Name: Mesure de température de corps de souris avec le thermomètre à infrarouge pendant Passive systémique anaphylaxie et évaluation d’allergie alimentaire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-14T14:45:00.000+00:00
Duration: 4 min 34 s
Description: Apprenez à mesurer la température corporelle des souris par thermomètre infrarouge lors d'anaphylaxie systémique passive. Cette méthode non invasive réduit le stress animal et élimine l'anesthésie.

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Subventions de recherche dans le Kawakami lab a été pris en charge par les NIH : R01 AR064418-01 a 1, R01 HL124283-01, R21 AI 115534-01 et R41AI124734-01.

Toutes les expériences animales ont été approuvées par le Comité de l’urbanisme de l’Institut de La Jolla et animalier d’allergie et d’immunologie.
1. souris corps mesure de la température au cours de la Anesthetization
<ol><li>Placez votre souris dans une boîte d’induction de l’anesthésie. Anesthésie à l’aide de 1 L/min débit d’oxygène à l’isoflurane 5 %. Remarque : Anesthetization est confirmée lorsque la souris ne répond plus de mouvement volontaire et a été immobile pendant plus de 30 s. alternativement, fréquence respiratoire du moniteur, et une fois que la souris respirent au 1 insufflations par toutes les 2 s ou plus, anesthetization est confirmée.</li>
	<li>Maintenez le pointeur de la souris par la nuque avec un index et votre pouce et maintenez la queue avec un petit doigt pour exposer le bas-ventre.</li>
	<li>Placez le capteur thermomètre infrarouge sous le bas de l’abdomen tout en maintenant la souris avec son corps parallèle au sol. Remarque : La surface externe plate du thermomètre (pas la surface du capteur) devrait être environ de 2 à 5 mm de la surface de l’abdomen. Ce résultats répétés des températures mesurées tandis que les souris ne sont pas anesthésiés (voir section 2). Il est important de déterminer l’emplacement de la cible de l’abdomen. Visant entre deux mamelons supérieures permet des résultats cohérents.</li>
	<li>Maintenez la gâchette pour mesurer la température. Assurer l’exploitation stable de la souris et le thermomètre.</li>
</ol>2. mesure de température de corps souris sans anesthésie
<ol><li>Soulevez la souris au milieu de la queue.</li>
	<li>
Exposer l’abdomen de la souris.
	<ol>
<li>Laissez la souris s’accrocher à une surface de droite, comme la lèvre d’une cage ouverte ou cage-dessus avec ses pattes de devant. Remarque : Ceci permet à la souris étirer son corps supérieur et exposer l’abdomen.</li>
		<li>Sinon, laisser la souris de tenir sur le bord supérieur droit du thermomètre et rendre la souris s’asseoir sur la surface externe plate du thermomètre avec son abdomen juste au-dessus du capteur infrarouge. Remarque : N’importe quel moment que les pattes reposent sur la surface du thermomètre, veiller à ce que les pieds ne sont pas emmêlés dans le capteur de la surface abdominale. Thermomètres avec pied obstruction mesurera une température inférieure à celle de l’abdomen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Maintenez la gâchette pour mesurer la température. Remarque : Les souris ont tendance à se déplacer ; Veillez à mesurer au même endroit du corps uniformément en prenant des mesures de température lorsque les souris sont relativement moins mobiles.</li>
</ol>3. passif systémiques anaphylaxie7
<ol><li>
Jour 0 : Sensibiliser à l’immunoglobuline E (IgE).
	<ol>
<li>Préparez 200 µL (par souris) d’IgE anti-dinitrophényl (DNP) à une concentration de 100 µg/mL dans du PBS.</li>
		<li>Injecter par voie intrapéritonéale 200 µL d’IgE anti-dinitrophényl (DNP) préparé à l’étape 3.1.1 ou PBS seulement (PBS seule est le témoin négatif). Utiliser une aiguille 26 G pour injection. Effectuer les injections juste latéraux à la ligne médiane, entre les deux mamelons plus inférieures.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Jour 1 : Induire anaphylaxie avec DNP-HSA.
	<ol>
<li>Préparer 100 µL (par souris) de DNP-HSA à une concentration de 10 mg/mL dans 0,9 % NaCl.</li>
		<li>Anesthésier les souris comme indiqué au point 1.1.</li>
		<li>Mesurer la température du corps en utilisant la technique décrite à l’étape 1.</li>
