Her foreslår vi tre forskjellige metoder for å skade de sensoriske fibrene som innerverer hornhinnen. Disse metodene letter studiet av aksonregenerering hos mus. Disse tre metodene, som kan tilpasses andre dyremodeller, er ideelle for studier av hornhindeinnervasjonsfysiologi og regenerering.
Hornhinnen er et gjennomsiktig vev som dekker øyet og er avgjørende for klart syn. Det er det mest innerverte vevet i kroppen. Denne innerveringen gir sensasjon og trofisk funksjon til øyet og bidrar til å bevare hornhinnenes integritet. Den patologiske forstyrrelsen av denne innerveringen kalles nevrotrofisk keratitt. Dette kan utløses av skade på øyet, kirurgi eller sykdom. I denne studien foreslår vi tre forskjellige protokoller for å påføre skade på innerveringen på måter som rekapitulerer de tre typer tilfeller som vanligvis oppstår i klinikken.
Den første metoden består i å lage en slitasje av epitelet med en oftalmisk burr. Dette innebærer fjerning av epitellaget, de frie nerveender og subbasal plexus på en måte som ligner på fotorefraktiv keratektomi kirurgi utført i klinikken. Den andre metoden retter seg bare mot innerveringen ved å seksjonere den i periferien med en biopsistans, og opprettholder epitelets integritet. Denne metoden ligner de første trinnene av lamellar keratoplastikk og fører til en degenerasjon av innerveringen etterfulgt av gjenvekst av axonene i den sentrale hornhinnen. Den siste metoden skader innerveringen av en transgen musemodell ved hjelp av et multifotonmikroskop, som spesifikt lokaliserer stedet for cauterization av fluorescerende nervefibre. Denne metoden forårsaker samme skade som fotokeratitt, en overeksponering for UV-lys.
Denne studien beskriver ulike alternativer for å undersøke fysiopatologien til hornhinneinnervering, spesielt degenerasjon og regenerering av aksonene. Fremme regenerering er avgjørende for å unngå slike komplikasjoner som epiteldefekter eller til og med perforering av hornhinnen. De foreslåtte modellene kan bidra til å teste nye farmakologiske molekyler eller genterapi som forbedrer nerveregenerering og begrenser sykdomsprogresjon.
Hornhinnen, som er den gjennomsiktige overflaten av øyet, består av tre forskjellige lag: epitelet, stroma og endotelet. Dette organet har den høyeste tettheten av innervering i kroppen og består hovedsakelig av sensoriske fibre (type Aδ og C) som stammer fra den oftalmiske grenen av trigeminal ganglion. Sensoriske fibre trenger inn i periferien av hornhinnen i midten av stroma i form av store bunter som grener ut for å dekke overflaten. De forgrener seg deretter for å gjennombore Bowmanns membran og danne subbasal plexus, som er lett gjenkjennelig ved dannelsen av en virvel i midten av hornhinnen. Disse fibrene avsluttes som frie nerveender på epitelets ytre overflate. De er i stand til å transdusere termiske, mekaniske og kjemiske stimuli og frigjøre trofiske faktorer som er essensielle for epitelhomeostase 1,2. Neurotrofisk keratitt (NK) er en degenerativ sykdom som påvirker hornhinnen sensorisk innervering. Denne sjeldne sykdommen stammer fra en reduksjon eller tap av hornhinnefølsomhet som resulterer i lavere tåreproduksjon og dårlige helbredende egenskaper av hornhinnen3. NK utvikler seg gjennom tre godt beskrevne stadier, fra stadium 1 hvor pasientene lider av epiteldefekter, til stadium 3 hvor stromal smelting og/eller hornhinneperforasjon forekommer4.
Klinisk kan opprinnelsen til denne sykdommen være mangfoldig. Pasienter kan miste hornhinneinnervering etter fysisk skade på øyet, kirurgi eller gjennom kroniske sykdommer, som diabetes 5,6. Hittil er NK-patogeneseprosessen fortsatt dårlig forstått, og terapeutiske muligheter for denne synstruende tilstanden er svært begrenset. Derfor er det nødvendig med en bedre forståelse av egenskapene til epiteldefekter for bedre å forstå mekanismene bak regenerering av disse fibrene og potensielt fremme dem. Her foreslår vi flere modeller av hornhinneskade som induserer NK hos mus.
Den første modellen er slitasje av epitellaget av hornhinnen med en okulær burr. Denne modellen har hovedsakelig blitt studert i sammenheng med regenerering av epitelet i forskjellige dyr, som gnagere og fisk 7,8,9, og for å teste molekyler som fremmer hornhinneheling10,11. Fysiologisk tar det 2-3 dager for epitelcellene å lukke såret. Det fysiologiske mønsteret av innerveringen tar imidlertid mer enn fire uker å komme seg fra slitasje12,13. Under operasjonen fjerner den okulære burren epitellaget av hornhinnen som inneholder subbasal plexus og fibrenes frie nerveender. Denne prosedyren kan klinisk sammenlignes med pasienter med fotorefraktiv keratektomi (PRK) for å korrigere øyebrytningsdefekter. Prosedyren består i å fjerne epitelet i hornhinnen og deretter omforme stroma med en laser14. Pasienter kan oppleve flere bivirkninger etter en slik operasjon, for eksempel en reduksjon av hornhinnenes nervetetthet i 2 år og en reduksjon i følsomhet i en varighet på 3 måneder til ett år etter operasjonen15. Gitt at operasjonen induserer en skjøthet i hornhinnenes mikromiljø, kan denne modellen bidra til å undersøke disse bivirkningene og utvikle terapeutiske tilnærminger som vil fremme raskere reinnervasjon, og dermed redusere de aktuelle bivirkningene.
