Name: Criando anatomicamente precisos e reprodutíveis intracraniana Xenoenxertos de tumores cerebrais humanos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 14 s
Description: Aprenda a criar xenoenxertos intracranianos precisos em camundongos para modelar tumores cerebrais humanos. Esta técnica cirúrgica permite testar estratégias terapêuticas inovadoras com reprodutibilidade e similaridade histopatológica.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dr. Keating é financiado pelo CA100335 concessão DOD e é um St. Baldrick Foundation Scholar.

Todos os procedimentos foram revistos e aprovados por nosso comitê de cuidados com os animais e uso institucional. 1 Plano do Experimento <ol><li> Escolha células a serem injectadas. As células a partir de uma variedade de fontes, são candidatos para injecção: as linhas de cultura de células aderentes, clones geneticamente modificados, culturas de células primárias, Neurosphere ou tumores desagregados. O tipo de modelo desejado irá definir o local mais apropriado da injecção. <ol><li> Determinar o número de células de injeção. O número de células é necessária para formar os tumores varia com a linha de células e têm de ser determinadas empiricamente; taxa de crescimento do tumor depende fortemente do tipo de célula, e o número de células de cultura de tecidos número passagem. Os números de células que variam de 1 x outubro 4-2 x 10 5 ou mais por injecção produziram tumores de diferentes taxas de crescimento. </li><li> Limitar o volume de injeção. As células devem ser suspensos no menor volume de meios de comunicação livres de soro ou de fosfato sAline (PBS) que permite liso, a passagem fácil através de uma agulha G 26. Quanto menor o volume efectivamente fornecido para o cérebro, o mais preciso e definido o tumor resultante; os melhores resultados são obtidos através da injecção de volumes que variam de 3 a 6 ul. Plano para preparar um volume total final de, pelo menos, 50 ul de suspensão de células, independentemente do número de injecções planeados, para permitir uma medição precisa, misturando e amostragem. </li></ol></li><li> Escolha camundongos apropriado para o modelo. Modelos murinos de tumores humanos utilizam tipicamente jovens ratinhos imuno-comprometidos, para evitar a rejeição do enxerto mediada imune. Não é necessário para o trabalho a realizar-se em uma cabine de segurança biológica, se tomem as devidas precauções, incluindo a descontaminação, desinfecção e esterilização de materiais e equipamentos. O trabalho mostrado aqui foi feito em ratos nus atímicos, do sexo masculino e do sexo feminino, entre 6 e 12 semanas de idade. Os ratinhos que pesam menos de 20 g pode ser difícil posicionar sobre comoquadro tereotaxic e podem ser mais suscetíveis à hipotermia. </li></ol> 2 Monte o Equipamento <ol><li> Obtenha e descontaminar um rato quadro estereotáxico, console de alinhamento e suporte de cabeça anestesia gás rato, bomba de micro, almofada de calor, aparelho de anestesia, fibra óptica lâmpada de trabalho, e broca rotativa de velocidade variável. Limpar e descontaminar todos os equipamentos. </li><li> Programar os parâmetros de injecção (incluindo volume de injecção, a taxa de, unidades de razão, o tipo de seringa de fluxo) e outras variáveis ​​necessários para o funcionamento da bomba de seringa. Otimizar as configurações para cada modelo específico. Observação: nessas injeções as configurações foram 3.000 amostras nl a uma taxa de 400 nl / min (unidades de taxa &quot;M&quot;) usando uma seringa de 25 mL (tipo de dispositivo &quot;E&quot;) no modo não agrupada (&quot;N&quot;). </li><li> Limpar uma micro de precisão com 26 L de agulha com várias lavagens de água estéril de s ionizada (DIH 2 O) e 70% de etanol (EtOH), fazendo um ri definitivanse com Dih 2 O. Alguns, mas não todos os modelos são projetados para ser autoclavados. Certifique-se de que o movimento do pistão é suave e livre. </li><li> Obter equipamentos de anestesia. Isoflurano é o anestésico preferido, uma vez que é fácil de regular a profundidade e duração da anestesia. Certifique-se de que a unidade estereotáxica é equipado com um acessório de gás anestesia rato e que a tubulação e conectores necessários estão no local para entregar a mistura de gases do aparelho de anestesia com o mouse. </li><li> Instrumentos cirúrgicos autoclave, incluindo uma tesoura de ponta fina, duas pinças / hemostatos (com dentes) para sutura, tesouras, pinças e médio porte médio e de ponta fina, e pelo menos dois 1 milímetro brocas dentárias. Manter instrumentos limpos durante o procedimento com 70% de EtOH, desinfectante, ou um esterilizador talão. </li><li> Obter isoflurano, analgésico, pomada oftálmica / lubrificante, pomada antibiótica, salino, 30% de peróxido de hidrogénio (H 2 O 2), anti-séptico, e cera de osso (se desejado) a partir de umfornecimento veterinária ou médica. Prepare estéril dih 2 O e 70% de EtOH. Materiais descartáveis, tais como gaze, curativos estéreis, suturas, cotonetes etanol, algodão derrubado cotonetes, luvas cirúrgicas estéreis, lâminas cirúrgicas e mais estão especificados na lista de materiais. Um marcador permanente ponta fina para a marcação do crânio devem ser descontaminados e dedicada para uso cirúrgico. </li></ol> 3 Prepare Células para Injeção <ol><li> Nos experimentos mostrados aqui, selecione uma linhagem humana imortalizada celular GBM. Determinar o número de células (2 x 10 5) e o volume de suspensão para ser injectada (3 ul) empiricamente; Detalhes podem variar com o tipo de célula. Use um volume de pelo menos 50 ul para facilitar a exata medição, mistura e injeção. </li><li> Trypsinize células e ressuspender em mídia ou PBS. Execute as seguintes etapas imediatamente antes da injeção de células: <ol><li> Remova a mídia de células por aspiração e lavar com 10 ml PBS por placa de 100 mm; remover PBS. </li><li> Anúnciod 1 ml de tripsina a cada placa de 100 mm e incubar à temperatura ambiente o tempo suficiente para se obter uma suspensão de célula única. </li><li> Pare a actividade da tripsina com 5 ml de Meio Eagle Modificado por Dulbecco (DMEM) + 10% de soro fetal bovino (FBS) por placa de 100 mm. </li><li> Células por centrifugação a 450 xg e ressuspender em ~ 5 ml de soro DMEM livre (SF-DMEM) por placa de 100 mm. </li><li> Contagem de células viáveis ​​utilizando um hemacitómetro, ou um contador de células automatizado. </li><li> Ajustar a densidade de células vivas para 2 x 10 5 células / 3 mL (ou conforme determinado por experimentação) por sedimentação das células e ressuspender em SF-DMEM. </li></ol></li><li> Mantenha células refrigerados com gelo ou um pacote de frio (não permitir que as células de congelar). Misture delicadamente por estalar os dedos. </li></ol> 4. Anestesie e Prepare mouse para Cirurgia <ol><li> Induzir a anestesia utilizando ~ 5% de isoflurano (fluxo de oxigênio ~ 2 L / min) ou conforme indicado pelo veterinário. Indução deve levar 2-3 min. Manter o mouse em uma profundidade adequadade anestesia com ~ 3% de isoflurano. <ol><li> Verifique a profundidade de anestesia por aperto do dedo do pé, ajustar isoflurano se indicado e continuar a monitorizar a respiração e toe resposta aperto ao longo do procedimento. Cubra rato com compressas de gaze para o calor e monitorar rato regularmente durante todo o procedimento, que pode demorar de 45 minutos a 