		<li>Injecter par voie intraveineuse de 100 µL de DNP-HSA préparée à l’étape 3.2.1. Utiliser une aiguille de 30 G pour l’injection. Effectuer les injections sur le sinus veineux retroorbital. Insérez l’aiguille sur le côté médial de le œil à un angle faible, visant derrière le œil.</li>
		<li>Après l’injection, placez les souris dans des cages individuelles. Veiller à ce que les souris récupérer de l’anesthésie. Observer qu’ils réveillent et deviennent volontairement mobiles.</li>
		<li>Mesurer la température du corps avec le thermomètre à infrarouge et d’observer leur activité toutes les 10 min pendant 70 min.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Mouse Model of Food Allergy8,9
Remarque : Le schéma est illustré à la Figure 2.
<ol><li>
Jour 0 : Sensibiliser les souris avec ovules/alun.
	<ol>
<li>Préparer 100 µL (par souris) d’ovules (0,5 mg/mL) et de l’alun (10 mg/mL) ensemble dans du PBS. Vortex à la faible intensité pendant 30 min.</li>
		<li>Anesthésier les souris comme indiqué au point 1.1.</li>
		<li>À l’aide d’une aiguille 26 G, injecter par voie intrapéritonéale chaque souris avec 100 µL du mélange OVA/alun préparé à l’étape 4.1.1. NOTE : Vortex le mélange OVA/alun encore une fois, brièvement avant chaque injection, pour mieux assurer un mélange homogénéisé. Voir l’étape 3.1.3 pour plus de détails sur le site d’injection.</li>
		<li>Après l’injection, replacez les souris dans leurs cages originales. Veiller à ce que les souris récupérer de l’anesthésie. Observer qu’ils réveillent et deviennent volontairement mobiles.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Jour 14 : Effectuer une deuxième sensibilisation avec ovules/alun.
	<ol>
<li>Répétez les étapes 4.1.1 et 4.1.2 4.1.3.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Jours 28-46 : défier les souris avec ovules tous les deux jours.
	<ol>
<li>Préparer 100 µL (par souris) d’ovules à une concentration de 250 mg/mL dans du PBS. Remarque : Le mélange convient en poussant doucement en arrière à la main plutôt que sur un vortex pour minimiser la formation de bulles.<ol>
<li>Si vous utilisez des inhibiteurs d’allergie alimentaire, préparer les inhibiteurs9. Préparer 100 µL (par souris) de l’inhibiteur à une concentration de 1 mg/mL dans du PBS. Cela permet un débit de 100 µg d’inhibiteur pour chaque souris. NOTE : Ne pas dépasser 100 µL de l’inhibiteur par souris, car les souris ne sont en mesure de gérer 200 µL du volume total de gavage au cours de la journée-un défi. Puisque 100 µL sont nécessaires pour l’enjeu ovules ainsi, 100 µL est le maximum recommandé de volume pour l’utilisation de l’inhibiteur.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Anesthésier les souris comme indiqué au point 1.1.</li>
		<li>Par voie orale de gavage chaque souris avec 100 µL de la solution d’ovules (25 mg d’ovules dans 100 µL de PBS gavés par souris) qui a été préparée à l’étape 4.3.1.<ol>
<li>Si vous utilisez des inhibiteurs, utilisent les mêmes techniques décrites dans les étapes suivantes pour le gavage d’inhibiteur (ou contrôle de PBS) préparé à l’étape 4.3.1.1 30 minutes avant l’enjeu ovules. Après 30 min, passez à l’étape suivante.</li>
			<li>Utiliser une aiguille de gavage avec une seringue de 1 mL. Ramasser 100 µL d’ovules dans la seringue.</li>
			<li>Insérer l’aiguille dans la bouche ; puis, pointant l’aiguille vers la gauche ou la droite de la gorge, faites doucement glisser l’aiguille dans le œsophage. Injecter 100 µL d’ovules. Remarque : Pour s’assurer que l’aiguille n’est pas dans la trachée, observer active respirer avant d’injecter les ovules. L’insertion de l’aiguille sera également résister au début si il est entré dans la trachée au lieu de le œsophage.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Placez les souris dans leurs cages individuelles. Pour la simple observation de la qualité des selles, utiliser des cages sans literie.</li>
		<li>S’assurer de l’anesthésie. Observer que les souris s’éveiller et deviennent volontairement mobiles.</li>
