השתלת קנה נשימה תוך ריאתי: מודל לחקר מחלת דרכי הנשימה לאחר השתלת ריאות
Summary
מודל השתלת קנה הנשימה התוך-ריאתי (IPTT) הוא בעל ערך לחקר מחלת דרכי הנשימה לאחר השתלת ריאות. הוא מציע תובנות לגבי התנהגות אימונולוגית ואנגיוגנית ספציפית לריאות במחיקת דרכי הנשימה לאחר השתלה עם יכולת שחזור גבוהה. כאן, אנו מתארים את הליך IPTT ואת התוצאות הצפויות שלו.
Abstract
השתלת קנה נשימה תוך ריאתי (IPTT) משמשת כמודל של מחלת דרכי נשימה מוחקת (OAD) לאחר השתלת ריאות. מודל זה, שדווח לראשונה על ידי הצוות שלנו, זכה לשימוש במחקר של OAD בשל יכולת השחזור הטכנית הגבוהה שלו והתאמתו לחקר התנהגויות אימונולוגיות והתערבויות טיפוליות.
במודל IPTT, שתל קנה הנשימה של מכרסם מוכנס ישירות לריאה של המקבל דרך הצדר. מודל זה שונה ממודל השתלת קנה הנשימה ההטרוטופית (HTT), שבו השתלים מושתלים באתרים תת-עוריים או אומנטאליים, וממודל השתלת קנה הנשימה האורתוטופית (OTT) שבו קנה הנשימה התורם מחליף את קנה הנשימה של המושתל.
יישום מוצלח של מודל IPTT דורש מיומנויות הרדמה וכירורגיה מתקדמות. מיומנויות ההרדמה כוללות אינטובציה אנדוטרכאלית של המושתל, הגדרת פרמטרים מתאימים להנשמה ואקסטובציה מתוזמנת כראוי לאחר התאוששות מהרדמה. מיומנויות כירורגיות חיוניות למיקום מדויק של השתל בתוך הריאה ולהבטחת איטום יעיל של הצדר הקרבי למניעת דליפת אוויר ודימום. באופן כללי, תהליך הלמידה אורך כחודשיים.
בניגוד למודלים HTT ו-OTT, במודל IPTT, נתיב האוויר allograft מפתח מחיקה של דרכי הנשימה במיקרו-סביבה הריאה הרלוונטית. זה מאפשר לחוקרים לחקור תהליכים אימונולוגיים ואנגיוגניים ספציפיים לריאות המעורבים במחיקת דרכי הנשימה לאחר השתלת ריאות. יתר על כן, מודל זה ייחודי גם בכך שהוא מציג איברי לימפה שלישוניים (TLOs), אשר נראים גם allografts ריאות האדם. TLOs מורכבים מאוכלוסיות תאי T ו- B ומאופיינים בנוכחות של ורידי אנדותל גבוהים המכוונים את גיוס תאי החיסון; לכן, הם עשויים לשחק תפקיד מכריע בקבלה ודחייה של השתל. אנו מסיקים כי מודל IPTT הוא כלי שימושי לחקר מסלולים חיסוניים ופרופברוטיים תוך ריאתיים המעורבים בהתפתחות של מחיקת דרכי הנשימה באלוגרפט השתלת ריאות.
Introduction
השתלת ריאות נקבעה כטיפול יעיל לחולים עם מחלות נשימה סופניות. עם זאת, שיעור ההישרדות החציוני של מושתלי ריאות אנושיים הוא רק כ -6 שנים, עם התפתחות של ברונכיוליטיס מוחק (OB), סוג של מחלת דרכי נשימה חסימתית (OAD), להיות הגורם העיקרי למוות לאחר השנה הראשונה לאחר ההשתלה1.
מספר מודלים של בעלי חיים שימשו כדי לחקור את המנגנון העומד בבסיס OAD. מודל אחד כזה הוא מודל2 להשתלת קנה נשימה הטרוטופית (HTT). במודל זה, שתלי קנה הנשימה מושתלים ברקמה התת עורית או באומנטום של הנמען. איבוד איסכמי של תאי אפיתל שתל קנה הנשימה מתרחש, ואחריו הסננה לימפוציטים alloreactive ואפופטוזיס של תאי אפיתל תורם. פיברובלסטים ומיופיברובלסטים נודדים סביב קנה הנשימה ומייצרים מטריצה חוץ-תאית. לבסוף, מחיקה סיבית מלאה של לומן דרכי הנשימה מתרחשת. דגם HTT הוא פשוט מבחינה טכנית, מספק סביבת in vivo ומציע יכולת שחזור גבוהה.
