Name: 개별 피라미드 뉴런의 고 충실도 Optogenetic 제어하는 방법 생체 내 (동영상) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-09-02T16:30:00.000+00:00
Duration: 13 min 44 s
Description: 배우세요 생체 내에서 광유전학을 이용해 피라미드 뉴런을 정밀하게 활성화하거나 억제하는 방법을. 이 기법은 신경회로 연구에 필수적인 밀리초 단위 시간 해상도를 제공합니다.

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이 작품은 약물 남용 (NIDA) 부여 R01 DA24040 (DCC), 콜로라도 대학의 혁신적인 씨 그랜트 (DCC) 및 NIDA 교육 교부금 T32 DA017637 (MVB)에 대한 국립 연구소에 의해 지원되었다.

1. 바이러스의 저장 및 준비 <ol><li> 쥐의 뇌에 옵신 유전자를 전달하기위한 복제 무능한 AAV 벡터의 사용은 바이오 안전성 레벨 1 (BSL-1)에 대한 승인과에서 사용할 수있는 미국 정부 간행물, 미생물학 및 생물 의학 연구소에서 바이오 안전성에 설명 된대로 적절한 보호 및 취급 절차가 필요합니다 (의 질병 통제의 웹 사이트를위한 센터 <a href="http://www.cdc.gov/biosafety/publications/bmbl5/index.htm" target="_blank">http://www.cdc.gov/biosafety/publications/bmbl5/index.htm</a> ). </li><li> -80 ° C의 냉동고에있는 클래스 II 바이오 안전성 내각과 저장소에있는 작은 작업 분주로 제조 업체의 유리 병에서 반복 동결 - 해동 사이클, 피펫 바이러스를 방지하기 위해. </li><li> 이전 정위 주사로 나누어지는 얼음에 해동 한 후 잠시 벤치 톱 원심 분리기와 스핀 다운 할 수 있습니다. </li><li> 천천히 해밀턴 유리 주사기 및 실리콘이나 미네랄 오일 소량의 바늘을 백필.확인 주사기 배럴에 보이는 기포가 없는지 확인하십시오. microinjector 펌프에 주사기를 삽입하고 수직 정위 팔 (즉, 정위 조작)에 직접 펌프를 연결합니다. </li><li> 바늘의 선단이 바이러스 분취 튜브의 바닥에 닿을 때까지 정위 아암을 하향 조정한다. 바이러스의 원하는 볼륨 (1 ㎕를 주입 1.5 μl를) 철회 microinjector 펌프 컨트롤러를 사용합니다. </li><li> 바이러스와 접촉 모든 재료와 표면은 염소 표백제 (10 %) 등의 소독제로 소독해야한다. </li></ol> 2. 수술과 바이러스 주입 <ol><li> 마취제와 동물을 마취 (쥐, 125 ㎎ / kg, IP) - 자일 라진 (쥐, 10 ㎎ / kg, IP) 칵테일. 마취의 효과를 측정하기 위해, 발가락 핀치에 반사 응답을 확인하고 필요한 경우 마취제의 보충 용량을 제공합니다. 표준 무균 수술 방법을 사용하여, 정위 장치 (데이비드 KOPF에서에 동물을 배치인스투르먼트). </li><li> 작은 외과 용 가위 또는 메스와 동물의 두개골의 상단에 피부를 통해 중간 선 절개를합니다. 부드럽게 결합 조직을 분리하고 작은 뼈 스크레이퍼와 두개골의 상단을 청소합니다. </li><li> 동물의 머리가 z는 브레 그마 및 람다 좌표 있도록이 동일 수준인지 확인합니다. 이러한 정위 좌표에있는 쥐의 두뇌 (조지 팍시 찰스 왓슨, 대학 출판부, 2007) 또는 마우스 뇌 정위 좌표 (키스 BJ 프랭클린과 조지 팍시, 학업 부담으로 뇌지도 책에서 대상 뇌 영역의 정위 좌표를 결정 , 2007). 수술 펜 주사의 의도 된 사이트를 표시합니다. </li><li> 조심스럽게 얇은 휴대용 드릴을 사용하여 대상 지역에 두개골과 드릴 비트는 두개골의 바닥에 도달 할 때 중지합니다. 극세 포셉의 쌍을 사용하여, 경막을 노출시키기 위해 얇게 뼈를 제거한다. </li><li> 대상에 주사기 바늘은 위치그것은 경질에 닿을 때까지 바늘을 낮추고 Z 좌표 계산이 점을 사용합니다. 적당한 Z 위치에 도달 할 때까지 매우 느리게 뇌에 주사 바늘을 낮출. 이 프로토콜에서, 내측 전두엽 피질의 prelimbic 지역이나 지느러미 subiculum의 브레 그마하기 (-6.0 mm 전방 (브레 그마 2.7 mm 전방은, 중간 선 및 경막에서 -2.2 mm의 측면 0.5 mm를 ±), 측면 3.0 mm는 ± 중간 선 및 경질)에서 -2.0 mm로 성인 수컷 Sprague Dawley 쥐 (약 275g)의 대상으로합니다. </li><li> 0.1 μL / 분의 속도로 바이러스를 주입한다. 