Inyección intratecal de ratón recién nacido para la edición del genoma y la administración de fármacos
Summary
El presente protocolo describe las instrucciones paso a paso para realizar inyecciones intratecales en ratones neonatos para la edición de genes y la administración de fármacos.
Abstract
La inyección intratecal es un procedimiento comúnmente empleado tanto en clínicas pediátricas como para adultos, que sirve como un medio eficaz para administrar medicamentos y tratamientos. Al administrar directamente medicamentos y tratamientos en el líquido cefalorraquídeo del sistema nervioso central, este método logra concentraciones localizadas más altas del fármaco al tiempo que reduce los efectos secundarios sistémicos en comparación con otras vías, como las inyecciones intravenosas, subcutáneas o intramusculares. Su importancia se extiende más allá de los entornos clínicos, ya que la inyección intratecal desempeña un papel vital en los estudios preclínicos centrados en el tratamiento de trastornos neurogenéticos en roedores y otros animales grandes, incluidos los primates no humanos. Sin embargo, a pesar de su aplicación generalizada, la inyección intratecal en cachorros jóvenes, especialmente neonatos, plantea importantes desafíos técnicos debido a su pequeño tamaño y naturaleza frágil. La administración exitosa y confiable de inyecciones intratecales en ratones recién nacidos requiere una atención meticulosa a los detalles y una cuidadosa consideración de varios factores. Por lo tanto, existe una necesidad crucial de un protocolo estandarizado que no solo proporcione instrucciones, sino que también destaque las consideraciones técnicas clave y las buenas prácticas de laboratorio para garantizar la coherencia de los procedimientos, así como la seguridad y el bienestar de los animales.
Para abordar esta necesidad insatisfecha, presentamos un protocolo detallado y completo para realizar inyecciones intratecales específicamente en cachorros recién nacidos en el día postnatal 1 (P1). Siguiendo las instrucciones paso a paso, los investigadores pueden realizar inyecciones intratecales con confianza en cachorros neonatos, lo que permite la administración precisa de fármacos, oligonucleótidos antisentido y virus para tratamientos basados en el reemplazo de genes o la edición del genoma. Además, se enfatiza la importancia de adherirse a las buenas prácticas de laboratorio para mantener el bienestar de los animales y garantizar resultados experimentales confiables. Este protocolo tiene como objetivo abordar los desafíos técnicos asociados con las inyecciones intratecales en ratones neonatos, facilitando en última instancia los avances en el campo de la investigación neurogenética que tiene como objetivo desarrollar posibles intervenciones terapéuticas.
Introduction
La inyección intratecal (IT) es un procedimiento clínico común utilizado para administrar medicamentos, recolectar líquido cefalorraquídeo y mantener la presión intracraneal en pacientes pediátricos y adultos en clínicas 1,2. La administración de medicamentos a través de una inyección intratecal es un enfoque eficaz para aumentar las concentraciones de medicamentos en el sistema nervioso central (SNC) y minimizar la exposición sistémica. En consecuencia, este método mejora la eficacia terapéutica y reduce los efectos secundarios, especialmente en el caso de los fármacos sensibles a la temperatura y de vida media corta3.
En los estudios preclínicos que prueban nuevos fármacos y tratamientos utilizando modelos de roedores, es imperativo emplear un método fiable de administración de fármacos que ofrezca mayor precisión y reproducibilidad de los resultados 4,5. Para los estudios preclínicos que evalúan nuevos tratamientos para trastornos neurogenéticos y del neurodesarrollo, el tratamiento temprano es crucial para los estudios iniciales de prueba de concepto, ya que generalmente se predice que las intervenciones tempranas producirán resultados más favorables 6,7,8.
En comparación con las inyecciones intracerebroventriculares (ICV) convencionales, las inyecciones IT conllevan riesgos significativamente menores, ya que evitan la necesidad de penetración directa a través de la corteza cerebral. Esta ventaja reduce sustancialmente el daño potencial al tejido cortical regional y a los nervios circundantes. Además, las inyecciones IT permiten al menos cinco veces más en el volumen administrable de medicamentos a través de una sola inyección, lo que mejora en gran medida la viabilidad de las administraciones repetidas. Sin embargo, debido al pequeño tamaño y la naturaleza frágil de los ratones recién nacidos, la realización de inyecciones intratecales en cachorros recién nacidos es técnicamente desafiante y requiere técnicas especializadas, equipos y un manejo meticuloso.
