Murine intrapulmonal trakealtransplantasjon: En modell for undersøkelse av obliterativ luftveissykdom etter lungetransplantasjon
Summary
Modellen for murine intrapulmonal trakealtransplantasjon (IPTT) er verdifull for å studere obliterativ luftveissykdom (OAD) etter lungetransplantasjon. Det gir innsikt i lungespesifikk immunologisk og angiogen oppførsel ved luftveisoblossasjon etter allotransplantasjon med høy reproduserbarhet. Her beskriver vi IPTT-prosedyren og dens forventede resultater.
Abstract
Murine intrapulmonal trakealtransplantasjon (IPTT) brukes som modell for obliterativ luftveissykdom (OAD) etter lungetransplantasjon. Opprinnelig rapportert av vårt team, har denne modellen fått bruk i studien av OAD på grunn av sin høye tekniske reproduserbarhet og egnethet for å undersøke immunologisk atferd og terapeutiske inngrep.
I IPTT-modellen settes et trakealtransplantat fra gnagere direkte inn i mottakerens lunge gjennom pleura. Denne modellen er forskjellig fra heterotopisk trakealtransplantasjon (HTT) -modellen, hvor transplantater transplanteres til subkutane eller omentale steder, og fra ortotopisk trakealtransplantasjon (OTT) -modellen der donorluftrøret erstatter mottakerens luftrør.
Vellykket implementering av IPTT-modellen krever avanserte bedøvelses- og kirurgiske ferdigheter. Anestetiske ferdigheter inkluderer endotrakeal intubasjon av mottakeren, innstilling av passende ventilasjonsparametere og passende tidsbestemt ekstubering etter utvinning fra anestesi. Kirurgiske ferdigheter er avgjørende for presis graftplassering i lungen og for å sikre effektiv forsegling av den viscerale pleura for å forhindre luftlekkasje og blødning. Generelt tar læringsprosessen ca 2 måneder.
I motsetning til HTT- og OTT-modellene, i IPTT-modellen, utvikler allograftluftveiene luftveisoblossasjon i det relevante lungemikromiljøet. Dette gjør det mulig for etterforskere å studere lungespesifikke immunologiske og angiogene prosesser involvert i luftveisutslettelse etter lungetransplantasjon. Videre er denne modellen også unik ved at den viser tertiære lymfoide organer (TLOs), som også ses i humane lungeallotransplantater. TLOer består av T- og B-cellepopulasjoner og er preget av tilstedeværelsen av høye endotelvenuler som styrer rekruttering av immunceller; Derfor vil de sannsynligvis spille en avgjørende rolle i graftaksept og avvisning. Vi konkluderer med at IPTT-modellen er et nyttig verktøy for å studere intrapulmonale immun- og profibrotiske veier involvert i utviklingen av luftveisobliterasjon i lungetransplantatet.
Introduction
Lungetransplantasjon er etablert som en effektiv behandling for pasienter med luftveissykdommer i sluttstadiet. Imidlertid er median overlevelsesrate for humane lungetransplanterte bare ca. 6 år, med utvikling av obliterativ bronkiolitt (OB), en type obstruktiv luftveissykdom (OAD), som er en viktig dødsårsak etter det første året etter transplantasjon1.
Flere dyremodeller har blitt brukt til å undersøke mekanismen som ligger til grunn for OAD. En slik modell er heterotopisk trakealtransplantasjon (HTT) modell2. I denne modellen implanteres trakealtransplantater i mottakerens subkutane vev eller omentum. Iskemiindusert tap av epitelceller fra trakealtransplantat forekommer, etterfulgt av alloreaktiv lymfocyttinfiltrasjon og apoptose av donorepitelceller. Fibroblaster og myofibroblaster migrerer rundt luftrøret, og produserer en ekstracellulær matrise. Endelig oppstår fullstendig fibrøs utslettelse av luftveislumenet. HTT-modellen er teknisk enkel, gir et in vivo-miljø og gir høy reproduserbarhet.