주입이 완료된 후에는 뇌 표면에 바이러스의 역류를 방지하기 위해 바늘을 인출하기 전에 10 분 동안 기다린다. </li><li> 피부를 봉인하고 상처에 항생제를 적용 부착 바늘로 꿰매는 봉합사를 사용합니다. </li><li> AAV 벡터에서 ChR2 및 NpHR 기능 발현의 시간 과정은 실험 설계 및 바이러스 역가에 따라 달라질 수 있습니다. 이 실험, 생체 </eM&gt; 녹음은 18-21일 포스트 분사를 실시 하였다. </li></ol> 3. 빛 배달 및 ChR2 또는 NpHR 발현하는 신경 세포의 생체 내 녹음 <ol><li> 최고 접착제를 사용하여 유리 모세관 튜브 (피셔 과학)에 텅스텐 전극 (~ 1.5 MΩ, MicroProbes)를 연결합니다. </li><li> 에탄올로 멀티 모드 광섬유 (200 ㎛ 직경의 코어 THORLABS) 깨끗한 섬유 팁의 맨 끝을 노출 섬유 벗기는 도구 (THORLABS)를 사용합니다. 아주 가볍게 쐐기 모양의 다이아몬드 나이프 (THORLABS)와 섬유 팁 점수를 조심스럽게 (미세 집게로 예를 들면) 초과 섬유를 제거합니다. 섬유는 점수에 쉽게 절단해야합니다. </li><li> 200 mW의 하나의 다이오드 레이저 (출력 포트의 PC 커넥터에 섬유의 FC의 끝을 연결 <a href="http://www.lumiphy.com" target="_blank">www.Lumiphy.com</a> 원하는 파장). 레이저 작업시 적절한 보호 안경을 항상 착용되어 있는지 확인합니다. </li><li> L을 측정광 파워 미터 (하여 광섬유의 끝 ASER 강도 <a href="http://www.lumiphy.com/" target="_blank">를 www.Lumiphy.com</a> ). 생체 녹음의 경우, 20 ~ 100 mW의 / ㎟ 한 작은 빛의 강도가 안정적으로 연결 활동의 각각 ChR2 또는 NpHR 매개 활성화 또는 침묵을 보여주고 있습니다. </li><li> 모세관에 광섬유를 삽입. 약 500 μm의 텅스텐 전극의 끝 위의 섬유 팁을 배치하고 전극과 섬유가 직선이되도록 끝 근처의 몇 가지 포인트에 두 번가는 봉합 실을 맨다. 전극의 끝과 가장 가까운 매듭 사이의 거리가 대상 영역에 삽입을위한 충분한 시간이 있는지 확인합니다. </li><li> 단계 2.1 이상 2.2에서와 같이 동물을 준비합니다. optrode (위치의 두개골에 새로운 깨끗한 작은 창을 만들기 위해 가이드로 초기 개두술을 사용 <a href="http://www.lumiphy.com/" target="_blank">www.Lumiphy.com을</a> ). D에 작은 절개를합니다우라는 미세 바늘을 사용. </li><li> 조심스럽게 미세 조작기 (Narishige)를 사용하여 형질 영역으로 두개골 창을 통해 뇌에 optrode을 낮 춥니 다. 그런 다음 빛에 반응 세포의 출현까지 10 ~ 50 μm의 단계에서 천천히 optrode를 진행. </li><li> 사용자 정의 소프트웨어 사용자 인터페이스 (NeuroLux 프로 <a href="http://www.lumiphy.com/" target="_blank">www.Lumiphy.com</a> 의 LabVIEW (내쇼날 인스트루먼트)로 작성)은 하나의 다이오드 레이저를 제어하고 지속적인 신경 활동을 시각화하고 기록하는 데 사용됩니다. 녹음 된 신호를 필터링 ExAmp-20K (KATION 과학) 앰프의 대역 통과 (0.3-8 kHz에서), 디지털 보드 (NI의 USB-6009)에 대한 내쇼날 인스트루먼트의 아날로그로 촬영됩니다. NeuroLux 프로 사용자 인터페이스는 아날로그 입력의 선택 및 디지털 출력 (신경과 TTL 신호에 대한 두 개의 채널을 선택) 할 수 있습니다. 사용자는 샘플링 레이트 (20 KHZ), 기준 기간 (프리 라이트), 및 사후 점등 기간을 정의 할 수있다. 사용자는 TTL 레이저 stimulati를 정의 할 수도펄스 폭, 주파수와 자극 기간 (주파수가 20 Hz에서 자극 기간은 500 밀리 초입니다 경우, 정의 된 펄스 폭 (10) 레이저 펄스가 전달)에 대한 것입니다. 사용자는 또한 지속적으로 빛 배송을 선택 (예를 들어, 그림 1). 수 있습니다 반복 기록을 위해, 사용자는 또한 펄스 트레인의 개수 및 기차 간의 간격을 정의 할 수있다. 데이터 또는 디스크에 기록하지 않고 획득 할 수있다. </li><li> 기록 후, 동물을 케타민 / 자일 라진으로 마취 칵테일 것으로 transcardially optrode 배치 및 옵신 발현을 확인하기 위해서 생리 식염수 및 파라 포름 알데히드 (4 %)으로 관류. </li></ol>