Este artículo proporciona un protocolo detallado con instrucciones paso a paso para realizar inyecciones intratecales en cachorros recién nacidos P1. Aquí se hace hincapié en las consideraciones clave y las buenas prácticas de laboratorio para garantizar la coherencia de la administración y la seguridad y el bienestar de los animales durante el procedimiento. Al seguir este protocolo, los investigadores pueden realizar experimentos con confianza con precisión y reproducibilidad, al tiempo que minimizan cualquier riesgo potencial o incomodidad para los animales.
Protocol
Representative Results
Discussion
Se describe un procedimiento paso a paso para la inyección intratecal en ratones neonatos (P1), lo que resulta en una distribución generalizada del fármaco en sus cerebros. En comparación con el método común de inyección intracerebroventricular para administrar medicamentos a ratones neonatos, que implica perforar la corteza cerebral11, la inyección intratecal evita lesiones directas en el cerebro del ratón neonatal debido a la penetración de la aguja. Debido a su mínima invasividad, la…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
XNL cuenta con el apoyo de la beca postdoctoral de la Fundación para la Terapia del Síndrome de Angelman (FAST). YHJ también cuenta con el apoyo de FAST y NIH Grant R01HD110195 y R01MH117289.
Materials
| Balance | Ohaus Corporation | 30253017 | |
| C57BL/6J mice | The Jackson Laboratory | 000664 | |
| Digital Microscope | RWD | DOM-1001 | |
| DPBS | ThermoFisher | 14190144 | |
| Fast Green | Sigma | F7252-5G | |
| Heating pad | RWD | 69020 | |
| Needles | Hamilton | 6PK (34/0.375”/4/12DEG)S | |
| Syringe | Hamilton | 1702RN | |
| Syringe Filters | Sigma | SLGVM33RS |
Referências
- Hoy, S. M. Onasemnogene abeparvovec: first global approval. Drugs. 79 (11), 1255-1262 (2019).
- Ramos, D. M., et al. Age-dependent SMN expression in disease-relevant tissue and implications for SMA treatment. J Clin Invest. 129 (11), 4817-4831 (2019).
- Fedorova, E., Battini, L., Prakash-Cheng, A., Marras, D., Gusella, G. L. Lentiviral gene delivery to CNS by spinal intrathecal administration to neonatal mice. J Gene Med. 8 (4), 414-424 (2006).
- Dindot, S. V., et al. An ASO therapy for Angelman syndrome that targets an evolutionarily conserved region at the start of the UBE3A-AS transcript. Sci Transl Med. 15, eabf4077 (2023).
- Amanat, M., Nemeth, C. L., Fine, A. S., Leung, D. G., Fatemi, A. Antisense oligonucleotide therapy for the nervous system: from bench to bedside with emphasis on pediatric neurology. Pharmaceutics. 14 (11), 2389 (2022).
- Frangoul, H., et al. CRISPR-Cas9 gene editing for sickle cell disease and β-Thalassemia. N Engl J Med. 384, 252-260 (2021).
- Gillmore, J. D., et al. CRISPR-Cas9 in vivo gene editing for transthyretin amyloidosis. N Engl J Med. 385, 493-502 (2021).
- Krol, A., Feng, G. Windows of opportunity: timing in neurodevelopmental disorders. Curr Opin Neurobiol. 48, 59-63 (2018).
- Birg, T., et al. Brain temperature influences intracranial pressure and cerebral perfusion pressure after traumatic brain injury: A CENTER-TBI Study. Neurocrit Care. 35, 651-661 (2021).
- Rossi, S., Zanier, E. R., Mauri, I., Columbo, A., Stocchetti, N. Brain temperature, body core temperature, and intracranial pressure in acute cerebral damage. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 71 (4), 448-454 (2001).
- Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction. J Vis Exp. 91, e51863 (2014).
- Petrou, P., Kassis, I., Yaghmour, N. E., Ginzberg, A., Karussis, D. A phase II clinical trial with repeated intrathecal injections of autologous mesenchymal stem cells in patients with amyotrophic lateral sclerosis. Front Biosci (Landmark Ed). 26 (10), 693-706 (2021).
- Kroin, J. S., et al. The mechanisms of intracranial pressure modulation by epidural blood and other injectates in a postdural puncture rat model. Anesth Analg. 95 (2), 423-429 (2002).
- Møllgård, K., et al. A mesothelium divides the subarachnoid space into functional compartments. Science. 379 (6627), 84-88 (2023).
- Chakrabarty, P., et al. Capsid serotype and timing of injection determines AAV transduction in the neonatal mice brain. PLoS One. 8, e67680 (2013).
- Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Prog Neurobiol. 160-107, 1-16 (2013).