1 hora, dependendo da taxa de injeção. </li></ol></li><li> Posicione o mouse no quadro estereotáxico cuidadosamente deslizando a barra paladar sobre a língua e na boca. Gancho incisivos da frente para o buraco do dente. Use barras de ouvido para estabilizar a cabeça, com a superfície da orelha-de-olho mais próximo da horizontal possível. Não force bares no canal do ouvido. É fundamental para posicionar a cabeça de forma segura: confira o movimento lado-a-lado e para cima e para baixo suavemente com os dedos. Use os controles ajustáveis ​​da unidade estereotáxico para otimizar o ajuste. </li><li> Lubrifique os olhos com pomada oftálmica. Limpe a pele entre as orelhas e os olhos duas vezes com a alternância de aplicações de um povidone-iodine anti-séptico e de 70% de EtOH. </li><li> Injetar por via subcutânea analgésico escolhido (SQ) no flanco (ou conforme indicado). </li></ol> 5. Execute Injeção <ol><li> Determine o local da injeção. O local de injecção pode variar com o tamanho e estirpe de rato e do tipo de célula. Células injectadas muito perto dos ventrículos pode levar a crânio-espinal propagação da doença. As células injetadas muito raso pode crescer para fora através da pista agulha. Nota: Nas experiências apresentadas aqui, o alvo foi definida como a região frontal do córtex cerebral de uma área de 2,5 mm lateral (direita), 1,5 mm anterior e 3,5 mm ventral em relação ao bregma foi escolhido (Figura 1), produzindo um tumor do cérebro médio em ratos variando de 20 a 30 g. </li><li> Fazer uma pequena incisão (~ 8 mm de comprimento) utilizando uma técnica estéril, através da pele da cabeça para expor o bregma e o local da injecção. Um corte em bisel, a partir de um ponto situado entre o eixo da linha média e o olho direito no sentido da orelha direita ( <strong&gt; Figura 2) permite o acesso a ambos o bregma e o local da injecção. </li><li> Retrair a pele e usar uma mecha de algodão estéril para secar a superfície do crânio. Seque o osso com uma outra compressa humedecida com H 2 O 2 para visualizar bregma. O H 2 O 2 irá produzir bolhas de oxigênio, deixando linhas finas de espuma branca ao longo das suturas coronal e sagital que se cruzam em bregma. </li><li> Bloquear uma seringa vazia com agulha para a microbomba e manobrar a ponta da agulha directamente sobre a bregma; conjunto de coordenadas no console alinhamento a 0,0 mm lateral, 0,0 milímetros anterior / posterior, e 0,0 milímetros ventral / dorsal. </li><li> Mova a agulha 2,5 mm lateral (direita) e 1,5 mm anterior em relação ao bregma (ou local desejado) usando os botões de controle na unidade estereotáxico. Levante a seringa ligeiramente e marcar a localização exacta sobre o crânio com uma caneta com ponta de feltro dedicado. Se a superfície externa do crânio que não é num plano horizontal com bregma (i.e., o dorsal / ventral coordenar já não lê zero), redefinir o ventral / dorsal lendo a 0,0 para garantir que a profundidade da injeção não é deslocada. </li><li> Faça um furo pequeno no crânio com uma broca rotativa de mão equipado com uma ponta dental estéril no local apropriado marcado com a caneta na etapa 5.5. Segurar a broca em um ângulo para o crânio e toque muito suave da ponta para o osso. Repita conforme necessário. A perfuração quase, mas não completamente através do osso, deixando a agulha penetrar, na verdade, para esta camada do crânio, resulta na injecção limpa. </li><li> Remova o pó de osso com um cotonete embebido em PBS ou soro fisiológico. Volte a seringa à bomba e abaixe a agulha em linha reta até o orifício de trepanação para confirmar localização. Se o orifício de trepanação não está centrada com a agulha, utilizar a broca para alargar a abertura. </li><li> Misture suavemente a suspensão de células e extrair as células para dentro da seringa utilizando o controlador da bomba. Evite bolhas e pedaços e limpe a sagacidade agulhah um algodão embebido em álcool para remover células contaminantes na superfície exterior. Se a seringa / agulha está entupido ou congelado, retire e rapidamente limpar com água estéril e etanol 70%. </li><li> Diminuir a agulha para o nível da superfície do crânio (0,0 milímetros ventral / dorsal). Em seguida, lentamente (ao longo de aproximadamente 1 min) inferior a agulha para perfurar a espessura total do crânio e penetrar no cérebro para uma profundidade de 4 mm ventrall. Retire a agulha lentamente a 3,5 mm ventral. Se a cabeça do rato é realizada de forma segura no aparelho estereotáxico, deve haver quase nenhum movimento do crânio. </li><li> Confirme se os parâmetros corretos são inseridos no controlador da bomba (Seção 2.2) e pressione &quot;RUN / STOP&quot; (ou como indicado pelo manual do produto) para autoinject células. Monitorar o mouse e ajustar o isoflurano, se indicado. Assista a seringa e garantir que o êmbolo se move no barril. Movimento congelado ou entupido pode resultar em uma inclinação / atuador quebrado. </li><li> Esperar 1 a 2 minutos, com a agulha na bchuva, em seguida, muito lentamente (mais de 3-4 min) retirar agulha do tecido. O tempo total para remover a agulha após a injecção está completa é de 5 min. Utilize um cotonete para apagar a área ao redor do orifício de trepanação; deixar os bordos da pele aberta para permitir que o osso para secar. </li><li> Remover a bomba de seringa e rapidamente lavar 3x com H 2 O estéril, 3 x com 70% de EtOH, e 3x com H 2 O estéril (ou como indicado pelo fabricante). Limpe a agulha com EtOH e reserve. </li><li> Aplicar cera óssea estéril (equivalente a 1 ou 2 ul) para o orifício de trepanação e utilizar a fim de madeira de uma mecha de algodão estéril para conter a cera sobre e dentro do osso. Se a superfície é seca de forma adequada, ele deve manter. </li><li> Espalhe campo estéril sobre a área de trabalho com o mouse e entorno e suturar a incisão; três pontos devem ser suficientes. Alternativamente, o adesivo cirúrgico pode ser usado. Aplicar um antibiótico tópico. </li><li> Reduzir isoflurano para 0% e remover o mouse da unidade estereotáxica, sendo careful para proteger os dentes. Verifique ouvidos, boca e língua. </li><li> Monitorar o mouse seguindo de perto a injeção. Colocar o mouse sobre uma almofada de calor por 5 a 10 minutos; em seguida, transferir a gaiola (na almofada de calor) e observar até rato acorda e é ambulatorial. Não deixe o mouse autônoma até que ele recuperou a consciência suficiente para manter decúbito esternal. Não devolva o mouse para a companhia de outros animais até que esteja totalmente recuperado. Considere o uso de analgésicos adicionais se os sinais de dor são notados. </li></ol> 6. Finish e Recuperação Monitor &amp; Desenvolvimento Tumor <ol><li> Limpe todos os instrumentos e equipamentos que utilizam etanol 70%, um esterilizador talão ou desinfetante entre ratos. </li><li> Monitorizar os ratinhos injectados durante dois dias após o procedimento de sinais de dor, infecção ou outras complicações. Injetar analgésicos em 24 e 48 horas (ou conforme indicado) após o procedimento. Remover suturas em 7 a 10 dias, se necessário. </li><li> Avaliar os ratos para sinais clínicos da doença, paralysis, diminuição da atividade, perda de peso, convulsões ou doenças em geral. </li><li> Acompanhar o desenvolvimento do tumor através dos meios apropriados [ressonância magnética (MRI), In Vivo Imaging Systems (IVIS), etc]. </li></ol>