<ol><li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Millisecond-timescale%2C+genetically+targeted+optical+control+of+neural+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity.</a> Nat Neurosci. 8 (9), 1263-1268 (2005).</li>
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<li>Tsunematsu, T., Kilduff, T. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+optogenetic+silencing+of+orexin%2Fhypocretin+neurons+induces+slow-wave+sleep+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Acute optogenetic silencing of orexin/hypocretin neurons induces slow-wave sleep in mice.</a> J Neurosci. 31 (29), 10529-10539 (2011).</li>
<li>Gunaydin, L. A., Yizhar, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrafast+optogenetic+control%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Ultrafast optogenetic control.</a> Nat Neurosci. 13 (3), 387-392 (2010).</li>
<li>Chow, B. Y., Han, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-performance+genetically+targetable+optical+neural+silencing+by+light-driven+proton+pumps%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">High-performance genetically targetable optical neural silencing by light-driven proton pumps.</a> Nature. 463 (7277), 98-102 (2010).</li>
</ol>

저자는 더 경쟁 재정적 이익이 없다는 것을 선언합니다.

기술의 다양한 설치류에서 분리 된 뇌 영역에 미생물 옵신 유전자를 유전자 표적으로 사용할 수 있습니다. 바이러스 성 유전자 전달은 세포 형 특이 ChR2 및 NpHR 표현을 매개 비교적 저렴​​하고 빠른 방법을 제공합니다. AAV 벡터 시스템은 스토리지, 병원성이 부족하고 장기 유전자 발현 (10)을 생산하는 능력을 유지하는 동안 안정적인 높은 생산 역가 때문에 optogenetic 실험에 사용하기위한 일반적인 선택이다. 세포 형 특이 적 프로모터와 옵신 구조의 대부분은 펜실베니아 대학 (벡터 핵심 시설에서 AAV 혈청 형의 다양한 상업적으로 사용할 수 있습니다 <a href="http://www.med.upenn.edu/gtp/vectorcore" target="_blank">http://www.med.upenn.edu/gtp/vectorcore</a> ) 또는 대학 채플 힐의 노스 캐롤라이나 ( <a href="http://genetherapy.unc.edu" target="_blank">http://genetherapy.unc.edu</a> ). AAV 기술에 대한 하나의 단점은셀 고유 타겟팅을 사용할 수있는 유전자 카세트 크기에 제한을 배치 한정된 장비 용량 (~ 4.7 KB). 대안으로,보다 큰 장비 용량 렌티 바이러스 벡터는, 큰 프로모터 서열의 제어하에 표적 옵신를 수용 할 수있다. optrode의 사용은 일시적으로 정밀한 빛의 전달과 함께 전기 생리학 신호의 신뢰성 감지 할 수 있습니다. 상술 한 바와 같이, 그러나, 충분한주의가 그 건설 필요하다. 절단 된 광섬유가 깨지기 때문에, 너무 단단히 봉합 실을 묶는 것은 섬유가 중단 될 수 있습니다. 전달 광의 전극과 품질의 임피던스가 저하되므로 optrode 여러 레코딩에 사용될 수 있지만, 전극과 광섬유 삽입 이전 세정 (또는 수동으로 광섬유 맨발 단부의 경우 절단)되어야 반복 사용과 함께. ELE 중ctrophysiological 녹음 그것은 optrode 서서히 전진하는 것이 중요하다. 여기에 사용 optrode 약 350 μm의 두께가 (텅스텐 전극 : 125 μm의, 광섬유의 코어 : 200 ㎛) 및 빨리 저하는 뇌 조직의 움직임으로 이어질 수 있습니다. 빛에 의한 유물은 특정 기록 및 광 전달 셋업 11-12로 간주 될 수 있습니다. 우리가 우리의 실험 조건에서 더 빛을 유도 유물을 발견하지만, 형질 뇌 영역 밖의 기록은 잠재적으로 빛 유물에 대한 제어로 사용할 수 있습니다. 기록 처리 중에 다른 고려 사항은, 특히 장기간 녹화 들면 ChR2 또는 NpHR-발현 뉴런의 변화를 관찰하기위한 필수의 광 강도이다. 강한 레이저 강도와 긴 레이저 조명은 조직 손상 및 / 또는 후속 전달 빛을 12-13로 감소 반응이 발생할 수 있습니다. 행동 실험을 위해서 컨트롤 바이러스 벡터의 사용은 eliminatin 필요G 섬유에서 전달되는 열에 의한 영향. 시판 optogenetic 구조의 많은 옵신 유전자 서열이 제거 된 상보 제어 구조가있다. 그것은 ChR2 특정 실험 질문에 14 ~ 15에 더 적합 할 수있는 다른 침묵 opsins과 함께 개발 된 향상된 특성 및 반응 속도와 변종 설계 주목해야한다. 예를 들어, 대상 돌연변이 유발을 통해 설립 된 새로운 ChR2 변종, &quot;Cheta은은&quot;원래 ChR2 14의 위의 (적어도 200 Hz에서 최대) 주파수에서 높은 충실도의 연결 스파이크를 구동 할 수있다라고합니다. 생체 내에서 빛의 전달 및 신경 반응의 동시 녹음의 조합은 유전자 표적 세포 집단과 해당 시간에 잠 행동 행사에 패턴 활동 사이의 인과 관계를 확립하는 중요한 단계입니다. 절차 및 하여기에 설명 rdware 설치류의 생체 내 머리 고정 녹음에 optogenetics을 구현하는 간단한 방법을 제공합니다.

시간적으로 정확한 방식으로 신경 회로 내의 특정 세포 유형을 활성화하거나 침묵하는 기능은 신경 회로가 감정과 인식의 기초가 서로 다른 유형의 정보를 처리하는 방법을 이해하는 것이 중요합니다. 그대로 신경 활동을 통해 실험 제어는 제공하지 않습니다 loss-/gain-of-function 도구 (예를 들어, 전기 자극, 약물 변조, 병변)를 채용 한 하나 공간적 시간적 규모로, 뉴런의 특정 인구를 제어하기위한 선택적으로 필요합니다. 바로 이러한 기술적 과제를 해결, 유전자 인코딩 할 빛에 민감한 도구의 개발 및 응용 프로그램은 잘 정의 된 행동 이벤트 기간 동안 셀을 선택 유형의 전기 활동을 제어하는​​ 신경 과학자를 가능하게했다. 이 빛에 민감한 단백질의 대부분은 빛 게이트 양이온 채널, channelrhodopsin-2 (ChR2) 1, 및 광 기반 염화 펌프, halorhodop으로, 미생물 기원합니다죄 널리 사용 (NpHR) 2, 3,. optogenetics의 가장 큰 장점은 이종 뇌 영역에있는 유전자 표적 특정 세포 집단의 능력과 기술을 성공적으로 모델 생물의 수 (인간이 아닌 영장류에 무척추 동물) 4-6에 적용되었습니다. 많은 optogenetic 형질 전환 동물이 발생하고 7,8 상업적으로 사용할 수 있습니다, 그러나 설립 유전자 변형 라인은 노동 집약적이고 비용 금지 될 수 있습니다되었습니다. 여기서 우리는 재조합 아데노 - 관련 바이러스 (AAV) 벡터를 사용하여 쥐 prelimbic의 피질 및 subiculum의에서 CaMKIIα 프로모터에서 ChR2 및 NpHR 유전자의 바이러스 성 매개 납품을위한 프로토콜을 설명합니다. 전뇌 내 CaMKIIα 식 글루타메이트 피라미드 뉴런 9 배타적입니다. AAV는 일반적으로 인해 상대적으로 생산 및 병원성의 부족의 용이성뿐만 아니라, 기본적인 연구에 사용되는 강한 persi이 벡터 10 달성 한 스텐트 유전자 발현. 또한 우리는 마취 머리 고정 된 쥐에서 동시에 빛의 전달 및 기록하는 단계와 하드웨어를 설명합니다.

