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Neuroscience

Análise de migração da crista neural e Diferenciação por Cross-espécies de Transplantes

Published: February 07, 2012
doi:
10.3791/3622
,
1Department of Biochemistry and Cell Biology,Rice University

Summary

Uma abordagem para análise da migração e destino final dos aviários células da crista neural em codornas de-bico embriões quiméricos é descrito. Este método é uma técnica simples e direta para rastrear células da crista neural durante a migração e diferenciação que são de outra maneira difícil distinguir dentro de um embrião de galinha não-manipulado.

Abstract

Embriões de aves fornecer uma plataforma única para o estudo de muitos vertebrados processos de desenvolvimento, devido ao fácil acesso dos embriões dentro do ovo. Quiméricos embriões aviários, em que as codornizes tecido do dador é transplantado para um embrião de pinto in ovo, combinam o poder de rotulagem genética indelével de populações de células com a facilidade de manipulação apresentada pela embrião aviário.

Quail chick-quimeras são uma ferramenta clássica para a detecção migratórias células da crista neural (CNCC) 1-3. CNCC são uma população transitória migratório das células do embrião, que se originam na região dorsal do tubo 4 desenvolvimento neural. Eles sofrem uma transição epitelial para mesenquimal e, posteriormente, migrar para outras regiões do embrião, onde se diferenciam em vários tipos celulares, incluindo cartilagem 5-13, melanócitos 11,14-20, neurônios e células gliais 21-32. CNCC são multipotentes, e seu destino final é influenciadoinfluenciada por 1) a região do tubo neural em que são originários ao longo do eixo rostro-caudal do embrião 11,33-37, 2) sinais de células vizinhas à medida que migram 38-44, e 3) o microambiente do seu final destino dentro do embrião 45,46. Rastreamento essas células a partir de seu ponto de origem no tubo neural, a sua posição final e destino dentro do embrião, fornece informação importante sobre os processos de desenvolvimento que regulam a padronização e organogênese.

Transplante de regiões complementares de tubo neural doador (homotópico do miocárdio) ou diferentes regiões do tubo neural do doador (enxerto heterotópico) pode revelar diferenças de especificação pré-CNCC ao longo do eixo rostro-caudal 2,47. Esta técnica pode ser ainda adaptado para transplantar um compartimento unilateral do tubo neural, tal que um lado é derivado a partir de tecido do dador, e os restos lado contralateral não perturbada no embrião hospedeiro, yielding um controle interno, dentro da mesma amostra 2,47. Ele também pode ser adaptado para o transplante de segmentos cerebrais em embriões mais tarde, após HH10, quando o tubo neural anterior foi fechada 47.

Relatamos aqui técnicas para a geração de codorniz chick-quimeras por transplantação tubo neural, que permitem a detecção de CNCC migratórios derivados a partir de um segmento discreta do tubo neural. Específica da espécie rotulagem das células derivadas de dador com o anticorpo QCPN codorniz-específica 48-56 permite que o pesquisador para distinguir dador e células hospedeiras no ponto final experimental. Esta técnica é simples, barato, e tem muitas aplicações, incluindo mapeamento de destino, a linhagem celular de rastreamento, identificação e padronização de pré-eventos ao longo do eixo rostro-caudal 45. Devido à facilidade de acesso para o embrião aviário, a técnica de enxerto codorniz-chick pode ser combinada com outras manipulações, incluindo mas não limitado a ablação da lente 40, a injecção de moléculas inibidoras 57,58, ou manipulação genética através de electroporação de plasmídeos de expressão 59-61, para identificar a resposta de determinados fluxos migratórias de CNCC a perturbações no programa de desenvolvimento do embrião. Além disso, esta técnica de enxerto pode também ser usado para gerar outros embriões interespecíficos quiméricos, tais como codorniz-pato quimeras para estudar NCC contribuição para a morfogénese craniofacial, ou rato chick-quimeras para combinar o poder de rato genética com a facilidade de manipulação do embrião aviário 62.

Protocol

1. Incubar pintinho e ovos de codorna ao estágio desejado Para HH9 embriões, os tempos de incubação típicos variam de 29-33 horas a 38 ° C. 63 Lave todos os restos dos ovos com água morna. Organizar os ovos de galinha na bandeja horizontal. Marcar o lado virado para cima com lápis, o que irá corresponder à região onde o embrião será localizado. Incubar ovos de codorna fim brusco para cima. Lugar em 38 ° C incubadora umidificada. Ligue b…

Discussion

O enxerto de tubo neural em embriões de galinha codorna acolhimento descrito aqui é uma técnica simples e barata para rastreamento subpopulações específicas de migração CNCC provenientes de diferentes regiões ao longo do eixo rostro-caudal 21,67-69. Esta técnica tira vantagem da facilidade de acesso para embriões aviários (em comparação com os embriões de mamíferos) e pode ser combinada com outras técnicas, tais como a ablação do tecido, a injecção de moléculas inibidoras, ou através de…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Os autores agradecem os membros do laboratório Lwigale para a crítica do manuscrito. SLG é apoiado por uma L. Ruth Kirschstein NRSA Fellowship do National Eye Institute (F32 EY02167301). PYL é suportado pelo National Eye Institute (EY018050).

Materials

Reagent Company Catalog number
Chick eggs Various – we use Texas A&M University’s Poultry Science Department, TX.  
Quail eggs Various – we use Ozarks Egg Company, MO.  
Egg incubator (Digital Readout 1502 Sportsman Incubator w/Humidity 110-120 Volt AC) www.poultrysupply.com 1502
Dumont AA forceps, Inox Epoxy-coated Fine Science Tools 11210-10
Scotch tape Any office supply store  
Curved Iris forceps Fine Science Tools 11065-07
India ink Any art supply store  
Pen/Strep (Penicillin, Streptomycin) Solution VWR International 101447-068
Clear Packing tape Any office supply store  
Needle pulling apparatus Narashige, Japan PE-21
Pulled glass needle, made from 1.5-1.8 x 100mm borosilicate glass capillary tube Kimble chase 34500 99
Pulled glass pipette, made from 5¾” Pasteur pipette Fisher Scientific 13-678-6A
Mouth pipette apparatus (aspirator tube assembly for calibrated microcapillary pipette) Sigma-Aldrich A5177-52A
Dumont #5 forceps Fine Science Tools 11251-30
Tungsten wire, 0.1mm diameter VWR International AA10404-H2
Needle holders (Nickel-plated pin holder) Fine Science Tools 26018-17
QCPN antiserum Developmental Studies Hybridoma Bank, University of Iowa QCPN
Alexa Fluor secondary antibody (e.g., Alexa Fluor 594 goat anti-mouse IgG1) Invitrogen A21125
Ringer’s Solution (2L):
  • 14.4g NaCl
  • 0.34g CaCl2
  • 0.74g KCl
  • 0.230g Na2HPO4
  • 0.04g KH2PO4
  • ddH2O to 2L
  • Filter and autoclave
 All reagents from Fisher Scientific
  • 7647-14-5
  • 10043-52-4
  • 7447-40-7
  • 7558-79-4
  • 7778-77-0
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Griswold, S. L., Lwigale, P. Y. Analysis of Neural Crest Migration and Differentiation by Cross-species Transplantation. J. Vis. Exp. (60), e3622, doi:10.3791/3622 (2012).
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