		<li>Mesurer la température du corps des souris à intervalles de 10, 20, 40 et 60 min en utilisant la technique décrite à l’article 2.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Finkelman, F. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaphylaxis%3A+lessons+from+mouse+models%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Allergy+and+Clinical+Immunology%22%5BJournal%5D)">Anaphylaxis: lessons from mouse models.</a> The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 120 (3), Quiz 516-507 506-515 (2007).</li>
<li>Lee, J. K., Vadas, P. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21668816">Anaphylaxis: mechanisms and management.</a> Clinical and Experimental Allergy: Journal of the British Society for Allergy and Clinical Immunology. 41 (7), 923-938 (2011).</li>
<li>Newsom, D. M., Bolgos, G. L., Colby, L., Nemzek, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+body+surface+temperature+measurement+and+conventional+methods+for+measuring+temperature+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of body surface temperature measurement and conventional methods for measuring temperature in the mouse.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 43 (5), 13-18 (2004).</li>
<li>Wong, J. P., Saravolac, E. G., Clement, J. G., Nagata, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+murine+hypothermia+model+for+study+of+respiratory+tract+influenza+virus+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Development of a murine hypothermia model for study of respiratory tract influenza virus infection.</a> Laboratory Animal Science. 47 (2), 143-147 (1997).</li>
<li>Quimby, J. M., Olea-Popelka, F., Lappin, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+digital+rectal+and+microchip+transponder+thermometry+in+cats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of digital rectal and microchip transponder thermometry in cats.</a> Journal of American Association for Laboratory Animal Science. 48 (4), 402-404 (2009).</li>
<li>Mei, J., Riedel, N., Grittner, U., Endres, M., Banneke, S., Emmrich, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Body+temperature+measurement+in+mice+during+acute+illness%3A+implantable+temperature+transponder+versus+surface+infrared+thermometry%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Body temperature measurement in mice during acute illness: implantable temperature transponder versus surface infrared thermometry.</a> Scientific Reports. 8 (1), 3526(2018).</li>
<li>Doyle, E., Trosien, J., Metz, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protocols+for+the+induction+and+evaluation+of+systemic+anaphylaxis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Protocols for the induction and evaluation of systemic anaphylaxis in mice.</a> Methods in Molecular Biology. 1032, 133-138 (2013).</li>
<li>Brandt, E. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mast+cells+are+required+for+experimental+oral+allergen-induced+diarrhea%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigations%22%5BJournal%5D)">Mast cells are required for experimental oral allergen-induced diarrhea.</a> The Journal of Clinical Investigations. 112 (11), 1666-1677 (2003).</li>
<li>Ando, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histamine-releasing+factor+enhances+food+allergy%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigations%22%5BJournal%5D)">Histamine-releasing factor enhances food allergy.</a> The Journal of Clinical Investigations. 127 (12), 4541-4553 (2017).</li>
<li>Brandt, E. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+IL-4%2FIL-13+signaling+to+alleviate+oral+allergen-induced+diarrhea%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Allergy+and+Clinical+Immunology%22%5BJournal%5D)">Targeting IL-4/IL-13 signaling to alleviate oral allergen-induced diarrhea.</a> The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 123 (1), 53-58 (2009).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le protocole décrit a été créé dans le but de mesurer la température de corps sans l’utilisation de l’anesthésie. Malgré sa relative facilité avec laquelle la température lectures peuvent être obtenus, il y a plusieurs mises en garde qui s’adapter cette technique, en plus des effets plus évidents tels que gestion de stress et températures ambiantes différentes.
Tout d’abord, afin de maintenir les lectures de température constante tout au long de l’expérience, l’endroit où la température est me...