<ol><li>Heyer, J., Kwong, L. N., Lowe, S. W., Chin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-germline+genetically+engineered+mouse+models+for+translational+cancer+research%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+reviews.+Cancer%22%5BJournal%5D)">Non-germline genetically engineered mouse models for translational cancer research.</a> Nature reviews. Cancer. 10, 470-480 (2010).</li>
<li>Yamada, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+to+accurately+inject+tumor+cells+into+the+caudate%2Fputamen+nuclei+of+the+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22The+Tokai+journal+of+experimental+and+clinical+medicine%22%5BJournal%5D)">A method to accurately inject tumor cells into the caudate/putamen nuclei of the mouse brain.</a> The Tokai journal of experimental and clinical medicine. 29, 167-173 (2004).</li>
<li>Brooks, A. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reproducible+and+efficient+murine+CNS+gene+delivery+using+a+microprocessor-controlled+injector%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neuroscience%22%5BJournal%5D)">Reproducible and efficient murine CNS gene delivery using a microprocessor-controlled injector.</a> Journal of neuroscience. 80, 137-147 (1998).</li>
<li>Shankavaram, U. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+profiling+indicates+orthotopic+xenograft+of+glioma+cell+lines+simulate+a+subclass+of+human+glioblastoma%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+cellular+and+molecular+medicine%22%5BJournal%5D)">Molecular profiling indicates orthotopic xenograft of glioma cell lines simulate a subclass of human glioblastoma.</a> Journal of cellular and molecular medicine. 16, 545-554 (2012).</li>
<li>Giannini, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patient+tumor+EGFR+and+PDGFRA+gene+amplifications+retained+in+an+invasive+intracranial+xenograft+model+of+glioblastoma+multiforme%5BTitle%5D)+AND+%22Neuro-oncology%22%5BJournal%5D)">Patient tumor EGFR and PDGFRA gene amplifications retained in an invasive intracranial xenograft model of glioblastoma multiforme.</a> Neuro-oncology. 7, 164-176 (2005).</li>
<li>Yi, D., Hua, T. X., Lin, H. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EGFR+gene+overexpression+retained+in+an+invasive+xenograft+model+by+solid+orthotopic+transplantation+of+human+glioblastoma+multiforme+into+nude+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+investigation%22%5BJournal%5D)">EGFR gene overexpression retained in an invasive xenograft model by solid orthotopic transplantation of human glioblastoma multiforme into nude mice.</a> Cancer investigation. 29, 229-239 (2011).</li>
<li>Carty, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracranial+injection+of+AAV+expressing+NEP+but+not+IDE+reduces+amyloid+pathology+in+APP%2BPS1+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLos+ONE%22%5BJournal%5D)">Intracranial injection of AAV expressing NEP but not IDE reduces amyloid pathology in APP+PS1 transgenic mice.</a> PLos ONE. 8, e59626(2013).</li>
<li>Thaci, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacokinetic+study+of+neural+stem+cell-based+cell+carrier+for+oncolytic+virotherapy%3A+targeted+delivery+of+the+therapeutic+payload+in+an+orthotopic+brain+tumor+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+gene+therapy%22%5BJournal%5D)">Pharmacokinetic study of neural stem cell-based cell carrier for oncolytic virotherapy: targeted delivery of the therapeutic payload in an orthotopic brain tumor model.</a> Cancer gene therapy. 19, 431-442 (2012).</li>
<li>Ozawa, T., James, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+intracranial+brain+tumor+xenografts+with+subsequent+analysis+of+tumor+growth+and+response+to+therapy+using+bioluminescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging.</a> J. Vis. Exp. (41), (2010).</li>
<li>Valadez, J. G., Sarangi, A., Lundberg, C. J., Cooper, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+orthotopic+glioma+xenografts+recapitulate+infiltrative+growth+and+isocitrate+dehydrogenase+I+mutation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Primary orthotopic glioma xenografts recapitulate infiltrative growth and isocitrate dehydrogenase I mutation.</a> J. Vis. Exp. (83), (2014).</li>
<li>Baumann, B. C., Dorsey, J. F., Benci, J. L., Joh, D. Y., Kao, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stereotactic+intracranial+implantation+and+in+vivo+bioluminescent+imaging+of+tumor+xenografts+in+a+mouse+model+system+of+glioblastoma+multiforme%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Stereotactic intracranial implantation and in vivo bioluminescent imaging of tumor xenografts in a mouse model system of glioblastoma multiforme.</a> J. Vis. Exp. (67), (2012).</li>
<li>Iwami, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+of+intracranial+injection+via+the+postglenoid+foramen+for+brain+tumor+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neurosurgery%22%5BJournal%5D)">A novel method of intracranial injection via the postglenoid foramen for brain tumor mouse models.</a> Journal of neurosurgery. 116, 630-635 (2012).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Modelos de mouse ortotópico de câncer de cérebro humano pode ser uma excelente ferramenta para avaliar a eficácia das terapias clínicas, mas é preciso ter cuidado para otimizar a colocação de células no tecido cerebral. Estudos têm demonstrado que os volumes de alíquotas excessivas, técnica de injeção abaixo do ideal e taxas de injecção precipitadas podem levar a leakiness eo aparecimento de células tumorais em locais indesejáveis ​​(ventrículos, medula espinhal, regiões extradurais, etc.) E alta variação no ta...

