Summary

Isolering, kultur og adipogen induksjon av stromale vaskulære fraksjonsavledede preadipocytter fra periaortafettvev fra mus

Published: July 21, 2023
doi:

Summary

Her beskriver vi isolasjon, kultur og adipogen induksjon av stromale vaskulære fraksjonsavledede preadipocytter fra periaorta-fettvev fra mus, noe som muliggjør studier av perivaskulær fettvevsfunksjon og dens forhold til vaskulære celler.

Abstract

Perivaskulært fettvev (PVAT) er et fettvevsdepot som omgir blodkar og viser fenotypene til hvite, beige og brune adipocytter. Nylige funn har kastet lys over den sentrale rollen som PVAT i regulering av vaskulær homeostase og deltakelse i patogenesen av kardiovaskulære sykdommer. En helhetlig forståelse av PVAT egenskaper og regulering er av stor betydning for utviklingen av fremtidige terapier. Primærkulturer av periaortaadipocytter er verdifulle for å studere PVAT-funksjonen og krysstalen mellom periaortaadipocytter og karceller. Denne artikkelen presenterer en økonomisk og gjennomførbar protokoll for isolering, kultur og adipogen induksjon av stromale vaskulære fraksjonsavledede preadipocytter fra periaortafettvev fra mus, som kan være nyttig for modellering av adipogenese eller lipogenese in vitro. Protokollen skisserer vevsbehandling og celledifferensiering for dyrking av periaortaadipocytter fra unge mus. Denne protokollen vil gi den teknologiske hjørnesteinen på benksiden for undersøkelsen av PVAT-funksjonen.

Introduction

Perivaskulært fettvev (PVAT), en perivaskulær struktur sammensatt av en blanding av modne adipocytter og en stromal vaskulær fraksjon (SVF), antas å interagere med den tilstøtende karveggen via sitt sekretami parakrensk1. Som en kritisk regulator av vaskulær homeostase er PVAT-dysfunksjon involvert i patogenesen av kardiovaskulære sykdommer 2,3,4. SVF for adipocyttvev består av flere forventede cellepopulasjoner, inkludert endotelceller, immunceller, mesotheliumceller, nevronceller og fettstam- og stamceller (ASPCer)5,6. Det er velkjent at ASPC-er bosatt i SVF av fettvev kan gi opphav til modne adipocytter5. SVF antas å være en kritisk kilde til modne adipocytter i PVAT. Flere studier har vist at PVAT-SVF kan differensiere til modne adipocytter under spesifikke induksjonsbetingelser 6,7,8.

For tiden er det to isolasjonssystemer for å isolere SVF fra fettvev, det ene er enzymatisk fordøyelse og det andre er ikke-enzymatisk9. Enzymatiske metoder resulterer vanligvis i et høyere utbytte av kjernefysiske stamceller10. Hittil har fordelene med SVF for å fremme vaskulær regenerering og neovaskularisering i sårheling, urogenitale og kardiovaskulære sykdommer blitt mye demonstrert11, spesielt i dermatologi og plastikkirurgi12,13. Imidlertid har de kliniske anvendelsesutsiktene for PVAT-avledet SVF ikke blitt godt utforsket, noe som kan tilskrives mangelen på en standardisert metode for isolering av SVF fra PVAT. Målet med denne protokollen er å etablere en standardisert tilnærming for isolering, kultur og adipogen induksjon av SVF-avledede preadipocytter fra muse-PVAT som omgir thorax aorta, noe som muliggjør videre undersøkelse av PVAT-funksjon. Denne protokollen optimaliserer vevsbehandling og celledifferensieringsteknikker for dyrking av periaortaadipocytter oppnådd fra unge mus.

Protocol

Dyreprotokollene ble godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee ved Shanghai Chest Hospital tilknyttet Shanghai Jiao Tong University School of Medicine (godkjenningsnummer: KS23010) og var i samsvar med relevante etiske forskrifter. Hann og hunn C57BL/6 mus i alderen 4-8 uker er å foretrekke for dette eksperimentet. 1. Klargjøring av kirurgiske verktøy, buffere og kulturmedier Autoklavkirurgiske verktøy (f.eks. kirurgisk saks og standard tang) ved 12…

Representative Results

Ved hjelp av denne protokollen beskrevet ovenfor isolerte vi nøye PVATer rundt thorax aortaer fra mus (figur 1A-D). Etter vask og hakking av PVATene i små biter med steril saks (figur 1E,F), ble vevsfragmenter fordøyd i en fordøyelsesløsning inneholdende type 1 kollagenase (1 mg/ml) og dispase II (4 mg/ml) og inkubert ved 37 °C på en shaker i 30-45 minutter (figur 1G). Det fo…

Discussion

Vi foreslår en praktisk og gjennomførbar tilnærming for isolering og adipogen induksjon av SVF-avledede preadipocytter fra periaortafettvev fra mus. Fordelene med denne protokollen er at den er enkel og økonomisk. Tilstrekkelig antall mus er avgjørende for vellykket isolasjon, da utilstrekkelig vev kan resultere i lav SVF-tetthet og dårlig veksttilstand, noe som til slutt påvirker lipogen effektivitet. I tillegg er musealder en viktig faktor å vurdere da det adipogene potensialet til SVF avtar med alderen. Rask o…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet av National Natural Science Foundation of China (82130012 og 81830010) og Nurture-prosjektene for grunnforskning ved Shanghai Chest Hospital (tilskuddsnummer: 2022YNJCQ03).