<table><tbody><tr><td>주사기 </td><td>해밀턴</td><td>7653-01</td><td>10 &mu; l</td></tr><tr><td>탈착식 바늘</td><td>Hamilton</td><td>7803-03</td><td>31 게이지, 비스듬한 팁</td></tr><tr><td>Microinjector 펌프</td><td>세계 정밀 기기</td><td>UMP3</td><td></td></tr><tr><td>펌프 컨트롤러</td><td>세계 정밀 기기</td><td>SYS-MICRO4</td><td></td></tr><tr><td>실리콘 오일</td><td>Alfa Aesar</td><td>A12728</td><td></td></tr><tr><td>레이저 보호 안경</td><td>Kentek</td><td>KMT-4501</td><td></td></tr><tr><td>다중 모드 광섬유</td><td>Thorlabs</td><td>BFL37-200</td><td>200 &mu; m 직경 코어, 0.37 NA</td></tr><tr><td>섬유 스트리핑 도구</td><td>Thorlabs</td><td>T12S21</td><td>for 200 &mu; m 직경 코어 다중 모드 광섬유</td></tr><tr><td>광 파워 미터</td><td>Lumiphy LLC</td><<td>a href="http://www.lumiphy.com/" target="_blank">www.lumiphy.com</a></td><td></td></tr><tr><td>Photodetector</td><td>Newport</td><td>818-SL/DB</td><td></td></tr><tr><td>블루 레이저(445-473nm, 100-200mW)</td><td>Lumiphy LLC</td><td><a href="http://www.lumiphy.com" target="_blank">www.lumiphy.com</a> </td><td>200 &mu에 결합됨; m 멀티 모드 광섬유, FC/PC 어댑터, </td></tr><tr><td>녹색 레이저(532nm, 100-200mW)</td><td>Lumiphy LLC</td><<td>a href="http://www.lumiphy.com" target="_blank">www.lumiphy.com</a></td><td>200에 결합; m 멀티 모드 광섬유, FC/PC 어댑터, </td></tr><tr><td>텅스텐/광섬유, Optrode</td><td>Lumiphy LLC</td><<td>a href="http://www.lumiphy.com/" target="_blank">www.lumiphy.com</a></td><td>Lumitrode</td></tr><tr><td>유리 모세관</td><td>Fisher</td><td>Scientific 22-362-566</td><td></td></tr><tr><td>유압 미세 조작기</td><td>Narishige</td><td>MO-22</td><td></td></tr><tr><td>증폭기</td><td>Kation Scientific</td><td>ExAmp-20K</td><td></td></tr><tr><td>데이터 수집 장치</td><td>National Instruments</td><td>NI USB-6009</td><td></td></tr><tr><td>설치류 헤드레스트</td>먼트 <td>Lumiphy LLC</td><<td>a href="http://www.lumiphy.com/" target="_blank">www.lumiphy.com</a></td><td></td></tr><tr><td>소형 동물 입체 유닛</td><td>David Kopf Instruments</td><td>모델 963</td><td></td></tr></tbody></table>

개별 피라미드 뉴런의 고 충실도 optogenetic 제어하는​​ 방법<em&gt; 생체 내</em

A Method for High Fidelity Optogenetic Control of Individual Pyramidal Neurons In vivo

Optogenetic 방법은 종의 넓은 범위에 걸쳐 행동의 다양한 세트를 기본 신경 회로의 활동을 해명하기위한 강력한 도구로 등장했습니다. 미생물 유래의 Optogenetic 도구 (예를 들어, channelrhodopsin-2, ChR2) 또는 침묵 (예를 들어, halorhodopsin, NpHR) 행동으로 관련 척도에 신경 활동 ingenetically 정의 종류의 세포를 활성화 할 수있는 빛에 민감한 막 단백질로 구성되어 있습니다. 우리는 첫 번째 지느러미 subiculum의 쥐의 전두엽 피질의 prelimbic 지역에 ChR2 및 NpHR 도입 유전자의 아데노 - 관련 바이러스 매개 전달을위한 간단한 방법을 보여줍니다. ChR2 및 NpHR 유전자 타겟팅 할 수 있기 때문에, 우리는 높은 시간 정밀도로 이종 조직에 내장 신경 (즉, 피라미드 뉴런)의 특정 개체군의 전기적 활성도를 제어하기위한 본 기술의 사용을 설명한다. 우리는 여기에 하드웨어, 사용자 정의 소프트웨어 업데이트를 설명생체 준비 마취에서 유전자 변형 피라미드 뉴런에서 동시에 빛의 전달 및 전기 녹음 수 있도록 사용자 인터페이스 및 절차에 대해 설명합니다. 이러한 광 응답 툴 정보 처리 및 동작에 다른 세포 유형의 인과 포스팅을 식별하기위한 기회를 제공한다.