Estudos in vitro de células tumorais do cérebro são de valor inestimável para dissecar mecanismos moleculares crescimento, sobrevivência, migração e invasão das células cancerosas de condução; experiências em células cultivadas pode definir as vias de sinalização, sugerem potenciais alvos terapêuticos, e caracterizar a resposta celular ao tratamento com droga. Mas in vitro sistemas são demasiado simplista para prever a resposta do organismo aos medicamentos; faltam as reacções fisiológicas, as respostas imunes, microambiente celular, e heterogeneidade global dos sistemas de animais vivos. Geneticamente modificados modelos pode ser inestimável, quando disponível, mas existem diferenças moleculares entre as espécies e células de ratinho não pode recapitular eventos em processos humanos, resultando em diferenças significativas quando se comparam modelos animais para observações clínicas 1. Modelos de xenotransplante de rato envolvendo subcutânea (SQ) de injecção de linhas de células de tumor cerebral humanas sob a pele do flanco são fáceis de realizare medir; eles podem ser utilizados para tratar os efeitos de modificação do gene e a administração do fármaco / distribuição, o metabolismo e a toxicidade. Desvantagens significativas, no entanto, limitar a utilidade de modelos SQ. O microambiente não recapitular o de um tumor cerebral que ocorre naturalmente: as interacções de vários tipos de células e tecidos; vasculatura local, e uma miríade de outros factores única para o cérebro não pode ser replicado. Para reproduzir de forma mais precisa o único meio de um tumor cerebral que ocorre naturalmente e testar os efeitos da intervenção farmacêutica, deve ser utilizado um modelo ortotópico de rato. Além disso, as técnicas de ortotópicos pode ser utilizado como parte de uma abordagem de engenharia genética em que as células não-cancerosas humanas primárias (diferenciadas ou progenitoras) são geneticamente modificados e injectada no sítio correspondente de um rato, com ou sem as células do estroma humanas, resultando em tumorigénese semelhante ao observado em seres humanos um. Este artigo descreveuma metodologia para criar com precisão e de forma reprodutível os tumores do cérebro em ratos. Utilizando esta técnica, o utilizador pode injectar com precisão uma pequena alíquota de suspensão de células em uma localização da região fronto-parietal-temporal do córtex cerebral do rato determinado. Mortalidade Mouse é extremamente baixo; em nossas mãos, não os ratos morreram de complicações cirúrgicas após 185 procedimentos. Características do tumor resultante pode ser comparado com o de tumores humanos clínicos típicos; por exemplo: a rapidez de crescimento, o grau de necrose, a extensão da invasão, a heterogeneidade do tipo de células, a presença de células mitóticas, marcadores de proliferação e apoptose, etc As linhas de células ou de tecidos ou amostras de tumores humanos desagregados pode então ser avaliada com base na sua capacidade para simular quadro clínico real. Pharmaceuticals, seleccionadas com base no seu desempenho em cultura de células, podem ser testadas no âmbito de um metabolismo de funcionamento, sistema circulatório, e barreira sangue-cérebro, como elas existem em um animal sobrecarregados witha do tumor, todos em um contexto de arquitectura relevantes. Além disso, as células escolhidas para injecção pode ser geneticamente modificado para investigar o impacto de knockdowns específicos, deleções, knock-ins, mutações, etc, sobre o crescimento de tumores e sobrevivência. Um número de publicações documentam tumores estudos usando uma variedade de técnicas intracranianas. Yamada et al. Fez um estudo detalhado da injeção de corante e de células U87 e descobriu que a minimização do volume e injeção taxa produziu o melhor tumor 2. . Brooks et al encontraram reprodutibilidade superior e eficiência usando um injector controlado por um microprocessador, em vez de um método manual para entregar os vectores virais; suas conclusões sobre os parâmetros de injeção ideais são aplicáveis ​​a entrega de 3 células. Shankavaram et al. Mostrou que o glioblastoma multiforme (GBM) linhas de células injectadas ortotopicamente (utilizando um método manual) no cérebro recapitulado no perfil da expressão do gene cltumores inical mais perto do que in vitro ou SQ xenotransplantes, apoiando o uso de modelos intracranianos para estudos pré-clínicos 4. Giannini et al. Células de espécimes cirúrgicos humanos que haviam sido sustentados nos flancos de ratos nu por passagens em série no cérebro de camundongos injetados adicionais, e mostrou que esta abordagem preservada alterações genéticas do tumor do paciente no modelo 5. Resultados semelhantes foram relatados por Yi et al 6. Usando uma configuração estereotáxica, local da injeção cuidadosamente definidos, e uma taxa de injeção lenta e constante, obtiveram tumores cerebrais reprodutíveis com taxas de crescimento consistentes e alta (100%) Taxa de enxerto. A validade desta técnica, portanto, foi bem estabelecida; uma pesquisa bibliográfica sugere que as aplicações desta técnica são extensas. Carty et al. Utilizado injecções intracranianos para entregar com sucesso vectores virais que expressam genes terapêuticos para o córtex frontal de transgenic modelo de doença de Alzheimer 7. Thaci et al. Descreveu a utilização de injecções intra-cranianas para entregar adenovírus oncolítico terapêutico num transportador base de células estaminais neuronais em ratinhos nus portadores de tumores GBM já ortotopicamente injectados 8. Claramente, as injeções intracranianas são uma ferramenta versátil e eficaz para a investigação pré-clínica. Publicações anteriores no Jornal of Experiments visualizado descrevem abordagens fundamentais 9-11, mas tomamos o conceito de injeção de tumor intracraniano e modelagem ortotópico a um maior nível de precisão usando a tecnologia fácil de dominar.