Materials

0.2 μm syringe filters PALL 4612
12-well plate  Labselect 11210
15 mL centrifuge tube Labserv 310109003
3,3',5-triiodo-L-thyronine (T3) Sigma-Aldrich T-2877 1 nM
50 mL centrifuge tube Labselect CT-002-50A
anti-adiponectin Abcam ab22554 1:1,000 working concentration
anti-COX IV CST 4850 1:1,000 working concentration
anti-FABP4 CST 2120 1:1,000 working concentration
anti-PGC1α Abcam ab191838 1:1,000 working concentration
anti-PPARγ Invitrogen MA5-14889 1:1,000 working concentration
anti-UCP1 Abcam ab10983 1:1,000 working concentration
anti-α-Actinin CST 6487 1:1,000 working concentration
BSA Beyotime ST023-200g 1%
C57BL/6 mice aged 4-8 weeks of both sexes Shanghai Model Organisms Center, Inc.
Cell Strainer 70 µm, nylon Falcon 352350
Collagen from calf skin Sigma-Aldrich C8919
Collagenase, Type 1 Worthington LS004196 1 mg/mL
Dexamethasone Sigma-Aldrich D1756 1 μM
Dispase II Sigma-Aldrich D4693-1G 4 mg/mL
Fetal bovine serum  Gibco 16000-044 10%
HEPES Sigma-Aldrich H4034-25G 20 mM
High glucose DMEM Hyclone SH30022.01
IBMX  Sigma-Aldrich I7018 0.5 mM
Incubator with orbital shaker Shanghai longyue Instrument Eruipment Co.,Ltd. LYZ-103B
Insulin (cattle)  Sigma-Aldrich 11070-73-8 1 μM
Isoflurane RWD R510-22-10
Krebs-Ringer's Solution Pricella  PB180347 protect from light 
Microsurgical forceps Beyotime FS233
Microsurgical scissor Beyotime FS217
Oil Red O  Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd A600395-0050
PBS (Phosphate-buffered saline) Sangon Biotech (Shanghai) Co., Ltd B548117-0500
Penicillin-Streptomycin Gibco 15140122
Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG (H+L) Jackson ImmunoResearch  115-035-146 1:5,000 working concentration
Peroxidase AffiniPure Goat Anti-Rabbit IgG (H+L) Jackson ImmunoResearch  111-035-144 1:5,000 working concentration
Rosiglitazone Sigma-Aldrich R2408 1 μM
Standard forceps Beyotime FS225
Surgical scissor Beyotime FS001