En annen modell for å studere OAD er modellen for ortotopisk trakealtransplantasjon (OTT) fra rotter, der trakealtransplantater plasseres i mottakerens luftrør for å opprettholde fysiologisk ventilasjon3. I denne modellen resulterer iskemi-indusert uttømming av donorepitelceller i at de erstattes av mottakerepitelceller i luftrøret, og danner en uhindret luftvei ledsaget av moderat fibrose. Selv om disse modellene har bidratt til forståelsen av luftveisutslettelse etter lungetransplantasjon, har de begrensninger når det gjelder rekapitulering av lungeparenkymalt mikromiljø.
Vår forskningsgruppe introduserte modellen for intrapulmonal trakealtransplantasjon (IPTT) fra rotter, der trakealtransplantater implanteres i mottakerlunge4 (figur 1). IPTT-modellen utviser fibrøs utslettelse av luftveislumen som forekommer i lungemikromiljøet. Videre har den blitt brukt på mus som er teknisk mer utfordrende enn rotte IPTT 5,6,7,8,9,10. Denne tilpasningen av murine IPTT-modellen gjorde det mulig for oss å dykke dypere inn i de intrikate detaljene i det immunologiske lungemiljøet til OAD etter lungetransplantasjon ved hjelp av transgene mus.
IPTT-modellen har noen unike egenskaper. Den ene er neoangiogenese, som forenkles av lungesirkulasjon og spiller en avgjørende rolle i luftveisutslettelse 4,10. I tillegg viser IPTT-modellen lymfoide aggregater, hvorav noen har høye endotelvenuler som uttrykker perifer nodeadressein, noe som indikerer at de er tertiære lymfoide organer (TLOer)7,8. TLOer ligner lymfeknuter og består av T-celler, B-celler, og ofte, et germinalt senter ledsaget av follikulære dendrittiske celler11,12. TLO er rapportert ved ulike kroniske inflammatoriske sykdommer, inkludert luftveisutslettelse, noe som gjør IPTT-modellen egnet for å undersøke rollen til TLOer i luftveisutslettelse 7,8,11,12,13. Denne artikkelen presenterer metodikken til murine IPTT-modellen, med mål om å gjøre forskere kjent med denne modellen og legge til rette for videre undersøkelser av luftveisutslettelse etter lungetransplantasjon.
Protocol
Representative Results
Discussion
Murine IPTT-prosedyren inkluderer kritiske trinn. Når det gjelder anestesi, er det første avgjørende trinnet endotrakeal intubasjon. Det er viktig å holde musen i en passende høyde med bena på bordet for å visualisere stemmebåndene og lette umiddelbar intubasjon. I tillegg er forsiktig justering av respirasjonsvolum og positivt endeekspiratorisk trykk (PEEP) nødvendig. Vanligvis er et respiratorisk volum på 500 μL og et PEEP på 2cmH2Otilstrekkelig for mus som veier 25-30 g. Imidlertid kan større m…
Declarações
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Forfatterne vil gjerne takke Jerome Valero for å redigere dette manuskriptet. Figur 1 og figur 3I,J,L ble laget med BioRender.com.
