Summary

Drenaggio manuale dei ventricoli cerebrali embrionali zebrafish

Published: December 16, 2012
doi:

Summary

Presentiamo un metodo per raccogliere il fluido cerebrospinale (CSF) e per creare un sistema che manca CSF nel sistema ventricolare cerebrale embrionale zebrafish. Ciò consente un ulteriore esame della composizione CSF e il suo fabbisogno durante lo sviluppo embrionale del cervello.

Abstract

Liquido cerebrospinale (CSF) è un fluido ricco di proteine ​​contenute nei ventricoli cerebrali. E 'presente durante le prime fasi dello sviluppo embrionale dei vertebrati e persiste per tutta la vita. Adulto CSF è pensato per attutire il cervello, rimuovere i rifiuti, e portare secreta 1,2 molecole. Nell'embrione adulti e anziani, la maggior parte di CSF è fatta dal plesso coroide, una serie di regioni altamente vascolarizzati secretori adiacenti al cervello ventricoli 3-5. In zebrafish, la coroide plesso è completamente formato a 144 dopo la fecondazione ore (HPF) 6. Prima di questo, negli embrioni dei vertebrati sia zebrafish e altre cui mouse, una quantità significativa di embrionale CSF (eCSF) è presente. Questi dati e studi suggeriscono che il pulcino è neuroepitelio secretoria presto nello sviluppo e può essere la principale fonte di eCSF prima del plesso coroide sviluppo 7.

eCSF contiene circa tre volte più proteine ​​than adulto CSF, suggerendo che essa può avere un ruolo importante durante lo sviluppo 8,9. Studi in pulcino e topo dimostrano che i fattori secreti nel eCSF, pressione del fluido, o una combinazione di questi, sono importanti per la neurogenesi, sopravvivenza espressione genica, la proliferazione cellulare, e nella cella neuroepitelio 10-20. Analisi proteomica di umano, ratto, topo, e pulcino eCSF hanno identificato molte proteine ​​che potrebbero essere necessari per la funzione LCR. Questi includono componenti della matrice extracellulare, apolipoproteine, proteine ​​che regolano la pressione osmotica, e proteine ​​coinvolte nella morte cellulare e proliferazione 21-24. Tuttavia, le funzioni complesse del eCSF sono largamente sconosciuti.

Abbiamo sviluppato un metodo per la rimozione eCSF dai ventricoli cerebrali zebrafish, consentendo così l'identificazione dei componenti eCSF e per l'analisi del fabbisogno eCSF durante lo sviluppo. Anche se più eCSF possono essere raccolti da altri vertebrati sistemi with embrioni più grandi, eCSF possono essere raccolti fin dalle prime fasi di sviluppo zebrafish, e in condizioni genetiche o ambientali che portano a volume anormale ventricolo del cervello o la morfologia. La rimozione e la raccolta di eCSF permette l'analisi di spettrometria di massa, l'indagine della funzione eCSF, e la reintroduzione di elementi selezionati nei ventricoli di test la loro funzione. Così l'accessibilità del zebrafish precoce consente un'analisi dettagliata della funzione eCSF durante lo sviluppo.

Protocol

1. Preparazione Aghi microiniezione e tram cellulare Riempire Eppendorf CellTram olio apparato microiniettore con olio minerale secondo le istruzioni del produttore. Preparare aghi microiniezione tirando tubi capillari con Sutter estrattore ago strumenti. Montare ago su micromanipolatore collegato a Eppendorf CellTram. Attentamente rompere la punta dell'ago. Per le dimensioni della punta uniforme, misurare con un micrometro, o confrontare ad un ago di riferimento. R…

Representative Results

Un esempio di un ventricolo cerebrale drenato viene mostrato nella Figura 1B-C. Ventricoli cerebrali sono crollate, poiché non hanno eCSF (Figura 1B vs C). Come visto in immagini dorsali (Figura 1B-C, e la Figura 2A-D) neuroepitelio romboencefalo fa mantenere la sua morfologia caratteristica e sembra essere aperta nonostante la mancanza di eCSF probabilmente dovuto robuste cerniera punti. Tuttavia, viste laterali (Figura 2A'-D ')</stron…