מודל נוסף לחקר OAD הוא מודל השתלת קנה הנשימה האורתוטופית של חולדה (OTT), שבו השתלות קנה הנשימה משולבות בקנה הנשימה של המושתל כדי לשמור על אוורור פיזיולוגי3. במודל זה, דלדול תאי אפיתל מתורם כתוצאה מאיסכמיה גורם להחלפתם בתאי אפיתל מושתלים בתוך קנה הנשימה, ויוצר נתיב אוויר ללא הפרעה המלווה בפיברוזיס מתון. למרות שמודלים אלה תרמו להבנת מחיקת דרכי הנשימה לאחר השתלת ריאות, יש להם מגבלות במונחים של שחזור של מיקרו-סביבה פרנכימלית של הריאה.
קבוצת המחקר שלנו הציגה את מודל השתלת קנה הנשימה התוך-ריאתי של חולדה (IPTT), שבו השתלות קנה הנשימה מושתלות בריאה4 של המושתל (איור 1). מודל IPTT מציג מחיקה סיבית של לומן דרכי הנשימה המתרחשת בתוך מיקרו-סביבת הריאה. יתר על כן, הוא יושם בהצלחה על עכברים שהם מאתגרים יותר מבחינה טכנית מאשר חולדה IPTT 5,6,7,8,9,10. התאמה זו של מודל ה- IPTT של מורין אפשרה לנו להעמיק בפרטים המורכבים של הסביבה החיסונית הריאה של OAD לאחר השתלת ריאות באמצעות עכברים טרנסגניים.
מודל IPTT בעל כמה תכונות ייחודיות. האחת היא ניאואנגיוגנזה, אשר מתאפשרת על ידי מחזור הדם הריאתי וממלאת תפקיד מכריע במחיקת דרכי הנשימה 4,10. בנוסף, מודל IPTT מציג אגרגטים לימפואידים, שלחלקם יש ורידי אנדותל גבוהים המבטאים כתובת קשרית היקפית, מה שמצביע על כך שהם איברי לימפה שלישוניים (TLOs)7,8. TLOs דומים לבלוטות לימפה ומורכבים מתאי T, תאי B, ולעתים קרובות, מרכז נבט המלווה בתאים דנדריטיים פוליקולריים11,12. TLOs דווחו במחלות דלקתיות כרוניות שונות, כולל מחיקת דרכי הנשימה, מה שהופך את מודל IPTT מתאים לחקר התפקיד של TLOs בהשמדת דרכי הנשימה 7,8,11,12,13. מאמר זה מציג את המתודולוגיה של מודל ה-IPTT של מורין, במטרה להכיר לחוקרים מודל זה ולאפשר מחקרים נוספים על מחיקת דרכי הנשימה לאחר השתלת ריאות.
Protocol
Representative Results
Discussion
הליך IPTT murine כולל שלבים קריטיים. לגבי הרדמה, השלב המכריע הראשון הוא אינטובציה אנדוטרכאלית. זה חיוני להחזיק את העכבר בגובה מתאים עם רגליו על השולחן כדי לדמיין את מיתרי הקול להקל על אינטובציה מיידית. בנוסף, יש צורך בנפח נשימה זהיר ובהתאמת לחץ סוף תפוגה חיובי (PEEP). בדרך כלל, נפח נשימה של 500 μL ו- PEEP…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
המחברים רוצים להודות לג’רום ואלרו על עריכת כתב היד הזה. איור 1 ואיור 3I,J,L נוצרו עם BioRender.com.
