Implantation d’une minipompe osmotique pour augmenter la concentration de glucose dans le liquide céphalorachidien de souris

Cette technique augmente les niveaux de glucose dans le liquide céphalorachidien ou le LCR chez les souris sans affecter leur concentration de glucose dans le sang. Cela aide à étudier les effets directs des niveaux élevés de glucose dans le LCR sur la fonction cérébrale de l’animal. Cette technique peut établir des modèles animaux pour explorer le rôle théologique d’une glycémie plus élevée dans le LCR sur le dysfonctionnement cognitif.

Menant à la découverte de nouvelles cibles moléculaires pour améliorer la fonction cognitive. La méthode aidera également à déterminer si des taux élevés de glucose dans le LCR sont suffisants pour arbitrer les phénotypes des troubles neurodégénératifs chez la souris. Une attention particulière doit être accordée à l’assemblage et à l’amorçage appropriés de la configuration de la canule et à l’insertion de la canule dans le cerveau aux coordonnées correctes.

Pour commencer la chirurgie pour l’implantation de minipompe osmotique, placez la souris anesthésiée sur le cadre stéréotaxique. Placez la tête de l’animal sur la barre d’incisive. Couvrir le nez avec le cône nasal pour maintenir l’anesthésie et connecter le flux d’isofluorane au cône nasal à un taux de 1,5 à 2% Placez un coussin chauffant sous la souris pour maintenir la température corporelle.

Après avoir désinfecté la zone chirurgicale et pratiqué une incision, exposez la surface du crâne avec une spatule et essuyez le sang, le cas échéant, avec des pointes en coton. Utilisez un cautérisateur en cas de saignement abondant. Frottez avec une pointe en coton trempée dans du peroxyde d’hydrogène à 3% pour exposer les sutures crâniennes.

En travaillant au microscope, prenez note du bregma et du lambda pour naviguer dans les coordonnées du crâne. Réglez toutes les coordonnées à zéro au bregma. En utilisant une perceuse électrique avec précaution et sans rompre, la dure-mère fait un trou aux coordonnées 0,5 millimètre postérieur au bregma et 1 millimètre latéral à la ligne médiane vers la droite.

Insérez un hémostatique et ouvrez-le et fermez-le doucement pour faire une poche pour la mini pompe. En tenant la pompe à partir de l’extrémité du modulateur de débit, poussez-la à travers la peau incisée dans la poche créée. Appliquez un peu de colle sur la face inférieure de la canule et fixez-la dans le porte-canule.

Assurez-vous que la canule n’est pas obstruée et que la solution coule correctement. Ensuite, abaissez lentement la canule à travers le trou percé, à deux millimètres ventrale de la surface du crâne. Laissez-le là pendant au moins cinq minutes pour permettre à la colle de se solidifier.

À l’aide de ciseaux, coupez le haut de la canule en veillant à ce qu’elle ne se déloge pas de la surface du crâne. Couvrir la canule d’une couche de ciment dentaire pour un soutien supplémentaire. Pour le prélèvement de liquide céphalorachidien ou de LCR, placez la souris correctement anesthésiée sur le cadre stéréotaxique.

Après avoir fixé la tête sur le cadre comme démontré précédemment, faites pivoter les boutons pour incliner la tête de sorte que le nez soit orienté vers le bas. Après avoir désinfecté la zone chirurgicale et pratiqué une incision, retirez le support du corps de la souris et laissez la souris reposer verticalement afin que le cou soit complètement étendu dorsalement. À l’aide d’une pince émoussée incurvée, coupez doucement les muscles postérieurs du cou à partir de la ligne médiane pour créer une petite fenêtre.

Ensuite, utilisez un applicateur à embout en coton humide pour déplacer doucement les muscles du cou de la ligne médiane vers la périphérie. Observez si la citerne magna est exposée comme une fenêtre triangulaire avec une membrane de dure-mère transparente. Placez l’ensemble micro-manipulateur sur le cadre stéréotaxique à côté de la souris tout en vous assurant que l’extrémité capillaire ne touche aucune surface.

Casser doucement l’extrémité capillaire sans perturber la configuration. Faites pivoter les boutons correspondants sur le micromanipulateur pour aligner lentement et déplacer l’extrémité capillaire vers la citerne magna. Une certaine résistance est ressentie une fois que l’extrémité capillaire touche la membrane de la citerne magna.

Poussez très lentement l’embout contre la membrane à l’aide des boutons en veillant à ne pas endommager les vaisseaux sanguins de la membrane. Lorsque la membrane est percée, le LCR s’écoule immédiatement dans le capillaire en raison d’une pression capillaire négative. Laissez l’installation pendant quelques minutes jusqu’à ce qu’environ 10 microlitres de LCR s’accumulent dans le capillaire.

Retirez délicatement le capillaire de la seringue et fixez-le à un distributeur d’ampoules à microcapuchon. Appuyez sur l’ampoule pour transférer le LCR dans un tube microcentrifuge stérile. Placez le support sous la souris et faites pivoter les boutons stéréotaxiques pour niveler la tête.

Fermez la plaie avec des sutures en nylon. Injectez 300 microlitres de solution saline stérile par voie sous-cutanée avant de retirer la souris de l’appareil. Donnez des soins postopératoires aux animaux jusqu’à ce qu’il soit temps de retirer les sutures, environ 7 à 10 jours après la chirurgie.

Le LCR prélevé 10 jours après la chirurgie a montré une augmentation d’environ six fois du taux de glucose chez la souris, perfusé avec 50% de glucose par rapport à celui des souris perfusées avec du LCR. Cependant, les niveaux de glucose dans le sang n’étaient pas différents entre les groupes. Tout en abaissant la canule dans le cerveau, rétractez-la et vérifiez si le LCR sort du trou.

Il est également essentiel d’identifier correctement la citerne magna et de prévenir la contamination du LCR par le sang. Cette technique peut également être utilisée pour administrer tout médicament incapable de traverser la barrière hémato-encéphalique pour tester son effet sur la fonction cérébrale. Il existe un nombre très limité de modèles animaux de diabète, et ils perturbent l’homéostasie du glucose dans l’environnement périphérique.

Ce modèle, cependant, aide à étudier les changements spécifiques au cerveau dans la régulation du glucose sur la fonction neuronale.