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console</td><td>Kopf</td><td>Model 940</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Gas Anesthesia Head Holder</td><td>Kopf</td><td>Model 923-B</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Ear Bars</td><td>Kopf</td><td>Medel 922</td><td></td></tr><tr><td>Fiber Optic Illuminator</td><td>Fisher</td><td>12-562-36</td><td></td></tr><tr><td>UltraMicroPump III</td><td>WPI</td><td>UMP3</td><td></td></tr><tr><td>Micro4 microprocessador</td><td>WPI</td><td>UMC4</td><td></td></tr><tr><td>Broca rotativa manual de velocidade variável</td><td>Broca Dremel</td><td>Modelo 300</td><td></td></tr><tr><td>para dentista, 1,0 mm</td><td>Spoelting</td><td>514554</td><td></td></tr><tr><td>Adaptador para broca para broca dentária: pinça de 3/32 polegadas</td><td>Dremel</td><td>481</td><td></td></tr><tr><td>Almofada</td><td></td><td></td> de aquecimento <td>para ratos</td></tr><tr>Sistema <td></td><td></td><td>vaporizador de isoflurano</td><td>para camundongos</td></tr><tr><td></td><td></td><td>Tubulação médica e conectores</td><td>para conectar o vaporizador de isoflurano com estrutura</td></tr><tr> estereotáxica<td colspan="4">Instrumentos</td></tr><tr><td>Precision 25 &mu; l microsseringa</td><td>Hamilton&nbsp;</td><td>7636-01</td><td>Modelo 702, sem agulha</td></tr><tr><td>Agulhas de microsseringa, 26s G</td><td>Hamilton&nbsp;</td><td>7804-04</td><td>RN, estilo de ponta de 25 mm 2</td></tr><tr><td>Tesouras de ponta fina (retas, afiadas/afiadas)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tesouras</td><td></td><td></td><td></td>padrão de tamanho médio</tr><tr><td>Pinças</td><td></td><td></td><td></td>serrilhadas padrão</tr><tr><td>Hemostáticos serrilhados (2)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinças</td><td></td><td></td><td></td> de ponta fina</tr><tr><td colspan="4">Suprimentos</td></tr><tr><td>Suturas 5-0 vicryl P-3 13 mm (Ethicon)</td><td>MWI</td><td>J463G</td><td></td></tr><tr><td>Lâminas cirúrgicas #10, inoxidável (Pena)</td><td>Fisher</td><td>296#10</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (Fluriso)&nbsp;</td><td>VetOne&nbsp;</td><td>NDC 13985-528-60</td><td>Item # 502017. Anestésico inalatório líquido. A lei federal restringe este medicamento ao uso por ou por ordem de um veterinário licenciado.</td></tr><tr><td>Carprofeno (Rimadyl Injetável 50 mg/ml)</td><td>Pfizer</td><td>NDC 61106-8507-01</td><td>diluído em solução salina</td></tr><tr><td>Pomada oftálmica (lágrimas artificiais)</td><td>Rugby</td><td>NDC 0536-6550-91</td><td></td></tr><tr><td>Antibiótico tópico (AK-Poly-Bac)</td><td>Akorn</td><td>NDC 17478-238-35</td><td></td></tr><tr><td>Anti-séptico tópico de iodopovidona, 10% (Betadine)</td><td>Betadine</td><td>NDC 67618-150-04</td><td></td></tr><tr><td>Peróxido de hidrogênio, 30%</td><td>Fisher&nbsp;</td><td>H325-100</td><td>para visualizar marcos do crânio</td></tr><tr><td>Solução salina estéril</td><td>VetOne&nbsp; &nbsp;</td><td>NDC 13985-807-25</td><td>para diluir soluções, limpar o tecido</td></tr><tr><td>Cera</td> óssea <td>WPI</td><td>Item #501771</td><td></td></tr><tr><td>Campos estéreis</td><td>McKesson</td><td>25-517</td><td></td></tr><tr><td>Luvas cirúrgicas estéreis</td><td>McKesson</td><td>(para caber)</td><td></td></tr><tr><td>Almofadas de gaze estéreis, 2 x 2</td><td>Fisherbrand&nbsp;</td><td></td><td></td>22028556</tr><tr><td>Almofadas de gaze estéreis, 4 x 4</td><td>Marca Fisher&nbsp;</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Almofadas de preparação de álcool (médio)</td><td>PDI</td><td>B603</td><td></td></tr><tr><td>Aplicadores estéreis com ponta de algodão</td><td>Marca Fisher&nbsp;</td><td>23-400-114</td><td></td></tr><tr><td>Tubo estéril de 0,5 ml com tampa de rosca com tampas para células</td><td>USA Scientific</td><td>1405-4700</td><td>para células</td></tr><tr><td>Pipetas de dispo estéreis embaladas individualmente Fisher</td><td></td><td>BD 357575</td><td>para soluções de limpeza</td>de</tr><tr><td>agulhas Seringas de insulina BD com agulhas&nbsp;</td><td>Fisher</td><td>329461</td><td>para analgésico</td></tr><tr><td>70% Etanol</td><td></td><td></td><td>para limpeza</td></tr><tr><td>DiH2O</td><td></td><td></td><td>estéril para limpeza</td></tr><tr><td>Tubos de microfuga para soluções</td><td></td><td></td> de <td>limpeza para soluções de limpeza de agulhas</td></tr><tr><td>Caneta hidrográfica (dedicada)</td><td></td><td></td> <td>para marcação de crânio</td></tr></tbody></table>

