Intrapulmonale tracheale transplantatie bij muizen: een model voor het onderzoeken van obliteratieve luchtwegaandoeningen na longtransplantatie
Summary
Het muizen intrapulmonale tracheale transplantatie (IPTT) model is waardevol voor het bestuderen van obliteratieve luchtwegaandoeningen (OAD) na longtransplantatie. Het biedt inzicht in longspecifiek immunologisch en angiogeen gedrag bij luchtwegvernietiging na allotransplantatie met een hoge reproduceerbaarheid. Hier beschrijven we de IPTT-procedure en de verwachte resultaten.
Abstract
Intrapulmonale tracheale transplantatie bij muizen (IPTT) wordt gebruikt als model voor obliteratieve luchtwegaandoeningen (OAD) na longtransplantatie. Aanvankelijk gerapporteerd door ons team, is dit model gebruikt in de studie van OAD vanwege de hoge technische reproduceerbaarheid en geschiktheid voor het onderzoeken van immunologisch gedrag en therapeutische interventies.
In het IPTT-model wordt een tracheaal transplantaat van knaagdieren rechtstreeks via het borstvlies in de long van de ontvanger ingebracht. Dit model onderscheidt zich van het heterotope tracheale transplantatie (HTT)-model, waarbij transplantaten worden getransplanteerd in subcutane of omentale plaatsen, en van het orthotope tracheale transplantatiemodel (OTT) waarbij de donorluchtpijp de luchtpijp van de ontvanger vervangt.
Succesvolle implementatie van het IPTT-model vereist geavanceerde anesthesie- en chirurgische vaardigheden. Anesthesievaardigheden omvatten endotracheale intubatie van de ontvanger, het instellen van de juiste beademingsparameters en op de juiste manier getimede extubatie na herstel van anesthesie. Chirurgische vaardigheden zijn essentieel voor een nauwkeurige plaatsing van het transplantaat in de long en voor een effectieve afdichting van het viscerale borstvlies om luchtlekkage en bloedingen te voorkomen. Over het algemeen duurt het leerproces ongeveer 2 maanden.
In tegenstelling tot de HTT- en OTT-modellen, ontwikkelt in het IPTT-model de allotransplantaat-luchtweg luchtwegvernietiging in de relevante longmicro-omgeving. Dit stelt onderzoekers in staat om longspecifieke immunologische en angiogene processen te bestuderen die betrokken zijn bij het wegvagen van de luchtwegen na longtransplantatie. Bovendien is dit model ook uniek omdat het tertiaire lymfoïde organen (TLO’s) vertoont, die ook worden gezien in menselijke longtransplantaten. TLO’s bestaan uit T- en B-celpopulaties en worden gekenmerkt door de aanwezigheid van hoge endotheliale venulen die de rekrutering van immuuncellen sturen; Daarom spelen ze waarschijnlijk een cruciale rol bij de acceptatie en afwijzing van transplantaten. We concluderen dat het IPTT-model een nuttig hulpmiddel is voor het bestuderen van intrapulmonale immuun- en profibrotische routes die betrokken zijn bij de ontwikkeling van luchtwegvernietiging in het longtransplantatietransplantaat.
Introduction
Longtransplantatie is vastgesteld als een effectieve behandeling voor patiënten met aandoeningen van de luchtwegen in het eindstadium. Het mediane overlevingspercentage voor ontvangers van een menselijke longtransplantatie is echter slechts ongeveer 6 jaar, waarbij de ontwikkeling van obliteratieve bronchiolitis (OB), een type obstructieve luchtwegaandoening (OAD), een belangrijke doodsoorzaak is na het eerste jaar na transplantatie1.
Er zijn verschillende diermodellen gebruikt om het mechanisme dat ten grondslag ligt aan OAD te onderzoeken. Een voorbeeld van zo’n model is het heterotope tracheale transplantatie (HTT) model2. In dit model worden tracheale transplantaten geïmplanteerd in het onderhuidse weefsel of omentum van de ontvanger. Ischemie-geïnduceerd verlies van tracheale transplantaatepitheelcellen treedt op, gevolgd door alloreactieve lymfocytinfiltratie en apoptose van donorepitheelcellen. Fibroblasten en myofibroblasten migreren rond de luchtpijp en produceren een extracellulaire matrix. Ten slotte treedt volledige fibreuze vernietiging van het luchtweglumen op. Het HTT-model is technisch eenvoudig, biedt een in vivo omgeving en biedt een hoge reproduceerbaarheid.
