПП для изучения его патогенеза. Мышь является наиболее часто используемым экспериментальным животным при изучении ОПЛ, поскольку ее дыхательные пути могут хорошо имитировать дыхательные пути человека для исследований ОПЛ. Кроме того, ОПГ проявляется в виде массивной воспалительной инфильтрации клеток, повышенной проницаемости легочных сосудов и отека легких. Изменения воспалительных цитокинов в сыворотке крови и соотношения массы сухого и влажного легких отражают степень ALI7.
В настоящее время к основным методам моделирования ЛПС-индуцированного ОПП у мышей относятся интраназальная и хирургическая интубация трахеи 8,9. Здесь мы предлагаем новый метод доставки ЛПС в трахею с помощью неинвазивной орофарингеальной интубации. Этот метод использует интубатор с подсветкой, чтобы найти трахею мыши, а затем доставляет ЛПС в трахею и легкие. Этот метод доставки ЛПС в легкие более точно, чем интраназальный способ доставки. По сравнению с хирургической интубацией трахеи, этот метод не требует хирургического вмешательства, позволяет избежать нанесения ран и уменьшает боль у мышей10. Таким образом, этот метод может быть использован для создания более убедительной мышиной модели ALI.
Protocol
Representative Results
Discussion
Сначала мы заглянули внутрь ротовой полости, чтобы найти расположение трахеи19. Однако во время этого процесса мы обнаружили, что трахея мышей C57/BL узкая, что затрудняет поиск правильного местоположения этим методом без помощи такого оборудования, как эндоскоп20</sup…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Эта работа была поддержана Национальным фондом естественных наук Китая (No: 81903902), Китайским фондом постдокторантуры (No: 2019M663457), Сычуаньской научно-технической программой (No: 2020YJ0172) и Исследовательским проектом Xinglin Scholar Premotion Университета ТКМ Чэнду (No: QJRC2022053).
Materials
| Lipopolysaccharide | MERK | L4130 | LPS |
| Microliter Syringes | SHANGHAI GAOGE INDUSTRY AND TRADE CO., LTD | 10028505008124 | To deliver LPS |
| Mouse cannula | RWD Life Science | 803-03008-00 | Mouse cannula |
| Mouse intubation kit | RWD Life Science | 903-03027-00 | Including a base, a riser, a intubator, a surgical forceps and some strings |
| Pasteur pipette | Biosharp life science | BS-XG-03 | To verify the success of intubation |
| Pentobarbital sodium | Beijing Chemical Co., China | 20220918 | To anesthetize mice |
Referências
- Xia, Y., et al. Protective effect of human amnion epithelial cells through endotracheal instillation against lipopolysaccharide-induced acute lung injury in mice. Xi Bao Yu Fen Zi Mian Yi Xue Za Zhi. 33 (1), 7-11 (2017).
- Butt, Y., Kurdowska, A., Allen, T. C. Acute lung injury: A clinical and molecular review. Archives of Pathology and Lab Medicine. 140 (4), 345-350 (2016).
- Ware, L. B., Matthay, M. A. The acute respiratory distress syndrome. The New England Journal of Medicine. 342 (18), 1334-1349 (2000).
- Fan, E., Brodie, D., Slutsky, A. S. Acute respiratory distress syndrome: Advances in diagnosis and treatment. JAMA. 319 (7), 698-710 (2018).
- Meyer, N. J., Gattinoni, L., Calfee, C. S. Acute respiratory distress syndrome. Lancet. 398 (10300), 622-637 (2021).
- An, N., Yang, T., Zhang, X. X., Xu, M. X. Bergamottin alleviates LPS-induced acute lung injury by inducing SIRT1 and suppressing NF-κB. Innate Immunity. 27 (7-8), 543-552 (2021).
- Liu, L., et al. Comparative study of trans-oral and trans-tracheal intratracheal instillations in a murine model of acute lung injury. The Anatomical Record. 295 (9), 1513-1519 (2012).
- Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary artery ligation and intramyocardial injection in a murine model of infarction. Journal of Visualized Experiments. (52), e2581 (2011).
- Li, J., et al. Panaxydol attenuates ferroptosis against LPS-induced acute lung injury in mice by Keap1-Nrf2/HO-1 pathway. Journal of Translational Medicine. 19 (1), 96 (2021).
- Zhou, Y., et al. Soluble epoxide hydrolase inhibitor attenuates lipopolysaccharide-induced acute lung injury and improves survival in mice. Shock. 47 (5), 638-645 (2017).
- Nosaka, N., et al. Optimal tube length of orotracheal intubation for mice. Laboratory Animals. 53 (1), 79-83 (2019).
- Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anaesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Bio-Medica: Atenei Parmensis. 89 (3), 337-342 (2018).
- Ehrentraut, H., Weisheit, C. K., Frede, S., Hilbert, T. Inducing acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation. Journal of Visualized Experiments. (149), e59999 (2019).
- Yang, H., et al. STAT6 inhibits ferroptosis and alleviates acute lung injury by regulating P53/SLC7A11 pathway. Cell Death & Disease. 13 (6), 530 (2022).
- Aramaki, O., et al. Induction of operational tolerance and generation of regulatory cells after intratracheal delivery of alloantigen combined with nondepleting anti-CD4 monoclonal antibody. Transplantation. 76 (9), 1305-1314 (2003).
- Lan, W. Activation of mammalian target of rapamycin (mTOR) in a murine model of lipopolysaccharide (LPS) -induced acute lung injury (ALI). Peking Union Medical College. , (2010).
- Lv, H., et al. Tenuigenin ameliorates acute lung injury by inhibiting NF-κB and MAPK signalling pathways. Respiratory Physiology & Neurobiology. 216, 43-51 (2015).
- Yang, H., Lv, H., Li, H., Ci, X., Peng, L. Oridonin protects LPS-induced acute lung injury by modulating Nrf2-mediated oxidative stress and Nrf2-independent NLRP3 and NF-κB pathways. Cell Communication and Signaling. 17 (1), 62 (2019).
- Im, G. H., et al. Improvement of orthotopic lung cancer mouse model via thoracotomy and orotracheal intubation enabling in vivo imaging studies. Laboratory Animals. 48 (2), 124-131 (2014).
- Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Laboratory Animals. 42 (2), 222-230 (2008).
- Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. Repeated orotracheal intubation in mice. Journal of Visualized Experiments. (157), e60844 (2020).
- Zhang, S., et al. Microvesicles packaging IL-1β and TNF-α enhance lung inflammatory response to mechanical ventilation in part by induction of cofilin signaling. International Immunopharmacology. 63, 74-83 (2018).
- Feng, Z. Comparative study of different intratracheal instillation in acute lung injury model of mice. Jilin University. , (2010).
- Chen, J. H., et al. Comparison of acute lung injury mice model established by intranasal and intratracheal instillation of lipopolysaccharide. Pharmacology and Clinics of Chinese Materia Medica. 38 (02), 222-227 (2022).
- Luckow, B., Lehmann, M. H. A simplified method for bronchoalveolar lavage in mice by orotracheal intubation avoiding tracheotomy. BioTechniques. 71 (4), 534-537 (2021).
- Cai, Y., Kimura, S. Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung. Journal of Visualized Experiments. (81), e50601 (2013).
