Summary

Um In vivo Modelo de Contração de roedores induzida por lesões e não-invasivos acompanhamento da recuperação

Published: May 11, 2011
doi:

Summary

Um<em> In vivo</em> Modelo animal de lesão é descrita. O método aproveita a posição subcutânea do nervo fibular. Tempo, velocidade da ativação muscular, e arco de movimento são todos os pré-determinada e sincronizados usando software comercial. Alterações pós-lesão são monitorados<em> In vivo</em> Usando RM / espectroscopia.

Abstract

Tensões musculares são uma das queixas mais comuns tratados por médicos. A lesão muscular é tipicamente diagnosticada a partir do histórico do paciente e exame físico sozinho, porém a apresentação clínica pode variar muito, dependendo da extensão da lesão, a tolerância do paciente a dor, etc Em pacientes com lesão muscular ou doença muscular, a avaliação de lesão muscular é normalmente limitada a sinais clínicos, tais como a ternura, força, amplitude de movimento e, mais recentemente estudos, de imagem. Marcadores biológicos, tais como níveis séricos de creatina quinase, são normalmente elevados com lesão muscular, mas seus níveis nem sempre se correlacionam com a perda de produção de força. Isto é mesmo verdade dos achados histológicos de animais, que fornecem uma "medida direta" de danos, mas não conta por todas as perdas de função. Alguns argumentaram que a medida mais abrangente da saúde geral do músculo da força contrátil. Porque lesão muscular é um evento aleatório que ocorre sob uma variedade de condições biomecânicas, é difícil de estudar. Aqui, descrevemos um modelo animal in vivo para medir torque e produzir uma lesão muscular confiável. Descrevemos também o nosso modelo de medição de força de um músculo isolado in situ. Além disso, descrevemos o nosso procedimento de pequenos animais de ressonância magnética.

Protocol

1. Lesão no modelo vivo e medição de torque isométrico. Estes procedimentos podem ser usados ​​para ratos ou camundongos 7,17,18. Para começar, coloque o supino animais sob anestesia inalatória (~ 4-5% isoflurano para indução em uma câmara de indução, então ~ isoflurano a 2% através de um cone de nariz para manutenção), utilizando um vaporizador de precisão (cat # 91103, Vet Equip, Inc, Pleasanton , CA). Aplicar pomada oftálmica estéril (Paralube Pomada Vet, …

Discussion

"A lesão muscular" foi definido e medido de várias maneiras. Dano estrutural é evidente em achados histológicos 6,9, mas um problema com muitos dos marcadores biológicos utilizados para avaliar lesão muscular, incluindo aqueles usados ​​em estudos com animais, é que eles normalmente não se correlacionam com a perda de força. Lesão muscular é geralmente definido dentro do contexto do ensaio utilizado para examiná-lo e não encontrar alguém pode explicar as alterações da contratilid…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Os autores gostariam de agradecer ao Dr., Robert Bloch por sua generosa doação de laboratório espacial e instalações e Rao Dr. Gullapalli e Shi Da no Núcleo for Imaging translacional em Maryland (C-TRIM) ea Ressonância Magnética Research Center (MRRC) para suporte técnico. Este trabalho foi suportado por concessões para RML do National Institutes of Health (K01AR053235 e 1R01AR059179) e da Muscular Dystrophy Association (# 4278), e por uma doação para JAR da Fundação Jain.

Materials

(All equipment is the same for mice and rats except for the footplate)

  • BUD Value Line Cabinet (Newark, 06M4718)
  • Multifunction l/O USB-6221M (National Instruments, 779808-01)
  • Stepper motor controller (Newark, 16M4189)
  • Stepper Motor (Newark, 16M4198)
  • Strain Gauge Amplifier (Honeywell, Sensotec, DV-05)
  • Torque Sensor (Honeywell, QWLC-8M)
  • Foot plate and stabilization device (custom made, patent pending)