Discussion

L'uso di questa tecnica per drenare manualmente eCSF dai ventricoli cerebrali zebrafish sarà utile per determinare la necessità di eCSF durante lo sviluppo. Inoltre, questa tecnica consente descrizione del profilo proteico eCSF nel corso dello sviluppo embrionale. Identificazione di proteine ​​differenti durante questo periodo consentirà ulteriori indagini sul funzionamento del CSF e il suo ruolo potenziale durante lo sviluppo del cervello. In amnioti, alcuni fattori di cui eCSF (IGF2, FGF2, acido retinoico, …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato sostenuto dal National Institute for Mental Health, e la National Science Foundation. Un ringraziamento particolare al Dr. Jen Gutzman, Dr. Amanda Dickinson e altri membri di laboratorio esclusivo per molte utili discussioni e critiche costruttive, e di Olivier Paugois per l'allevamento dei pesci di esperti.

Materials

Name of Reagent Company Catalogue number
Eppendorf CellTram Oil Eppendorf 516 000.025
Mineral Oil Sigma M8410
Tricaine powder Sigma A5040
Capillary Tubes FHC Inc. 30-30-1

References

  1. Chodobski, A., Szmydynger-Chodobska, J. Choroid plexus: target for polypeptides and site of their synthesis. Microsc. Res. Tech. 52, 65-82 (2001).
  2. Redzic, Z. B., Preston, J. E., Duncan, J. A., Chodobski, A., Szmydynger-Chodobska, J. The choroid plexus-cerebrospinal fluid system: from development to aging. Curr. Top. Dev. Biol. 71, 1-52 (2005).
  3. Brown, P. D., Davies, S. L., Speake, T., Millar, I. D. Molecular mechanisms of cerebrospinal fluid production. Neuroscience. 129, 957-970 (2004).
  4. Praetorius, J. Water and solute secretion by the choroid plexus. Pflugers Arch. 454, 1-18 (2007).
  5. Speake, T., Whitwell, C., Kajita, H., Majid, A., Brown, P. D. Mechanisms of CSF secretion by the choroid plexus. Microsc. Res. Tech. 52, 49-59 (2001).
  6. Garcia-Lecea, M., Kondrychyn, I., Fong, S. H., Ye, Z. R., Korzh, V. In vivo analysis of choroid plexus morphogenesis in zebrafish. PLoS One. 3, e3090 (2008).
  7. Welss, P. Secretory activity of the inner layer of the embryonic mid-brain of the chick, as revealed by tissue culture. The Anatomical Record. 58, 299-302 (1934).
  8. Saunders, N. R., Habgood, M. D., Dziegielewska, K. M. Barrier mechanisms in the brain, II. Immature brain. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 26, 85-91 (1999).
  9. Zheng, W., Chodobski, A. . The blood-cerebrospinal fluid barrier. , (2005).
  10. Salehi, Z., Mashayekhi, F. The role of cerebrospinal fluid on neural cell survival in the developing chick cerebral cortex: an in vivo study. Eur. J. Neurol. 13, 760-764 (2006).
  11. Parada, C., et al. Embryonic cerebrospinal fluid collaborates with the isthmic organizer to regulate mesencephalic gene expression. J. Neurosci. Res. 82, 333-345 (2005).
  12. Mashayekhi, F., Salehi, Z. The importance of cerebrospinal fluid on neural cell proliferation in developing chick cerebral cortex. Eur. J. Neurol. 13, 266-272 (2006).
  13. Martin, C., et al. FGF2 plays a key role in embryonic cerebrospinal fluid trophic properties over chick embryo neuroepithelial stem cells. Dev. Biol. 297, 402-416 (2006).
  14. Martin, C., et al. Early embryonic brain development in rats requires the trophic influence of cerebrospinal fluid. Int. J. Dev. Neurosci. 27, 733-740 (2009).