그림 1은 신경 세포 활동의 동시 녹음에 사용되는 빛의 펄스 파라미터 (즉, 펄스 주파수, 펄스 폭, 자극 기간)을 제어하는 사용자 정의 소프트웨어 LabVIEW 환경 개발 (프로 NeuroLux) (내쇼날 인스트루먼트)의 스크린 샷을 보여줍니다. 소프트웨어 프로그램은 하나의 다이오드 레이저에 대한 제어를위한 TTL 펄스를 생성하는 디지털 수집 장치에 명령 신호를 보낸다. 또한 소프트웨어 프로그램의 표시 및 저장 기록 된 신경 세포의 활동과 전달 TTL 신호. 이러한 신호는 정의 된 샘플 레이트 (예를 들어, 20 kHz에서)에서 수집 장치를 통해 디지털화된다. 기록 된 신호는 이진 파일의 2 차원 배정 밀도 배열로 저장됩니다. 그림 2는 광섬유에 부착 된 텅스텐 전극으로 구성된 사용자 지정 optrode을 보여줍니다. 광섬유는 3 번 경상 봉합 실을 사용한 전극에 고정되어있다포인트. 필요한 경우, 최고 접착제는 이들을 고착 할 수있다. 그러나, 전극이 섬유를 여러 번, 빛의 투과를 재사용 할 수 있지만, 반복 사용으로 분해하고 분해 및 청소하거나 뇌에 삽입 할 때마다 교체해야하기 때문에 영구적으로 전극에 광섬유를 고정하지 마십시오. 실제 ChR2 및 NpHR 식을 나타내는 강화 노란색 형광 단백질의 그림 3은 형광 이미지의 왼쪽 패널. 이 사진은 대표적인 쥐의 등쪽에서 subiculum의 NpHR 표현 (그림 3A)과 prelimbic 피질 ChR2 표현 (그림 3B)를 보여줍니다. 바이러스 성 표현 (예 : 일부 형광)이 왼쪽, 치아 이랑 (dentate gyrus)에서 (그림 3A를 관찰) 등의 subiculum의 및 prelimbic 피질에 주로 제한되었다. 전극 (얇은 트랙, 화살표 머리)와 광섬유 (두꺼운 트랙, 화살표)의 트랙도 관찰되었다. 그림 4의 = &quot;jove_content&quot;&gt; 왼쪽 패널 ChR2가. 그림 4a는 prelimbic 쥐에 10 밀리 초 푸른 빛의 펄스의 20 Hz에서 전달에 대응 ChR2 트리거 활동 전위의 예를 추적합니다 쥐 prelimbic 피질에서 시간적으로 정확한 스파이크를 유도 것을 보여줍니다 피질. 래스터 플롯 (그림 4B)는 여섯 대표 뉴런 ChR2 유도 활성화를 보여줍니다. 모든 기록 된 신경 세포는 완벽한 충실도로 빛을 유발 급상승을 보였다. ChR2 달리, NpHR가 신속하고 가역적으로 쥐 prelimbic 피질 (그림 4의 오른쪽 패널)의 생체 내에서 자발적인 활동을 침묵.도 4c 보여주는 예제 추적입니다 아래 NpHR을 표현 prelimbic 피질의 연속 532 nm의 조명 (10 초) CaMKllα 프로모터는 생체 내에서 자연 단일 유닛 활동을 제거한다. prelimbic 피라미드 세포 활동의 완전한 침묵 시간 고정 10 초 연속 광 전달에 유의하십시오. 낮은어 래스터 플롯 (그림 4D)는 여섯 대표 뉴런 NpHR 유도 침묵을 보여줍니다. 모두 생체 내 기록은 미생물 옵신 유전자의 AAV - 중재 배달 18-21 일 이전에 발생한 성인 흰쥐에서 얻은 전형적인이다. 그림 5는 쥐 prelimbic 피라미드 신경 세포의 반복 ChR2 자극의 결과를 보여줍니다. 블루 라이트 펄스 (10 밀리 초)을 5 초 (100 펄스 총) 20 Hz에서 전달했다. 빛 유발 스파이크의 전압 추적 반복 2 시간의 녹음 세션 (61 회 반복 합계) 중 매일 2 분을 인수했다. 이 반복적 인 자극 프로토콜을 사용하는 경우에도, ChR2는 광 전달에 응답하여 안정적이고 강력한 스파이크를 유발. 도 6 및 7은 NpHR 유도 광 저해 및 래트 subicular 신경 활동의 ChR2 구동 photoactivation의 결과를 나타낸다. 경우 prelimbic 피질에서와 같이, NpHR 및 ChR2는 할 수 있었다빛에 의한 시간 고정 억제 및 재현성 옵신 형질 도입 subicular 신경 세포의 활성화를 중재. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/50291/50291fig1.jpg" /> 그림 1. 동시에 빛의 전달 및 전기 생리학 녹음 NeuroLux Pro 소프트웨어 인터페이스의 스크린 샷. 사진은 추적 연속 532 nm의 빛 전달의 10 초에 대응 쥐 prelimbic 피라미드 세포의 자발적인 활동의 NpHR 유도 침묵을 보여줍니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50291/50291fig1large.jpg" target="_blank">큰 그림을 보려면 여기를 클릭하십시오</a> . <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/50291/50291fig2.jpg" /> 그림 2. 사용자 정의 optrode의 고성능 이미지. 광섬유는 유리 모세관 텅스텐 전극에 부착되어 봉합 실을 사용한 전극에 고정 삽입된다. betw 중심 간 거리EEN 전극 팁 및 광섬유 팁은 약 500 μM이다. <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/50291/50291fig3.jpg" /> 그림 3. 바이러스 성 표현과 optrode 배치. (왼쪽) 사진은 대표 지느러미 subiculum의에서 NpHR 식 (A)와 prelimbic 피질 (B)에 ChR2 표현을 보여줍니다. 각 사진이 촬영 된 위치를 나타냅니다 (오른쪽) 도식. 각 사진의 화살촉과 화살은 텅스텐 전극의 위치와 광섬유를 표시였다. SUB : subiculum의, DG : 치아 이랑 (dentate gyrus), PL :. prelimbic 피질의 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50291/50291fig3large.jpg" target="_blank">큰 그림을 보려면 여기를 클릭하십시오</a> . <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/50291/50291fig4.jpg" /> 그림 4. ChR2 또는 NpHR 형질 도입 쥐 prelimb에서 생체 전기 생리학 기록IC 피질. (A) 블루 (473 NM) 광 펄스 (10 밀리 초, 파란색 막대)의 20 Hz에서 전달에 대응 ChR2 트리거 활동 전위의 예 추적. (B) 여섯 대표 뉴런에 ChR2 유도 스파이크를 보여 래스터 플롯. 각 유닛 활동은 점으로 꾸몄다. (C) 연속 녹색 (532 nm의) 빛 조명 (10 초, 녹색 막대) 동안 자발적인 활동의 NpHR 유도 억제의 예 추적. (D) 여섯 대표 뉴런에 NpHR 유도 침묵을 보여주는 래스터 플롯. 각 유닛 활동은 점으로 꾸몄다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50291/50291fig4large.jpg" target="_blank">큰 그림을 보려면 여기를 클릭하십시오</a> . <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/50291/50291fig5.jpg" /> 그림 5. 생체 내에서 쥐 prelimbic 피라미드 신경 세포의 반복 20 Hz에서 ChR2 중심 급상승. (A) 라이트 유발 스파이크의 흔적을 전압은시점 0, 30, 60, 90에서 취득한, 레코딩의 시작 후 120 분. (B) 빛에 의한 활성화의 61 반복 (2 분 간 시험 간격, 120 분 합계)를 표시 래스터 플롯. 각 유닛 활동은 점으로 꾸몄다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50291/50291fig5large.jpg" target="_blank">큰 그림을 보려면 여기를 클릭하십시오</a> . <img alt="그림 6" src="/files/ftp_upload/50291/50291fig6.jpg" /> 그림 6. NpHR 형질 도입 쥐의 척수에서 subiculum의 생체 ​​전기 생리학 기록. (A) NpHR을 표현 지느러미 subiculum의 10 초 연속 532 nm의 조명 (녹색 막대가) 자발적인 활동을 제거 보여주는 예 추적. 위의 추적에서 두 개의 기록 된 단위 (B) 평균 파형. 진폭 임계 값은 두 개의 별개의 뉴런을 식별하는데 사용되었다. (C) 다섯 반복을 보여주는 래스터 플롯이러한 단위의 NpHR 유도 침묵의의. 각 유닛 활동은 점으로 꾸몄다. <img alt="그림 7" src="/files/ftp_upload/50291/50291fig7.jpg" /> 그림 7. 생체 내에서 쥐의 등쪽 subicular 신경 세포의 반복 20 Hz에서 CR2 중심 급상승. (A) 시점 0, 30 일에 획득 한 요동 치고 빛 유발의 흔적을 전압은 60, 90, 120 분 녹화 시작 후. 삽입 된이 세포의 전형적인 파열 활동. (B) 빛에 의한 활성화의 61 반복 (2 분 간 시험 간격, 120 분 합계)를 표시 래스터 플롯. 각 유닛 활동은 점으로 꾸몄다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50291/50291fig7large.jpg" target="_blank">큰 그림을 보려면 여기를 클릭하십시오</a> .