Mesure de la température corporelle a été un élément essentiel de la surveillance des effets des symptômes anaphylactiques chez les animaux modèles1,2. Écarts de température ont été traditionnellement mesurées par les thermomètres sonde rectale en souris3,4. Avec ces mesures, les enquêteurs ont dépeint fiable de différences de température entre les variables ; Toutefois, cette méthode est une procédure longue et provoque la détresse à des souris, ce qui peuvent augmenter la température corporelle. Sonde rectale peut également provoquer larmoiement et infection muqueuse3. En outre, les souris devraient être anesthésiés pour humainement insérer la sonde rectale pour mesurer la température :3. Il s’agit d’un processus lent, et il interdit la mesure des températures successives dans un court laps de temps. En outre, les phénotypes de l’activité de souris ne peuvent être observées pendant cette période, jusqu'à ce que l’anesthésie est complètement dissipé, qui est un autre processus fastidieux. Plus récemment, autres méthodes fiables pour mesurer la température corporelle ont utilisé des balises transpondeur infrarouge passif implanté sous la peau ou des émetteurs de radio comprenant un capteur de la température3,5,6. Même si elles sont acceptées comme la pratique idéale par certains chercheurs, ces méthodes ne sont pas largement utilisés en raison des coûts initiaux élevés et de détresse chez la souris, en raison de l’implantation chirurgicale d’un capteur de température sous la peau ou une autre partie du corps.
Afin de démontrer qu’une différence de température est un reflet fidèle des symptômes à une maladie modèle1,2, souris doivent être éveillés pendant la mesure de la température et reprendre leurs activités normales phénotypique immédiatement avant et après la mesure. À cette fin, nous avons recherché une méthode par lequel cela pourrait se faire.
Notre objectif était pour mesurer la température corporelle de souris, sans la nécessité d’une anesthésie et sans restrictions à l’activité, pour permettre l’observation des phénotypes comportements pendant et après le temps de mesure de la température avec précision et à moindre coût. Pour atteindre cet objectif, il était évident qu’une technique moins invasive que les sondes de la température rectale normale était nécessaire. Les thermomètres infrarouges ont été utilisés pendant des décennies en médecine clinique, en particulier en pédiatrie, pour obtenir des lectures de température précis. Il a été une méthode alternative qui a permis aux cliniciens de rapidement et précisément obtenir des mesures de température chez les nourrissons et les enfants capricieux qui sont activement mobiles. Nous avons mis en place cette même technique chez des souris et ont mis au point une méthode efficace pour obtenir des températures sans anesthésie. Ce qui est important, nous montrons que cette méthode est capable de reproduire les résultats de l’anaphylaxie systémique passive bien établies concernant les changements de température, tout en étant en mesure d’observer l’activité de la souris tout au long de la mesure. En outre, nous utilisons la même méthode pour évaluer la température corporelle de souris allergiques aux aliments, tout en étudiant simultanément d’autres symptômes, afin de démontrer que la température du corps est en effet un reflet exact du niveau d’activité et le phénotype global de la souris.