Een ander model voor het bestuderen van OAD is het orthotope tracheale transplantatie (OTT)-model bij ratten, waarbij tracheale transplantaten in de luchtpijp van de ontvanger worden geplaatst om fysiologische ventilatie te behouden3. In dit model resulteert ischemie-geïnduceerde uitputting van donorepitheelcellen in hun vervanging door ontvangende epitheelcellen in de luchtpijp, waardoor een onbelemmerde luchtweg wordt gevormd die gepaard gaat met matige fibrose. Hoewel deze modellen hebben bijgedragen aan het begrip van luchtwegvernietiging na longtransplantatie, hebben ze beperkingen in termen van recapitulatie van de longparenchymale micro-omgeving.
Onze onderzoeksgroep introduceerde het intrapulmonale tracheale transplantatiemodel (IPTT) bij ratten, waarbij tracheale transplantaten worden geïmplanteerd in de ontvangende long4 (Figuur 1). Het IPTT-model vertoont fibreuze vernietiging van het luchtweglumen dat optreedt in de micro-omgeving van de longen. Bovendien is het met succes toegepast op muizen die technisch uitdagender zijn dan rat IPTT 5,6,7,8,9,10. Deze aanpassing van het IPTT-model bij muizen stelde ons in staat om dieper in te gaan op de ingewikkelde details van de longimmunologische omgeving van OAD na longtransplantatie met behulp van transgene muizen.
Het IPTT-model beschikt over een aantal unieke kenmerken. Een daarvan is neoangiogenese, die wordt vergemakkelijkt door de longcirculatie en een cruciale rol speelt bij het uitwissen van de luchtwegen 4,10. Bovendien vertoont het IPTT-model lymfoïde aggregaten, waarvan sommige hoge endotheliale venulen hebben die perifere knoopadressering tot expressie brengen, wat aangeeft dat het tertiaire lymfoïde organen (TLO’s) zijn7,8. TLO’s lijken op lymfeklieren en bestaan uit T-cellen, B-cellen en vaak een kiemcentrum vergezeld van folliculaire dendritische cellen11,12. TLO’s zijn gemeld bij verschillende chronische ontstekingsziekten, waaronder luchtwegvernietiging, waardoor het IPTT-model geschikt is voor het onderzoeken van de rol van TLO’s bij luchtwegvernietiging 7,8,11,12,13. Dit artikel presenteert de methodologie van het IPTT-model bij muizen, met als doel onderzoekers vertrouwd te maken met dit model en verder onderzoek naar luchtwegvernietiging na longtransplantatie te vergemakkelijken.
Protocol
Representative Results
Discussion
De IPTT-procedure voor muizen omvat kritieke stappen. Wat anesthesie betreft, is de eerste cruciale stap endotracheale intubatie. Het is essentieel om de muis op een geschikte hoogte te houden met zijn poten op tafel om de stembanden te visualiseren en onmiddellijke intubatie te vergemakkelijken. Bovendien is een zorgvuldige aanpassing van het ademhalingsvolume en de positieve eind-expiratoire druk (PEEP) noodzakelijk. Doorgaans zijn een ademhalingsvolume van 500 μL en een PEEP van 2 cmH2O voldoende voor muiz…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
De auteurs willen Jerome Valero bedanken voor het redigeren van dit manuscript. Figuur 1 pt Figuur 3I,J,L zijn gemaakt met BioRender.com.