Den andre modellen består av å seksjonere aksonene i periferien av hornhinnen med et biopsislag, indusere en walleriansk degenerasjon av den sentrale innerveringen 16. Klinisk kan denne metoden sammenlignes med fremre lamellar keratoplastikk, hvor kirurgen innser en delvis trefinering av hornhinnen for å fjerne en del av hornhinnenes fremre tykkelse og erstatte den med en donortransplantasjon 17. Etter lamellar keratoplastikk kan pasienter lide av en rekke symptomer, inkludert tørre øyne, tap av hornhinneinnervering og avstøtning av transplantat18. Denne aksotomimodellen utført på hornhinnendere kan gi innsikt i mekanismene for fiberdegenerasjon, som oppstår etter et transplantat, etterfulgt av axons regenerering.
Den tredje metoden skader hornhinnen med en laser. Ved å bruke et multifotonmikroskop på hornhinnen av bedøvede dyr, induseres degenerasjon av nerver lokalisert i det optiske feltet som et resultat av dannelse av reaktive oksygenarter (ROS), noe som fører til DNA-skade og cellulær kavitasjon19. Denne metoden rekapitulerer hornhinnen fotodamage indusert av overeksponering for naturlig UV (solbrenthet), som også utløser ROS-dannelse, noe som fører til DNA-skade20. Pasienter som lider av solbrenthet i hornhinnen opplever stor smerte, da forverringen av epitelceller frarøver hornhinnenes fibre ekstremiteter av alle.
De tre metodene beskrevet her er utformet for å muliggjøre undersøkelse av NK-patogeneseprosessen og aksonregenerering. De er lett reproduserbare og presise. Videre tillater de rask gjenoppretting og enkel overvåking av dyrene.
Neurotrofisk keratitt regnes som en sjelden sykdom, som påvirker 5 av 10.000 individer. Imidlertid er personer som lider av NK på grunn av fysisk skade som kjemiske forbrenninger, eller syndromer som diabetes eller multippel sklerose ikke inkludert i denne statistikken3. Videre er denne tilstanden fortsatt betydelig underdiagnostisert22, og forekomsten av sykdommen er underestimert. Det er et sterkt behov for nye behandlinger og terapi som vil fremme aksonregenerering som…
The authors have nothing to disclose.
Forfatterne takker Dr. Karine Loulier for tilgangen til den transgene muselinjen MAGIC-. Forfatterne takker også RAM-Neuro dyrekjernefasiliteten og bildebehandlingsanlegget MR, medlem av Frankrike-BioImaging nasjonal infrastruktur støttet av det franske nasjonale forskningsbyrået (ANR-10-INBS-04, “Investeringer for fremtiden”). Denne forskningen ble støttet av ATIP-Avenir-programmet, Inserm, Région Occitanie, Universitetet i Montpellier, det franske nasjonale forskningsbyrået (ANR-21-CE17-0061), Fondation pour la Recherche Médicale (FRM Regenerative Medicine, REP202110014140) og Groupama Foundation.
0.2 µm seringe filter | CLEARLINE | 51733 | |
0.5 mm rust ring remover | Alger Equipment Company | BU-5S | |
2 mL plastic tubes | Eppendrof | 30120094 | |
Algerbrush burr, Complete instrument | Alger Equipment Company | BR2-5 | |
Anti-beta III Tubulin antibody | Abcam | ab18207 | |
Antigenfix | Diapath | P0016 | |
Artificial tear | Larmes artificielles Martinet | N/A | |
Buprecare | Animalcare | N/A | |
Cotton swab | Any provider | N/A | |
Dissecting tools | Fine Science Tools | N/A | |
Fluorescein | Merck | 103887 | |
Gelatin from cold water fish skin | Sigma | G7765 | |
Goat serum | Merck | S26 | |
Head Holder | Narishige | SGM 4 | |
Heated plate | BIOSEB LAB instruments | BIO-HE002 | |
Hoechst 33342 | Thermo Fisher Scientific | H3570 | |
Imalgene 1000 | BOEHRINGER INGELHEIM ANIMAL HEALTH France | N/A | French marketing authorization numbre: FR/V/0167433 4/1992 |
LAS X software | Leica | N/A | Large volume computational clearing (LVCC) process |
Laser Chameleon Ultra II | Coherent | N/A | |
Laser power meter | Coherent | N/A | |
Leica Thunder Imager Tissue microscope | Leica | N/A | |
Multi-photon Zeiss LSM 7MP upright microscope | Zeiss | N/A | |
Ocry-gel | TVM lab | N/A | |
Parametric oscillator | Coherent | N/A | |
Penlights with blue cobalt filtercap | Bernell | ALPEN | |
Petri dish | Thermo Scientific | 150318 | Axotomy protocol |
Petridish | Thermo Scientific | 150288 | Cornea whole-mount processing |
Rompun 2% | Elanco | N/A | French marketing authorization numbre: FR/V/8146715 2/1980 |
Sterile biopsy punch 2.5 mm | LCH medical | LCH-PUK-25 | |
Triton X-100 | VWR | 0694 | |
Vectashield | EuroBioSciences | H-1000 | Mounting medium |