유전학과 광학을 결합 신경 과학 도구의 최근 개발, 공간 및 시간 해상도의 전례없는 수준의 신경 회로의 활동을 제어 할 수 있습니다, &quot;optogenetics&quot;라고. 여기에서 우리는 전두엽 피질과 subicular 피라미드 뉴런의 유전 정의 된 부분 집합의 optogenetic 조작과 생체 녹화에 통합하기위한 프로토콜을 제공합니다.

개별 피라미드 뉴런의 고 충실도 Optogenetic 제어하는​​ 방법<em&gt; 생체 내</em

Optogenetic methods  have emerged as a powerful tool for elucidating neural circuit activity  underlying a diverse set of behaviors across a broad range ...

다음 실험의 전반적인 목적은 생리학적으로 유의미한 시간 범위 내에서 유전적으로 정의된 신경세포군을 빠르게 활성화하거나 억제하는 것입니다. 이는 청색광 신경 활성화 채널 옵신 또는 녹색광 신경 억제 할 옵신을 인코딩하는 외래 유전자를 포함하는 바이러스 벡터를 유전적으로 정의된 신경세포에 전달함으로써 달성됩니다. 두 번째 단계로, 기록 전극에 부착된 광섬유로 구성된 발광 광로드(op road)를 제작하여 빛의 전달과 전기적 기록을 동시에 수행할 수 있도록 합니다.다음으로, TRO를 Opsin이 형질전환된 뇌 영역 위에 배치하고 아래로 내립니다. 채널 옵신 및 ha 옵신 매개 반응을 유도하기 위해, 개별 뉴런의 기록이 가능한 단일 단위 기록 기술(single unit recording technique)을 기반으로 채널 redsin 및 ha hallin이 형질전환된 뉴런의 빛 유도 활성 및 억제 결과를 얻습니다. 이 방법은 밀리초 시간 분해능으로 특정 신경 서브타입에서 빛이 뉴런 활동을 유도하는 데 얼마나 효과적인지 정확히 결정할 수 있게 함으로써 신경과학의 근본적인 요구 사항을 해결하며, 이를 시연할 사람은 Chin Nakamura입니다.실험실의 박사후 연구원은 바이러스를 준비하고 취급하는 동안 생물안전 1등급(biosafety level one) 절차를 준수하고, 동물과 관련된 모든 지역 및 정부 지침을 지켜야 합니다. 정위 주입 전, 바이러스 분주액을 얼음 위에서 녹인 후 짧게 원심분리합니다. 벤치탑 원심분리기를 사용하여 Hamilton 유리 주사기와 바늘에 소량의 실리콘 오일 또는 미네랄 오일을 천천히 채워 넣습니다.시린지 배럴에 공기 방울이 보이지 않는지 확인하십시오. 시린지를 마이크로 인젝터 펌프에 삽입하고, 펌프를 수직 정위 고정 장치 암에 직접 부착하십시오. 바이러스 분주 튜브를 안정적인 위치에 놓은 후, 바늘 끝이 바이러스 분주 튜브 바닥에 닿을 때까지 정위 고정 장치 암을 내리십시오.마이크로 인젝터 펌프의 컨트롤러를 사용하여 필요한 부피의 바이러스를 흡입합니다. 케타민과 자일라진으로 쥐를 마취시킨 후, 표준 무균법을 사용하여 발가락 꼬집기에 대한 반사 반응을 확인하여 마취 깊이가 적절한지 확인합니다. 작은 수술용 가위나 메스로 동물 두개골 상단 피부의 정중선을 절개한 후, 동물을 정위 고정 장치에 배치합니다.결합 조직을 조심스럽게 분리하고 작은 골 긁개(bone scraper)로 두개골 상단을 깨끗이 정리합니다. 바늘을 내리고 bgma와 lambda의 Z 좌표가 동일한지 확인하여 머리가 수평인지 검증합니다. 그 다음, 정위 고정 장치의 암(stereotaxic arm)을 관심 있는 뇌 구조의 좌표로 이동시킵니다.수술용 펜으로 주입 예정 부위를 표시합니다. 핸드 드릴을 사용하여 대상 영역의 두개골을 조심스럽게 얇게 깎아냅니다. 드릴 비트가 두개골 바닥에 닿으면 멈추고, 초미세 핀셋을 사용하여 얇아진 뼈 조각을 제거합니다.경막이 노출되면, 주사기 바늘을 표적 영역 위에 배치하고 바늘이 경막에 닿을 때까지 내립니다. 이 지점을 기준으로 z 좌표를 계산하십시오. 이제 주사 바늘을 뇌 속으로 매우 천천히 내려 적절한 Z 위치에 도달하게 합니다.본 프로토콜에서는 내측 전전두엽 피질의 전변연계 영역을 표적으로 합니다. 바이러스를 분당 0.1 µL의 속도로 주입하십시오. 바이러스가 뇌 표면으로 역류하는 것을 방지하기 위해, 주입이 완료된 후 바늘을 뽑기 전까지 10분 동안 기다리십시오.바늘이 달린 봉합사를 사용하여 피부를 봉합한 후, 상처 부위에 항생제를 도포합니다. 먼저, 슈퍼글루를 사용하여 1~1.5 MΩ 텅스텐 전극을 유리 모세관에 부착합니다. 그런 다음, 광섬유 스트리핑 도구를 사용하여 멀티모드 광섬유의 노출된 끝단을 드러내고, 에탄올로 광섬유 팁을 매우 가볍게 닦아냅니다.쐐기 모양의 다이아몬드 칼로 광섬유 끝부분에 흠집을 낸 후, 정밀 핀셋을 사용하여 여분의 섬유를 조심스럽게 제거하십시오. 광섬유는 흠집이 난 지점에서 쉽게 절단되어야 합니다. 광파워미터를 사용하여 광섬유 끝단의 레이저 강도를 측정하십시오.in vivo 기록의 경우, 20에서 100 mW/mm² 정도의 낮은 광강도로도 각각 channel redsin 또는 hallin 매개에 의한 신경 활동의 활성화 또는 억제를 안정적으로 유도할 수 있습니다. 다음으로, 모세관 튜브에 광섬유를 삽입하십시오. 광섬유 팁을 텅스텐 전극 팁으로부터 약 500 µm 위에 위치시키고, 전극과 광섬유가 직선이 되도록 팁 근처의 몇 군데 지점에서 얇은 봉합사를 두 번씩 묶어 고정합니다.전극 팁과 가장 가까운 매듭 사이의 거리가 여기 보이는 것처럼 표적 영역으로 삽입하기에 충분한지 확인하십시오. 이전과 같이 동물 수술 준비를 합니다. 그런 다음 초기 개두술 부위를 가이드로 삼아 두개골에 작고 깨끗한 새 창을 만듭니다.TRO를 배치하기 위해, 미세 바늘을 사용하여 경막에 작은 절개를 만듭니다. 