Materials
| BALB/cJ | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Donor |
| BD 1 mL Syringe | Becton Dickinson | 309659 | |
| BD PrecisionGlide Needle Aiguile BD PrecisionGlide |
Becton Dickinson | 305122 | |
| Bovie Change-A-Tip Deluxe High-Temperture | Bovie | DEL1 | |
| C57BL/6J | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Recipient |
| Dumont #5/45 Forceps | F·S·T | 11251-35 | |
| Ethicon Ligaclip Multiple -Clip Appliers- | Ethicon | LX107 | |
| Extra Fine Graefe Forceps | F·S·T | 11150-10 | |
| Glover Bulldog Clamp | Integra | 320-127 | |
| Halsted-Mosquito Hemostats | F·S·T | 13009-12 | |
| Horizon Titanium Ligating Clips | Teleflex | 001201 | |
| Leica M651 Manual surgical microscope for microsurgical procedures | Leica | ||
| Magnetix Fixator with spring lock | CD+ LABS | ACD-001 | |
| Microsurgical Scissor | Jarit | 277-051 | |
| Mouse and Perinatal Rat Ventilator Model 687 | Harvard | 55-0001 | |
| Perfadex Plus | XVIVO | 19850 | |
| Retractor Tip Blunt – 2.5 mm | CD+ LABS | ACD-011 | |
| small animal table | CD+ LABS | ACD-003 | |
| Surgipro Blue 24" CV-1 Taper, Double Armed | Covidien | VP702X | |
| Systane ointment | Alconn | 1444062 | |
| System Elastomer | CD+ LABS | ACD-007 | |
| Terumo Surflo IV Catheter, 20 G x 1 in | Terumo Medical Corporation | SR-OX2025CA | |
| VMT table Top | benson | 91803300 |
Referências
- Chambers, D. C., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; Focus theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1169-1183 (2018).
- Hertz, M. I., Jessurun, J., King, M. B., Savik, S. K., Murray, J. J. Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways. American J Pathol. 142 (6), 1945-1951 (1993).
- Ikonen, T. S., Brazelton, T. R., Berry, G. J., Shorthouse, R. S., Morris, R. E. Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats. Transplantation. 70 (6), 857 (2000).
- Dutly, A. E., et al. A novel model for post-transplant obliterative airway disease reveals angiogenesis from the pulmonary circulation. Am J Transplant. 5 (2), 248-254 (2005).
- Wagnetz, D., et al. Rejection of tracheal allograft by intrapulmonary lymphoid neogenesis in the absence of secondary lymphoid organs. Transplantation. 93 (12), 1212-1220 (2012).
- Hirayama, S., et al. Local long-term expression of lentivirally delivered IL-10 in the lung attenuates obliteration of intrapulmonary allograft airways. Hum Gene Ther. 22 (11), 1453-1460 (2011).
- Watanabe, T., et al. Recipient bone marrow-derived IL-17 receptor A-positive cells drive allograft fibrosis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Transpl Immunol. 69, 101467 (2021).
- Matsuda, Y., et al. Spleen tyrosine kinase modulates fibrous airway obliteration and associated lymphoid neogenesis after transplantation. Am J Transplant. 16 (1), 342-352 (2016).
- Suzuki, Y., et al. Effect of CTLA4-Ig on Obliterative bronchiolitis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Ann Thorac Cardiovasc Surg. 27 (6), 355-365 (2021).
- Watanabe, T., et al. A potent anti-angiogenic factor, vasohibin-1, ameliorates experimental bronchiolitis obliterans. Transplant Proc. 44 (4), 1155-1157 (2012).
- Aloisi, F., Pujol-Borrell, R. Lymphoid neogenesis in chronic inflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 6 (3), 205-217 (2006).
- Cupedo, T., Jansen, W., Kraal, G., Mebius, R. E. Induction of secondary and tertiary lymphoid structures in the skin. Immunity. 21 (5), 655-667 (2004).
- Sato, M., et al. The role of intrapulmonary de novo lymphoid tissue in obliterative bronchiolitis after lung transplantation. J Immunol. 182 (11), 7307-7316 (2009).
- Okazaki, M., et al. Maintenance of airway epithelium in acutely rejection orthotopic vascularized mouse lung transplants. A J Resp Cell Mol Biol. 37 (6), 625-630 (2007).
- Yamada, Y., et al. Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-an experimental reappraisal. Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).
- Watanabe, T., et al. A B cell-dependent pathway drives chronic lung allograft rejection after ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Transplant. 19 (12), 3377-3389 (2019).
- Guo, Y., et al. Vendor-specific microbiome controls both acute and chronic murine lung allograft rejection by altering CD4+Foxp3+ regulatory T cell levels. Am J Transplant. 19 (10), 2705-2718 (2019).