Referências

  1. Akoumianakis, I., Antoniades, C. The interplay between adipose tissue and the cardiovascular system: is fat always bad. Cardiovascular Research. 113 (9), 999-1008 (2017).
  2. Huang, C. L., et al. Thoracic perivascular adipose tissue inhibits VSMC apoptosis and aortic aneurysm formation in mice via the secretome of browning adipocytes. Acta Pharmacologica Sinica. 44 (2), 345-355 (2023).
  3. Xia, N., Li, H. The role of perivascular adipose tissue in obesity-induced vascular dysfunction. British Journal of Pharmacology. 174 (20), 3425-3442 (2017).
  4. Brown, N. K., et al. Perivascular adipose tissue in vascular function and disease: a review of current research and animal models. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (8), 1621-1630 (2014).
  5. Ferrero, R., Rainer, P., Deplancke, B. Toward a consensus view of mammalian adipocyte stem and progenitor cell heterogeneity. Trends in Cell Biology. 30 (12), 937-950 (2020).
  6. Angueira, A. R., et al. Defining the lineage of thermogenic perivascular adipose tissue. Nature Metabolism. 3 (4), 469-484 (2021).
  7. Boucher, J. M., et al. Rab27a regulates human perivascular adipose progenitor cell differentiation. Cardiovascular Drugs and Therapy. 32 (5), 519-530 (2018).
  8. Saxton, S. N., Withers, S. B., Heagerty, A. M. Emerging roles of sympathetic nerves and inflammation in perivascular adipose tissue. Cardiovascular Drugs and Therapy. 33 (2), 245-259 (2019).
  9. Ferroni, L., De Francesco, F., Pinton, P., Gardin, C., Zavan, B. Methods to isolate adipose tissue-derived stem cells. Methods in Cell Biology. 171, 215-228 (2022).
  10. Senesi, L., et al. Mechanical and enzymatic procedures to isolate the stromal vascular fraction from adipose tissue: preliminary results. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7, 88 (2019).
  11. Andia, I., Maffulli, N., Burgos-Alonso, N. Stromal vascular fraction technologies and clinical applications. Expert Opinion on Biological Therapy. 19 (12), 1289-1305 (2019).
  12. Suh, A., et al. Adipose-derived cellular and cell-derived regenerative therapies in dermatology and aesthetic rejuvenation. Ageing Research Reviews. 54, 100933 (2019).
  13. Bellei, B., Migliano, E., Picardo, M. Therapeutic potential of adipose tissue-derivatives in modern dermatology. Experimental Dermatology. 31 (12), 1837-1852 (2022).
  14. Kraus, N. A., et al. Quantitative assessment of adipocyte differentiation in cell culture. Adipocyte. 5 (4), 351-358 (2016).
  15. Figueroa, A. M., Stolzenbach, F., Tapia, P., Cortés, V. Differentiation and imaging of brown adipocytes from the stromal vascular fraction of interscapular adipose tissue from newborn mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (192), (2023).
  16. Ma, Y., et al. Methotrexate improves perivascular adipose tissue/endothelial dysfunction via activation of AMPK/eNOS pathway. Molecular Medicine Reports. 15 (4), 2353-2359 (2017).
  17. Li, X., Ballantyne, L. L., Yu, Y., Funk, C. D. Perivascular adipose tissue-derived extracellular vesicle miR-221-3p mediates vascular remodeling. FASEB Journal. 33 (11), 12704-12722 (2019).
  18. Ruan, C. C., et al. Perivascular adipose tissue-derived complement 3 is required for adventitial fibroblast functions and adventitial remodeling in deoxycorticosterone acetate-salt hypertensive rats. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 30 (12), 2568-2574 (2010).
  19. Adachi, Y., et al. Beiging of perivascular adipose tissue regulates its inflammation and vascular remodeling. Nature Communications. 13 (1), 5117 (2022).
  20. Ye, M., et al. Developmental and functional characteristics of the thoracic aorta perivascular adipocyte. Cellular and Molecular Life Sciences. 76 (4), 777-789 (2019).
  21. Stanek, A., Brożyna-Tkaczyk, K., Myśliński, W. The role of obesity-induced perivascular adipose tissue (PVAT) dysfunction in vascular homeostasis. Nutrients. 13 (11), 3843 (2021).
  22. Queiroz, M., Sena, C. M. Perivascular adipose tissue in age-related vascular disease. Ageing Research Reviews. 59, 101040 (2020).
  23. Fitzgibbons, T. P., et al. Similarity of mouse perivascular and brown adipose tissues and their resistance to diet-induced inflammation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301 (4), H1425-H1437 (2011).
  24. Chang, L., et al. Loss of perivascular adipose tissue on peroxisome proliferator-activated receptor-γ deletion in smooth muscle cells impairs intravascular thermoregulation and enhances atherosclerosis. Circulation. 126 (9), 1067-1078 (2012).
  25. Piacentini, L., et al. Genome-wide expression profiling unveils autoimmune response signatures in the perivascular adipose tissue of abdominal aortic aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (2), 237-249 (2019).
  26. Wang, Z., et al. RNA sequencing reveals perivascular adipose tissue plasticity in response to angiotensin II. Pharmacological Research. 178, 106183 (2022).
  27. Shi, K., et al. Ascending aortic perivascular adipose tissue inflammation associates with aortic valve disease. Journal of Cardiology. 80 (3), 240-248 (2022).
  28. Fu, M., et al. Neural crest cells differentiate into brown adipocytes and contribute to periaortic arch adipose tissue formation. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (8), 1629-1644 (2019).
  29. Gil-Ortega, M., Somoza, B., Huang, Y., Gollasch, M., Fernández-Alfonso, M. S. Regional differences in perivascular adipose tissue impacting vascular homeostasis. Trends in Endocrinology & Metabolism. 26 (7), 367-375 (2015).
  30. Bar, A., et al. In vivo magnetic resonance imaging-based detection of heterogeneous endothelial response in thoracic and abdominal aorta to short-term high-fat diet ascribed to differences in perivascular adipose tissue in mice. Journal of the American Heart Association. 9 (21), e016929 (2020).
check_url/pt/65703?article_type=t

Play Video

Citar este artigo
Liang, M., Huang, Y., Jiang, Y., Hu, Y., Cai, Z., He, B. Isolation, Culture, and Adipogenic Induction of Stromal Vascular Fraction-derived Preadipocytes from Mouse Periaortic Adipose Tissue. J. Vis. Exp. (197), e65703, doi:10.3791/65703 (2023).

View Video