마이크로 매니퓰레이터를 사용하여 TRO를 두개골 창을 통해 뇌의 전달 영역까지 조심스럽게 내립니다.그 다음, 빛에 반응하는 세포가 나타날 때까지 오프로드(offroad)를 10 ~ 50 micron 단계로 천천히 전진시킵니다. 여기서는 단일 다이오드 레이저를 제어하고 진행 중인 신경 활동을 시각화 및 기록하기 위해 LabVIEW로 작성된 맞춤형 소프트웨어 사용자 인터페이스가 사용됩니다. 기록된 신호는 0.3 ~ 8 kHz로 밴드 패스 필터링된 ex AMP 20 K 증폭기와 National Instruments의 아날로그-디지털 변환 보드를 통해 캡처됩니다.neuro lux Pro 사용자 인터페이스에서 아날로그 입력과 디지털 출력을 선택할 수 있습니다. 뉴런 및 트랜지스터 트랜지스터 논리 또는 TTL 신호를 위한 아날로그 채널 두 개를 선택하십시오. 샘플링 속도는 20 kHz로, 광조사 전 기선(baseline) 기간은 2초, 광조사 후 기간은 2초로 설정하십시오.그런 다음 TTL 레이저 자극 펄스 폭, 주파수 및 자극 기간을 설정합니다. 여기에서 주파수는 20 hertz이고 자극 기간은 500 milliseconds이며, 이는 정해진 펄스 폭을 가진 레이저 펄스가 10회 전달됨을 의미합니다. 사용자는 연속 광 조사 또는 반복 기록 중 하나를 선택할 수 있습니다.펄스 사이의 간격과 펄스 스트레인 횟수를 선택할 수 있습니다. 데이터는 기록 후 디스크에 저장하거나 저장하지 않고 획득할 수 있습니다. 승인된 절차에 따라 동물을 희생시키고, 여기에서 보여주는 바와 같이 전극 배치와 옵신 발현을 확인하기 위해 뇌 조직을 처리합니다.동시 광전달 및 전기생리학적 기록을 위해 설정된 Neuro LX Pro 소프트웨어 인터페이스의 이 스크린샷은 10초 동안의 지속적인 532 nm 광전달에 반응하여 rap pre limbic parametal 세포의 자발적 활동이 Hall Rod Dobson에 의해 억제되는 모습을 보여줍니다. 이 사진은 dorsal ulu의 대표적인 hallo redsin 발현을 보여줍니다. 오른쪽의 도식은 사진이 촬영된 위치를 나타냅니다.화살촉은 텅스텐 전극의 위치를 나타내며, 화살표는 광섬유의 위치를 나타냅니다. 이 사진은 전전두엽 피질(pre limbic cortex)에서 채널 옵신(channel opsin)이 발현된 대표적인 모습을 보여줍니다. 오른쪽의 모식도는 사진이 촬영된 위치를 나타냅니다.화살표 머리는 텅스텐 전극의 위치를 나타내며, 화살표는 광섬유의 위치를 나타냅니다. 쥐의 전전두엽 피질(pre limbic cortex)에서 기록된 이 예시 파형은 아래의 파란색 막대로 표시된 바와 같이, 20 hertz의 빈도로 각각 10 milliseconds 동안 조사된 473 nanometer 청색광 펄스에 반응하여 channel redsin에서 유발된 두 개의 활동 전위를 보여줍니다. 래스터 플롯(raster plot)은 6개의 대표적인 뉴런에서 channel redsin으로 인해 유도된 스파이킹(spiking)을 보여줍니다.각 단위 활동은 점으로 표시됩니다. 이 예시 트레이스는 동일한 뇌 영역에서 녹색 막대로 표시된 것처럼 10초 동안 532 nanometer 녹색광을 지속적으로 조사했을 때 hall opsin에 의해 유도된 자발적 활동의 억제를 보여줍니다. 래스터 플롯은 6개의 대표적인 뉴런에서 haller dosin에 의해 유도된 정지 상태를 보여줍니다.각 단위 활동은 점으로 표시되었습니다. 이 이미지는 20 Hz 채널 옵신(channel opsin)에 의해 유도된 쥐의 전대뇌피질(prelimbic) 및 방형소엽(paramedian) 뉴런의 반복적인 스파이킹을 보여줍니다. 왼편에는 기록 시작 후 0, 30, 60, 90, 120분 시점에서 획득한 빛 유도 스파이킹의 in vivo 전압 트레이스가 표시되어 있습니다. 오른편의 래스터 플롯(raster plot)은 빛에 의해 유도된 활성화의 총 61회 반복 횟수를 보여줍니다.각 단위 활성도는 점으로 표시되었습니다. 여기서는 in vivo에서 Hallrhodopsin이 도입된 쥐의 등쪽 성상절(dorsal root ganglion)에서 기록한 전기생리학적 기록이 상단에 제시되어 있습니다. 예시 트레이스는 Hallrhodopsin을 발현하는 등쪽 성상절에 녹색 막대로 표시된 532 nm 조사를 10초 동안 지속적으로 가했을 때 자발적 활성이 제거됨을 보여줍니다.아래는 위 트레이스에서 기록된 두 유닛의 평균 파형입니다. 두 개의 서로 다른 뉴런을 식별하기 위해 진폭 임계값이 사용되었습니다. 마지막으로, 래스터 플롯은 Haller dossin으로 유도된 이 유닛들의 억제 반응이 5회 반복된 결과를 보여줍니다.각 단위 활동은 점으로 표시되었습니다. 마지막으로, 이 이미지는 20 hertz 채널 옵신에 의해 유도된 쥐 배측 하관 뉴런의 반복적인 스파이킹을 보여주며, 광자극으로 유발된 스파이킹의 in vivo 전압 트레이스를 기록 시작 후 0, 30, 60, 90, 120분 시점에서 획득하여 보여줍니다. 기록 시작 후의 모습이 왼쪽에 표시되어 있으며, 아래 삽입도는 이 세포의 전형적인 버스팅 활동을 보여줍니다.오른쪽의 래스터 플롯(raster plot)은 빛으로 유도된 활성화를 61회 반복한 전체 결과를 보여줍니다. 각 단위 활동은 점으로 표시되었습니다. 이 기술은 특정 신경 서브타입을 장기간 활성화하거나 억제할 수 있음을 입증한다는 점에서 중요합니다.실제로 우리는 2시간 이상 뉴런을 활성화할 수 있음을 입증했으며 이를 적용했습니다. 궁극적인 목표는 주의력 또는 기억력 과제를 수행하는 행동 동물에 이를 적용하여, 특정 회로를 활성화하고 그것이 서로 다른 기억 기능들을 어떻게 조절하는지 확인하는 것입니다.