<table><tbody><tr><td>Thermomètre infrarouge sans contact</td><td>SinoPie</td><td>DT-8861</td><td></td></tr><tr><td>Anti-dinitrophényle (DNP) IgE</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D8406-.2MG</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille PrecisionGlide 30 G</td><td>BD</td><td>305128</td><td></td></tr><tr><td>aiguille PrecisionGlide 26 G&nbsp ;</td><td>BD</td><td>305111</td><td></td></tr><tr><td>seringue de 1 mL</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Dinitrophényle - albumine sérique humaine</td><td>Biosearch Technologies</td><td>D-5059-10</td><td></td></tr><tr><td>Ovalbumine du blanc d’œuf de poule</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A5503-50G</td><td></td></tr><tr><td>Imject Alun</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>77161</td><td></td></tr><tr><td>Aiguilles d’alimentation animale, jetables</td><td>Fisher Scientific</td><td>Tél. : 01-208-87</td><td></td></tr></tbody></table>

mesure de température de corps de souris avec le thermomètre à infrarouge pendant passive systémique anaphylaxie et évaluation d’allergie alimentaire

Mouse Body Temperature Measurement Using Infrared Thermometer During Passive Systemic Anaphylaxis and Food Allergy Evaluation

Mesurer la température de corps souris est d’une importance primordiale pour enquêter sur les allergies et les symptômes anaphylactiques. Sondes rectales pour les lectures de température est commun, et ils sont est avérés pour être précis et précieux à cet égard. Toutefois, cette méthode de mesure de température exige les souris pour être anesthésiés afin d’y pour insérer la sonde sans nuire à l’animal. Cela limite la capacité d’observer simultanément les autres phénotypes de la souris. Afin d’enquêter sur d’autres phénotypes tout en mesurant les températures, les sondes rectales ne sont pas idéales, et une autre méthode est souhaitée. Ici, nous présentons une méthode non invasive de la mesure de la température qui renonce à l’exigence pour l’anesthésie de la souris tout en maintenant la fiabilité égale aux sondes rectales pour mesurer la température corporelle. Nous utilisons un thermomètre infrarouge qui détecte la température de surface de corps à des distances de 2 à 150 mm. Cette méthode de mesure de température de corps est réussie dans la reproduction fiable des tendances de changement de température au cours d’expériences d’anaphylaxie système passif chez les souris. Nous montrons que les températures de surface de corps sont environ 2,0 ° C inférieure à la mesure de la sonde rectale, mais le degré de chute de température suit la même tendance. En outre, nous utilisons la même technique pour observer les souris dans un modèle d’allergie alimentaire pour évaluer les niveaux de température et l’activité simultanément.

Anaphylaxie systémique passive : injectable i.v., semaine 10 vieilles femelles BALB/c ont été anesthésiés. Avant l’injection, nous avons mesuré leur température corporelle (Video 1) tel que décrit à l’étape 1. La figure 1 illustre la tendance de la température des deux populations après injection intraveineuse. La souris sensibilisées IgE a montré une baisse de la température maximale de 3,0 ° C à 20 min, alors que la souris de contrôle PBS a...

Nous présentons ici une nouvelle méthode pour mesurer avec précision les écarts de température du corps dans l’anaphylaxie systémique passive (PSA) et des modèles de souris allergie alimentaire à l’aide d’un thermomètre infrarouge. Cette procédure a été fidèlement reproduite dans les précédents résultats de PSA.

Mesure de température de corps de souris avec le thermomètre à infrarouge pendant Passive systémique anaphylaxie et évaluation d’allergie alimentaire

Mouse body temperature measurement is of paramount importance for investigating allergies and anaphylactic symptoms. Rectal probes for temperature ...

Cette méthodologie aide à répondre aux questions clés dans le domaine de l’allergie et de l’immunologie, en particulier celles qui sont concernant les phénotypes qui peuvent être associés à des changements de température corporelle. Les principaux avantages de cette technique sont qu’elle est peu coûteuse, non invasive, et ne nécessite pas d’anesthésie. Les implications de cette technique permettent aux chercheurs de réduire le stress et la douleur des souris lors de la mesure de la température tout en éliminant les effets de l’anesthésie, et /ou de visualiser les phénotypes comportementaux.Pour mesurer la température corporelle de la souris après l’anesthésie, confirmer la sedation par taux respiratoire ou immobilité et saisir la souris par la nuque avec un index et le pouce et la queue avec un doigt rose. Tout en tenant la souris parallèle à la surface du banc de laboratoire, placez un capteur thermomètre infrarouge sous le bas-ventre avec la surface plane extérieure du thermomètre à deux à cinq millimètres de la surface de l’abdomen entre les deux mamelons supérieurs. Ensuite, apressez la gâchette du thermomètre pour mesurer la température de l’animal, en prenant soin de mainten

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