criando anatomicamente precisos e reprodutíveis intracraniana xenoenxertos de tumores cerebrais humanos

Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

Modelos de tumor ortotópico Atualmente a melhor maneira de estudar as características de um tipo de tumor, com e sem intervenção, no contexto de um animal vivo - especialmente em locais com qualidades fisiológicas e arquitectónicas únicas, tais como o cérebro in vitro e modelos ectópica não pode. responsáveis ​​por funções como a vasculatura, a barreira hemato-encefálica, metabolismo, distribuição de medicamentos e toxicidade, e uma série de outros fatores relevantes. Ortotópico modelos têm as suas limitações também, mas com células tumorais técnica adequada de interesse podem ser precisamente em vós implantada no tecido que melhor imita as condições do cérebro humano. Empregando os métodos que proporcionam volumes medidos com precisão a localizações definidas com precisão a uma taxa consistente e pressão, os modelos murinos de tumores cerebrais humanos, com taxas de crescimento previsível pode ser criado de forma reprodutível e são adequados para a análise fiável de diversas intervenções. O protocolo descrito aqui enfoca a technical detalhes de concepção e preparação para uma injeção intracraniana, a realização da cirurgia, e garantir o crescimento do tumor de sucesso e reprodutível e fornece pontos de partida para uma variedade de condições que podem ser personalizadas para uma gama de diferentes modelos de tumor cerebral.

Xenografts intracranianas confiáveis ​​podem ser criados com esta técnica descrita. Identificando as estruturas críticas do crânio do rato (Figura 1) vai permitir o reconhecimento do bregma e guiar o investigador para um local de injecção precisa e reprodutível. Nestes estudos, a linha parental U251, células U251 transfectadas com luciferase (U251-Luc), ou U87 células imortalizadas de cultura de tecidos humanos GBM foram suspensos em 4 a 6 mL de SF-DMEM e injectados 2,5 milímetros lateral (direita), 1,5...

O cérebro é um local único, com qualidades que não são bem representados por análises in vitro ou ectópicas. Ortotópico modelos de mouse com localização e características de crescimento reprodutíveis podem ser criados de forma confiável com injeções intracranianas utilizando um instrumento de fixação estereotáxica e uma bomba de seringa de baixa pressão.

Criando anatomicamente precisos e reprodutíveis intracraniana Xenoenxertos de tumores cerebrais humanos

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live ...