References

  1. Aldridge, R. Muscle pain after exercise is linked with an inorganic phosphate increase as shown by 31P. NMR. Biosci. Rep. 6, 663-663 (1986).
  2. Argov, Z., Lofberg, M., Arnold, D. L. Insights into muscle diseases gained by phosphorus magnetic resonance spectroscopy. Muscle Nerve. 23, 1316-1316 (2000).
  3. Brooks, S. V., Zerba, E., Faulkner, J. A. Injury to muscle fibres after single stretches of passive and maximally stimulated muscles in mice. J. Physiol. 488, 459-459 (1995).
  4. Burkholder, T. J. Relationship between muscle fiber types and sizes and muscle architectural properties in the mouse hindlimb. J. Morphol. 221, 177-177 (1994).
  5. Hakim, M. Dexamethasone and Recovery of Contractile Tension after a Muscle Injury. Clin. Orthop. Relat Res. 439, 235-235 (2005).
  6. Hamer, P. W. Evans Blue Dye as an in vivo marker of myofibre damage: optimising parameters for detecting initial myofibre membrane permeability. J. Anat. 200, 69-69 (2002).
  7. Hammond, J. W. Use of Autologous Platelet-rich Plasma to Treat Muscle Strain Injuries. Am. J. Sports Med. , (2009).
  8. Heemskerk, A. M. Determination of mouse skeletal muscle architecture using three-dimensional diffusion tensor imaging. Magn Reson. Med. 53, 1333-1333 (2005).
  9. Ho, K. W. Skeletal muscle fiber splitting with weight-lifting exercise in rats. Am. J. Anat. 157, 433-433 (1980).
  10. Huijing, P. A., Baan, G. C. Myofascial force transmission causes interaction between adjacent muscles and connective tissue: effects of blunt dissection and compartmental fasciotomy on length force characteristics of rat extensor digitorum longus muscle. Arch. Physiol Biochem. 109, 97-97 (2001).
  11. Ingalls, C. P. Dihydropyridine and ryanodine receptor binding after eccentric contractions in mouse skeletal muscle. J. Appl. Physiol. 96, 1619-1619 (2004).
  12. Lee, D., Marcinek, D. Noninvasive in vivo small animal MRI and MRS: basic experimental procedures. J. Vis. Exp. , (2009).
  13. Lovering, R. M., Deyne, P. G. D. e. Contractile function, sarcolemma integrity, and the loss of dystrophin after skeletal muscle eccentric contraction-induced injury. Am. J. Physiol Cell Physiol. 286, C230-C238 (2004).
  14. Lovering, R. M. The contribution of contractile pre-activation to loss of function after a single lengthening contraction. J. Biomech. 38, 1501-1501 (2005).
  15. Lovering, R. M. Recovery of function in skeletal muscle following 2 different contraction-induced injuries. Arch. Phys. Med. Rehabil. 88, 617-617 (2007).
  16. Provencher, S. W. Automatic quantitation of localized in vivo 1H spectra with LCModel. NMR Biomed. 14, 260-260 (2001).
  17. Roche, J. A., Lovering, R. M., Bloch, R. J. Impaired recovery of dysferlin-null skeletal muscle after contraction-induced injury in vivo. Neuroreport. 19, 1579-1579 (2008).
  18. Stone, M. R. Absence of keratin 19 in mice causes skeletal myopathy with mitochondrial and sarcolemmal reorganization. J. Cell Sci. 120, 3999-3999 (2007).
  19. Van Donkelaar, C. C. Diffusion tensor imaging in biomechanical studies of skeletal muscle function. J. Anat. 194, 79-79 (1999).
  20. Vogl, T. J. The value of in-vivo 31-phosphorus spectroscopy in the diagnosis of generalized muscular diseases. The clinical results and the differential diagnostic aspects. Rofo. 162, 455-455 (1995).
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Cite This Article
Lovering, R. M., Roche, J. A., Goodall, M. H., Clark, B. B., McMillan, A. An in vivo Rodent Model of Contraction-induced Injury and Non-invasive Monitoring of Recovery. J. Vis. Exp. (51), e2782, doi:10.3791/2782 (2011).

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