Materials
| BALB/cJ | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Donor |
| BD 1 mL Syringe | Becton Dickinson | 309659 | |
| BD PrecisionGlide Needle Aiguile BD PrecisionGlide |
Becton Dickinson | 305122 | |
| Bovie Change-A-Tip Deluxe High-Temperture | Bovie | DEL1 | |
| C57BL/6J | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Recipient |
| Dumont #5/45 Forceps | F·S·T | 11251-35 | |
| Ethicon Ligaclip Multiple -Clip Appliers- | Ethicon | LX107 | |
| Extra Fine Graefe Forceps | F·S·T | 11150-10 | |
| Glover Bulldog Clamp | Integra | 320-127 | |
| Halsted-Mosquito Hemostats | F·S·T | 13009-12 | |
| Horizon Titanium Ligating Clips | Teleflex | 001201 | |
| Leica M651 Manual surgical microscope for microsurgical procedures | Leica | ||
| Magnetix Fixator with spring lock | CD+ LABS | ACD-001 | |
| Microsurgical Scissor | Jarit | 277-051 | |
| Mouse and Perinatal Rat Ventilator Model 687 | Harvard | 55-0001 | |
| Perfadex Plus | XVIVO | 19850 | |
| Retractor Tip Blunt – 2.5 mm | CD+ LABS | ACD-011 | |
| small animal table | CD+ LABS | ACD-003 | |
| Surgipro Blue 24" CV-1 Taper, Double Armed | Covidien | VP702X | |
| Systane ointment | Alconn | 1444062 | |
| System Elastomer | CD+ LABS | ACD-007 | |
| Terumo Surflo IV Catheter, 20 G x 1 in | Terumo Medical Corporation | SR-OX2025CA | |
| VMT table Top | benson | 91803300 |
Referências
- Chambers, D. C., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; Focus theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1169-1183 (2018).
- Hertz, M. I., Jessurun, J., King, M. B., Savik, S. K., Murray, J. J. Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways. American J Pathol. 142 (6), 1945-1951 (1993).
- Ikonen, T. S., Brazelton, T. R., Berry, G. J., Shorthouse, R. S., Morris, R. E. Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats. Transplantation. 70 (6), 857 (2000).
- Dutly, A. E., et al. A novel model for post-transplant obliterative airway disease reveals angiogenesis from the pulmonary circulation. Am J Transplant. 5 (2), 248-254 (2005).
- Wagnetz, D., et al. Rejection of tracheal allograft by intrapulmonary lymphoid neogenesis in the absence of secondary lymphoid organs. Transplantation. 93 (12), 1212-1220 (2012).
- Hirayama, S., et al. Local long-term expression of lentivirally delivered IL-10 in the lung attenuates obliteration of intrapulmonary allograft airways. Hum Gene Ther. 22 (11), 1453-1460 (2011).
- Watanabe, T., et al. Recipient bone marrow-derived IL-17 receptor A-positive cells drive allograft fibrosis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Transpl Immunol. 69, 101467 (2021).
- Matsuda, Y., et al. Spleen tyrosine kinase modulates fibrous airway obliteration and associated lymphoid neogenesis after transplantation. Am J Transplant. 16 (1), 342-352 (2016).
- Suzuki, Y., et al. Effect of CTLA4-Ig on Obliterative bronchiolitis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Ann Thorac Cardiovasc Surg. 27 (6), 355-365 (2021).
- Watanabe, T., et al. A potent anti-angiogenic factor, vasohibin-1, ameliorates experimental bronchiolitis obliterans. Transplant Proc. 44 (4), 1155-1157 (2012).
- Aloisi, F., Pujol-Borrell, R. Lymphoid neogenesis in chronic inflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 6 (3), 205-217 (2006).
- Cupedo, T., Jansen, W., Kraal, G., Mebius, R. E. Induction of secondary and tertiary lymphoid structures in the skin. Immunity. 21 (5), 655-667 (2004).
- Sato, M., et al. The role of intrapulmonary de novo lymphoid tissue in obliterative bronchiolitis after lung transplantation. J Immunol. 182 (11), 7307-7316 (2009).
- Okazaki, M., et al. Maintenance of airway epithelium in acutely rejection orthotopic vascularized mouse lung transplants. A J Resp Cell Mol Biol. 37 (6), 625-630 (2007).
- Yamada, Y., et al. Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-an experimental reappraisal. Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).
- Watanabe, T., et al. A B cell-dependent pathway drives chronic lung allograft rejection after ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Transplant. 19 (12), 3377-3389 (2019).
- Guo, Y., et al. Vendor-specific microbiome controls both acute and chronic murine lung allograft rejection by altering CD4+Foxp3+ regulatory T cell levels. Am J Transplant. 19 (10), 2705-2718 (2019).