O objetivo geral deste procedimento é criar um modelo consistente e reprodutível de tumor cerebral humano que possa ser usado para testes precisos e comparação de novas estratégias terapêuticas. Isso é feito preparando o animal para a cirurgia e localizando o local correto para a injeção. Uma vez localizado, um orifício é perfurado no crânio e uma seringa é abaixada na profundidade adequada.Para obter o crescimento do tumor, as células são então injetadas de maneira lenta e controlada, seguida por uma retirada tardia e gradual da agulha. Em última análise, um modelo de camundongo consistente com crescimento tumoral histopatologicamente semelhante à condição humana pode ser desenvolvido e as taxas de crescimento podem ser medidas por Lucci com base em imagens in vivo. A precisão dessa técnica é vital para a compreensão de novas estratégias terapêuticas para tumores cerebrais humanos.A localização variável da injeção do tumor pode levar a alterações no crescimento do tumor devido ao microambiente, administração de medicamentos ou outras coisas que variam muito entre as diferentes áreas do cérebro. A demonstração visual desse método é importante porque as etapas que envolvem o posicionamento do mouse e a localização do local da injeção requerem manipulações tridimensionais, que não são facilmente descritas em formato escrito ou gráfico. Para começar, limpe e descontamine uma estrutura estereotáxica de camundongo e todos os outros equipamentos necessários para a cirurgia.Usando configurações otimizadas para o programa do modelo escolhido, os parâmetros de injeção e outras variáveis para o funcionamento da bomba de seringa. Em seguida, organize as ferramentas cirúrgicas de autoclave na área de trabalho, incluindo pelo menos duas brocas odontológicas de 1,0 milímetro para procedimentos em série. Desinfete os instrumentos cirúrgicos com etanol a 70%, seguido de 30 segundos em um esterilizador de esferas entre cada animal ou conforme recomendado pelos protocolos da IACUC.Por fim, reúna todos os suprimentos médicos e materiais descartáveis necessários Um marcador permanente de ponta fina para marcar o crânio deve ser descontaminado e dedicado para uso cirúrgico. Após tripsina resus, suspender as células em PBS e pellet por centrifugação Resus. Suspenda as células em aproximadamente cinco mililitros de dmem livre sérico por placa de 100 milímetros.Em seguida, conte as células viáveis usando um hemo, citômetro ou um contador de células automatizado. Após a contagem, ajuste a densidade de células vivas peletizando as células e suspendendo novamente um SF dmm. Mantenha as células refrigeradas no gelo ou em uma bolsa de resfriamento, mas não permita que as células congelem.Misture delicadamente com o dedo para induzir o anestésico animal e confirme se o animal está adequadamente sedado verificando o reflexo de escrita ou a falta de atividade. Uma vez anestesiado, cubra o mouse com compressas de gaze para se aquecer e monitore o animal regularmente durante todo o procedimento. Em seguida, posicione o mouse em um quadro estereotáxico.Usando a barra do palete e as barras auriculares, tente manter a superfície do ouvido ao olho o mais horizontal possível. Por fim, lubrifique os olhos com pomada oftálmica e limpe a pele entre as orelhas e os olhos duas vezes com aplicações alternadas de um anti-séptico de iodopovidona e etanol 70%. Depois de injetar um analgésico por via subcutânea, confirme se o animal está totalmente anestesiado, verificando o reflexo de pinça do dedo do pé.Imediatamente antes da incisão na pele, faça uma pequena incisão para expor o BMA e o local da injeção. Um corte diagonal de um ponto entre o eixo da linha média e o olho direito em direção à orelha direita permite o eixo tanto para o bgma quanto para o local da injeção. Retraia a pele e use um cotonete estéril para secar a superfície do crânio.Seque o osso com outro cotonete, umedecido com água oxigenada. Para visualizar o bgma, trave uma seringa vazia com agulha na microbomba e manobre a ponta diretamente sobre o bgma. Zere as coordenadas no console de alinhamento.Mova a agulha para 2,5 milímetros laterais e 1,5 milímetros anteriores com respeito. Torema. Usando os botões de controle na unidade estereotáxica, levante ligeiramente a seringa e marque a localização exata no crânio com uma ponta de feltro dedicada. Caneta. Se a superfície externa do crânio não estiver mais nivelada com bgma no plano dorsal, redefina a leitura ventral dorsal para zero para garantir que a profundidade da injeção esteja correta.Faça um pequeno orifício no crânio com uma broca rotativa portátil equipada com uma ponta dentária estéril. Segure a broca em um ângulo em relação ao crânio e toque suavemente a ponta no osso. Pare de perfurar completamente o osso.A injeção mais limpa com o mínimo de trauma é obtida. Quando o crânio for perfurado com a agulha da seringa durante a injeção celular, remova a poeira óssea com um cotonete umedecido em PBS ou solução salina. Retorne a seringa para a bomba e abaixe a agulha diretamente até o orifício da broca.Para confirmar a localização, misture suavemente a suspensão celular e puxe as células para a seringa. Usando o controlador da bomba, evite bolhas e grumos e limpe a agulha com um cotonete embebido em álcool. Para remover as células contaminantes da superfície externa, abaixe a agulha até o nível da superfície do crânio.Em seguida, abaixe lentamente a agulha. Perfure toda a espessura do crânio e penetre no cérebro a uma profundidade de quatro milímetros ventrais ao longo de um minuto, antes de retirar a agulha lentamente para 3,5 milímetros ventral, confirme se os parâmetros corretos foram inseridos no controlador da bomba e pressione o funcionamento. Parar. Para autoinjetar as células, observe a seringa e certifique-se de que o êmbolo esteja se movendo para dentro do barril.Deixe a agulha no lugar por um a dois minutos antes de retirá-la muito lentamente do tecido. A agulha deve ser removida ao longo de cinco minutos. Use um cotonete para secar a área ao redor do orifício da broca e deixe as bordas da pele abertas para permitir que o osso seque.Remova a seringa da bomba e regue-a rapidamente com água estéril e etanol. Em seguida, aplique cera de osso estéril no orifício da broca e use a extremidade de madeira de um cotonete estéril para compactar a cera no osso. Se a superfície estiver seca adequadamente, ela deve grudar Após suturar a ferida, reduza o isde flúor para 0%e remova o mouse da unidade estereotáxica.Coloque o animal em uma superfície aquecida e observe até que esteja totalmente recuperado. É importante limpar todos os instrumentos e equipamentos usando etanol 70% e um esterilizador ou desinfetante de esferas entre cada animal. Os camundongos injetados devem ser monitorados por dois dias após o procedimento quanto a sinais de dor, infecção ou outras complicações.Avalie os camundongos quanto a sinais clínicos de paralisia da doença, diminuição da atividade, perda de peso, convulsões ou doença geral no momento desejado. Pontos após a injeção, monitore o desenvolvimento do tumor por ressonância magnética ou sistemas de imagem in vivo. Essas imagens ponderadas de RMIT comparam um tumor derivado de células U 87 com o tumor derivado de células U2 51.Os volumes tumorais plotados ao longo do tempo mostram uma janela reprodutível de desenvolvimento e crescimento tumoral que é consistente em todos os experimentos. Uma imagem IVIS de células GBM transduzidas por lúciferes U2 51 injetadas intracranianas em camundongos nus, revela que o camundongo à esquerda foi injetado com sucesso e mostra um sinal vocalizado muito forte no local desejado. Enquanto o mouse à direita demonstra um resultado malsucedido devido ao local ou técnica de injeção inadequada.O tamanho do tumor é estimado a partir da atividade dos lúciferes na região cerebral de interesse e plotado ao longo do tempo. A linha azul corresponde ao camundongo com uma injeção intracraniana bem-sucedida, enquanto a linha vermelha corresponde ao camundongo com deslocamento de células tumorais para a coluna após h e e a coloração do tumor de células U 87 GBM mostra uma área de crescimento tumoral denso e tecido cerebral normal adjacente com invasão microscópica de células malignas. Esta seção do centro de um tumor derivado de células U2 51 GBM replica muito de perto a histopatologia bizarra com células malignas multinucleadas vistas no GBM humano típico.Ao tentar este procedimento, é importante lembrar que a reprodutibilidade do modelo tumoral depende do posicionamento preciso e seguro da cabeça do camundongo e da localização consistente do local da injeção. Além disso, uma taxa gradual e uma pressão de injeção consistente são essenciais. Essa técnica permite que pesquisadores no campo da neuro-oncologia explorem novas estratégias terapêuticas para tumores cerebrais humanos, removendo parte da variabilidade que é agravada pela localização imprecisa da injeção de células tumorais cerebrais.