  15. Gato, A., et al. Embryonic cerebrospinal fluid regulates neuroepithelial survival, proliferation, and neurogenesis in chick embryos. Anat. Rec. A Discov. Mol. Cell Evol. Biol. 284, 475-484 (2005).
  16. Desmond, M. E., Levitan, M. L., Haas, A. R. Internal luminal pressure during early chick embryonic brain growth: descriptive and empirical observations. Anat. Rec. A Discov. Mol. Cell Evol. Biol. 285, 737-747 (2005).
  17. Alonso, M. I., Martin, C., Carnicero, E., Bueno, D., Gato, A. Cerebrospinal fluid control of neurogenesis induced by retinoic acid during early brain development. Dev. Dyn. 240, 1650-1659 (2011).
  18. Miyan, J. A., Zendah, M., Mashayekhi, F., Owen-Lynch, P. J. Cerebrospinal fluid supports viability and proliferation of cortical cells in vitro, mirroring in vivo development. Cerebrospinal Fluid Res. 3, 2 (2006).
  19. Mashayekhi, F., Bannister, C. M., Miyan, J. A. Failure in cell proliferation in the germinal epithelium of the HTx rats. Eur. J. Pediatr. Surg. 11, S57-S59 (2001).
  20. Lehtinen, M. K., et al. The cerebrospinal fluid provides a proliferative niche for neural progenitor cells. Neuron. 69, 893-905 (2011).
  21. Zappaterra, M. D., et al. A comparative proteomic analysis of human and rat embryonic cerebrospinal fluid. J. Proteome. Res. 6, 3537-3548 (2007).
  22. Parvas, M., Parada, C., Bueno, D. A blood-CSF barrier function controls embryonic CSF protein composition and homeostasis during early CNS development. Dev. Biol. 321, 51-63 (2008).
  23. Parada, C., Gato, A., Bueno, D. Mammalian embryonic cerebrospinal fluid proteome has greater apolipoprotein and enzyme pattern complexity than the avian proteome. J. Proteome Res. 4, 2420-2428 (2005).
  24. Gato, A., et al. Analysis of cerebro-spinal fluid protein composition in early developmental stages in chick embryos. J. Exp. Zool. A Comp. Exp. Biol. 301, 280-289 (2004).
  25. Westerfield, M., Sprague, J., Doerry, E., Douglas, S., Grp, Z. The Zebrafish Information Network (ZFIN): a resource for genetic, genomic and developmental research. Nucleic Acids Res. 29, 87-90 (2001).
  26. Gutzman, J. H., Sive, H. Zebrafish Brain Ventricle Injection. J. Vis. Exp. (26), e1218 (2009).
  27. Parada, C., Gato, A., Bueno, D. All-trans retinol and retinol-binding protein from embryonic cerebrospinal fluid exhibit dynamic behaviour during early central nervous system development. Neuroreport. 19, 945-950 (2008).
  28. Parada, C., Escola-Gil, J. C., Bueno, D. Low-density lipoproteins from embryonic cerebrospinal fluid are required for neural differentiation. J. Neurosci. Res. 86, 2674-2684 (2008).
  29. Kramer-Zucker, A. G., et al. Cilia-driven fluid flow in the zebrafish pronephros, brain and Kupffer’s vesicle is required for normal organogenesis. Development. 132, 1907-1921 (2005).
  30. Lowery, L. A., Sive, H. Initial formation of zebrafish brain ventricles occurs independently of circulation and requires the nagie oko and snakehead/atp1a1a.1 gene products. Development. 132, 2057-2067 (2005).
  31. Lowery, L. A., De Rienzo, G., Gutzman, J. H., Sive, H. Characterization and classification of zebrafish brain morphology mutants. Anat. Rec. (Hoboken). 292, 94-106 (2009).
check_url/4243?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Chang, J. T., Sive, H. Manual Drainage of the Zebrafish Embryonic Brain Ventricles. J. Vis. Exp. (70), e4243, doi:10.3791/4243 (2012).

View Video