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Research

연구

JoVE Journal

Neuroscience

신경과학

이 비디오는 쥐의 뇌 절편에서 유전적으로 변형된 빛에 민감한 인터뉴런을 활성화하여 세타 진동 동기화를 향상시키고 신경 회로 동작을 연구함으로써 광유전학을 사용하여 해마 네트워크 역학을 조절하는 방법을 보여줍니다.

해마 네트워크 역학의 광유전학적 제어

방법은 네크로의 미리 결정된 기능 마이크로 도메인에 형광 염료와 뉴런을 라벨에 설명되어 있습니다. 첫째, 고유 신호 광학 이미징은 기능지도를 얻을하는 데 사용됩니다. 그런 다음 두 광자 현미경은지도의 마이크로 도메인 내에서 라벨 및 이미지 뉴런하는 데 사용됩니다.

특정 기능 내장 신호를 결합하여 네크로의 마이크로 도메인과 투 광자 영상에서 뉴런의 대상 라벨링

우리는 시험관 내에서 신경 세포 집단을 광자극하기 위해 광유전학적 접근 방식을 사용하여 전뇌 회로의 기능적 지형 및 시냅스 특성을 특성화하는 방법을 설명합니다.

광유전학적으로 표적화된 전뇌 회로의 레이저 스캐닝 광자극

광유전학은 행동 신경과학 실험에 사용할 수 있는 강력한 도구가 되었습니다. 이 프로토콜은 레이저 시스템의 설계 및 설정에 대한 단계별 가이드를 제공하며, 대부분의 설치류 행동 테스트 패러다임과 호환되는 다중 및 동시 생체 내 광유전학적 자극을 수행하기 위한 전체 프로토콜을 제공합니다.

설치류 중추 신경계의 생체 Optogenetic 자극

여기에서는 마취된 마우스 피질에서 확인된 억제성 중간뉴런으로부터 안정적이고 잘 격리된 단일 단위 기록을 얻기 위한 전략을 설명합니다. ChR2를 발현하는 뉴런은 청색광에 대한 반응으로 식별됩니다. 이 방법은 표준 세포 외 기록 장비를 사용하며 칼슘 이미징 또는 시각적 유도 패치에 대한 저렴한 대안으로 사용됩니다.

에 가이드 생체 단일 단위 기록

여기에서, 우리는 격리 된 전체 해마 제조물로부터 리듬 뉴런 네트워크 세타 및 감마 진동을 기록하기위한 프로토콜을 제시한다. 우리는 해마 추출에서 현장, 단일 및 전체 세포 패치 클램프 녹음뿐만 아니라 theta 리듬의 광 발생기 페이싱에 이르기까지의 실험 단계를 설명합니다.

Hippocampal 쎄타 밴드의 튜닝<em&gt; 체외에서</em&gt; : 격리 된 설치류 Septohippocampal Circuit에서 기록하는 방법론

이 프로토콜은 생체 뇌 슬라이스에서 광유전학 자극을 사용하여 먼 뇌 영역에서 장거리 입력의 세포 유형 특정 기능적 연결을 식별하는 일련의 방법을 설명합니다.

마우스 뇌 슬라이스에 장거리 입력의 광유전학 자극을 위한 Vivo intracerebral 입체 전착성 주사

특정 신경 인구 또는 뇌 영역의 광유전학 적 조작으로, 행동은 자유롭게 움직이는 동물에 있는 높은 시간 및 공간 해상도로 수정될 수 있습니다. 만성 이식 된 광섬유와 함께 다른 광유전학 도구를 사용하여 다양한 신경 변조 및 행동 테스트를 수행 할 수 있습니다.

자유롭게 움직이는 마우스에 있는 행동을 조절하기 위하여 신경 활동의 광유전학 조작

여기서 우리는 급성 설치류 뇌 조각에서 시냅스 특이적 전기생리학적 특성을 허용하기 위해 광유전학적 구조를 가진 분리된 뇌 영역의 바이러스 형질도입을 설명하는 프로토콜을 제시합니다.

생체 외 내측 전두엽 피질에서 외측 내후각 피질까지의 장거리 시냅스 전달 및 가소성에 대한 광유전학적 심문

본 프로토콜은 자유롭게 움직이는 마우스에서 숙련 된 운동 거동의 성능에 관여하는 신경 회로를 특성화하기 위해 단일 펠릿 도달 - 투 - 파악 작업에서 고속 비디오 그래피와 결합 된 무선 광유전학을 사용하는 방법을 설명합니다.

생체 내 숙련 된 운동 행동의 무선 광유전학 제어

우리는 전극 제조를 위한 간단하고 비용 효율적인 접근 방식을 개발했으며 자유롭게 움직이는 마우스에서 여러 영역에 걸쳐 신호를 기록했습니다. 다중 지역 전기 생리학 및 칼슘 신호 기록과 함께 광유전학을 활용하면 발작 점화 모델에서 여러 지역의 신경 활동을 밝힐 수 있었습니다.

Multi-Region In vivo Recording을 위한 유연하고 편리한 전기생리학적 Optrodes를 제작하기 위한 통합 방법

배우세요 생체 내에서 광유전학을 이용해 피라미드 뉴런을 정밀하게 활성화하거나 억제하는 방법을. 이 기법은 신경회로 연구에 필수적인 밀리초 단위 시간 해상도를 제공합니다.

개별 피라미드 뉴런의 고 충실도 Optogenetic 제어하는​​ 방법

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