creating-anatomically-accurate-reproducible-intracranial-xenografts

Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Luciferase modificados xenotransplantes tumorais humanos cerebral intracraniana pode ser estabelecida em camundongos atímicos, com posterior acompanhamento do crescimento tumoral e resposta à terapia com imagem de bioluminescência. Em combinação com a análise de sobrevivência, o monitoramento bioluminescência é uma ferramenta de pesquisa essencial para ensaios pré-clínicos de terapias sendo considerado para o tratamento de tumores cerebrais.

Estabelecer xenoenxertos tumor intracraniano Cérebro com posterior análise do crescimento tumoral e resposta à terapia com imagem Bioluminescência

A fim de avaliar romance paradigmas terapêuticos para o tratamento de glioma, fisiológicos modelos relevantes são essenciais. Nós utilizamos um procedimento de parafuso implantáveis ​​guia para criação de modelos de xenoenxerto intracraniana que é mais rápido e mais seguro do que as abordagens estereotáxica.

Um método simples parafuso Guia para intracraniana Estudos Xenoenxerto em Ratos

Nós descrevemos um método integrado para a implantação, precisa estereotáxica de células de glioblastoma multiforme humano no cérebro de camundongos nude e série...

Implantação estereotáxica intracraniana e<em&gt; Em vivo</em&gt; Imaging Bioluminescent de xenoenxertos de tumores em um Sistema Modelo de Rato Glioblastoma Multiforme

Gliomas malignos constituem um grupo heterogêneo de neoplasias gliais altamente infiltrativas com características clínicas e moleculares distintas. Xenograftos ortotópicos primários recapitulam as características histopatológicas e moleculares de subtipos de glioma malignos em modelos animais pré-clínicos.

Glioma Xenoenxertos Ortotópicos Primários Recapitulam crescimento infiltrativo e isocitar mutação desidrogenase I

Nós estabelecemos um modelo de glioblastoma ortotópico cortical em camundongos para microscopia de dois fótons intravital que recapitula as restrições biofísicas normalmente no jogo durante o crescimento do tumor. Uma janela de vidro crônica substituir o crânio acima do tumor permite o acompanhamento da progressão do tumor ao longo do tempo por meio de microscopia de dois fótons.

Um Glioblastoma Rato modelo ortotópico Manter restrições Cérebro parênquima físicas e Adequado para intravital dois fótons Microscopia

Astrócitos fenotipicamente selvagens e células-tronco neurais colhidas de camundongos modificados com alelos oncogênicos condicionais floxed e transformados por meio de recombinação viral mediada por Cre podem ser usados para modelar a patogênese do astrocitoma in vitro e in vivo por injeção ortotópica de células transformadas em cérebros de irmãos de ninhada singênicos e imunocompetentes.

Modelagem astrocitoma Patogênese In Vitro E In Vivo Usando Cortical astrócitos ou células-tronco neurais de condicional, Geneticamente Modificadas Ratos

As células estaminais são portadores terapêuticos promissores para tratar tumores cerebrais devido ao seu tropismo intrínseco de tumor. A entrega de células estaminais intranasais não invasivas ultrapassa a barreira hematoencefálica e demonstra um forte potencial de tradução clínica. Este artigo resume os princípios básicos da administração de células estaminais intranasais em um modelo de glioma de mouse.

Entrega intranasal de células-tronco terapêuticas para Glioblastoma em um modelo de mouse

Aqui, apresentamos um protocolo para a preparação e a administração estereotáxica de linfócitos humanos alogênico em camundongos imunodeficientes carregando humana ortotópico de tumores primários. Este estudo fornece um prova de conceito para a viabilidade e a eficácia antitumoral de imunoterapias celulares intrabrain-entregue.

Estereotáxica transferência adotiva de citotóxicas células imunes em modelos murino de humanos ortotópico Glioblastoma Multiforme Xenografts

Aqui, descrevemos um modelo ortotópico pré-clínico em camundongos para GBM, estabelecido por injeção intracraniana de células derivadas de tumores modelo de camundongos geneticamente modificados. Este modelo exibe as características da doença do GBM humano. Para estudos translacionais, o tumor cerebral de camundongo é rastreado por ressonância magnética in vivo e histopatologia.

Modelos Ortotópicos Translacionais de Glioblastoma Multiforme

O desenvolvimento de modelos ortotópicos de tumores cerebrais pediátricos requer precisão meticulosa, usando um dispositivo estereotáxico para implantar células cancerígenas com precisão. A metodologia apresentada aqui descreve as etapas envolvidas na preparação de células tumorais cerebrais, na realização de injeções intracranianas e na implementação de um sistema de monitoramento pós-operatório para avaliar o enxerto de tumor cerebral.

Estabelecimento de modelos ortotópicos de xenoenxerto derivados de pacientes para tumores cerebrais usando um dispositivo estereotáxico

O objetivo desse protocolo é fornecer aos pesquisadores uma técnica altamente reprodutível para implantações intracranianas.

Implantação intracraniana estereotáxica de linhagens celulares de xenoenxerto derivadas de Glioblastoma em Pacientes

Aprenda a criar xenoenxertos intracranianos precisos em camundongos para modelar tumores cerebrais humanos. Esta técnica cirúrgica permite testar estratégias terapêuticas inovadoras com reprodutibilidade e similaridade histopatológica.

Criando anatomicamente precisos e reprodutíveis intracraniana Xenoenxertos de tumores cerebrais humanos

Explorar mais vídeos