Materials
| BALB/cJ | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Donor |
| BD 1 mL Syringe | Becton Dickinson | 309659 | |
| BD PrecisionGlide Needle Aiguile BD PrecisionGlide |
Becton Dickinson | 305122 | |
| Bovie Change-A-Tip Deluxe High-Temperture | Bovie | DEL1 | |
| C57BL/6J | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Recipient |
| Dumont #5/45 Forceps | F·S·T | 11251-35 | |
| Ethicon Ligaclip Multiple -Clip Appliers- | Ethicon | LX107 | |
| Extra Fine Graefe Forceps | F·S·T | 11150-10 | |
| Glover Bulldog Clamp | Integra | 320-127 | |
| Halsted-Mosquito Hemostats | F·S·T | 13009-12 | |
| Horizon Titanium Ligating Clips | Teleflex | 001201 | |
| Leica M651 Manual surgical microscope for microsurgical procedures | Leica | ||
| Magnetix Fixator with spring lock | CD+ LABS | ACD-001 | |
| Microsurgical Scissor | Jarit | 277-051 | |
| Mouse and Perinatal Rat Ventilator Model 687 | Harvard | 55-0001 | |
| Perfadex Plus | XVIVO | 19850 | |
| Retractor Tip Blunt – 2.5 mm | CD+ LABS | ACD-011 | |
| small animal table | CD+ LABS | ACD-003 | |
| Surgipro Blue 24" CV-1 Taper, Double Armed | Covidien | VP702X | |
| Systane ointment | Alconn | 1444062 | |
| System Elastomer | CD+ LABS | ACD-007 | |
| Terumo Surflo IV Catheter, 20 G x 1 in | Terumo Medical Corporation | SR-OX2025CA | |
| VMT table Top | benson | 91803300 |
Referências
- Chambers, D. C., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; Focus theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1169-1183 (2018).
- Hertz, M. I., Jessurun, J., King, M. B., Savik, S. K., Murray, J. J. Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways. American J Pathol. 142 (6), 1945-1951 (1993).
- Ikonen, T. S., Brazelton, T. R., Berry, G. J., Shorthouse, R. S., Morris, R. E. Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats. Transplantation. 70 (6), 857 (2000).
- Dutly, A. E., et al. A novel model for post-transplant obliterative airway disease reveals angiogenesis from the pulmonary circulation. Am J Transplant. 5 (2), 248-254 (2005).
- Wagnetz, D., et al. Rejection of tracheal allograft by intrapulmonary lymphoid neogenesis in the absence of secondary lymphoid organs. Transplantation. 93 (12), 1212-1220 (2012).
- Hirayama, S., et al. Local long-term expression of lentivirally delivered IL-10 in the lung attenuates obliteration of intrapulmonary allograft airways. Hum Gene Ther. 22 (11), 1453-1460 (2011).
- Watanabe, T., et al. Recipient bone marrow-derived IL-17 receptor A-positive cells drive allograft fibrosis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Transpl Immunol. 69, 101467 (2021).
- Matsuda, Y., et al. Spleen tyrosine kinase modulates fibrous airway obliteration and associated lymphoid neogenesis after transplantation. Am J Transplant. 16 (1), 342-352 (2016).
- Suzuki, Y., et al. Effect of CTLA4-Ig on Obliterative bronchiolitis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Ann Thorac Cardiovasc Surg. 27 (6), 355-365 (2021).
- Watanabe, T., et al. A potent anti-angiogenic factor, vasohibin-1, ameliorates experimental bronchiolitis obliterans. Transplant Proc. 44 (4), 1155-1157 (2012).
- Aloisi, F., Pujol-Borrell, R. Lymphoid neogenesis in chronic inflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 6 (3), 205-217 (2006).
- Cupedo, T., Jansen, W., Kraal, G., Mebius, R. E. Induction of secondary and tertiary lymphoid structures in the skin. Immunity. 21 (5), 655-667 (2004).
- Sato, M., et al. The role of intrapulmonary de novo lymphoid tissue in obliterative bronchiolitis after lung transplantation. J Immunol. 182 (11), 7307-7316 (2009).
- Okazaki, M., et al. Maintenance of airway epithelium in acutely rejection orthotopic vascularized mouse lung transplants. A J Resp Cell Mol Biol. 37 (6), 625-630 (2007).
- Yamada, Y., et al. Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-an experimental reappraisal. Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).
- Watanabe, T., et al. A B cell-dependent pathway drives chronic lung allograft rejection after ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Transplant. 19 (12), 3377-3389 (2019).
- Guo, Y., et al. Vendor-specific microbiome controls both acute and chronic murine lung allograft rejection by altering CD4+Foxp3+ regulatory T cell levels. Am J Transplant. 19 (10), 2705-2718 (2019).
