التنبيب الرغامي في الفئران<em> عبر</em> تنظير الحنجرة المباشر باستخدام منظار الأذن
Summary
وقد وضعنا طريقة بسيطة وموثوق بها، وغير مكلفة نسبيا لالتنبيب الرغامي في الفئران عن طريق تنظير الحنجرة المباشر باستخدام منظار الأذن مع 2.0 مم المنظار. هذا الأسلوب هو ارضحي، ويمكن استخدامها لقياس المتكررة في التجارب المزمنة. نجد أنها متفوقة على القصبة الهوائية أو سبق وذكرت التقنيات غير الجراحية.
Abstract
الفئران، سواء wildtype والمعدلة وراثيا، هي نموذج الثدييات الرئيسية في أبحاث الطب الحيوي حاليا. التنبيب والتهوية الميكانيكية اللازمة للتجارب الحيوانية كلها التي تتطلب عملية جراحية تحت التخدير العميق أو قياسات وظائف الرئة. وكانت القصبة الهوائية القياسية للتنبيب مجرى الهواء في هذه الفئران للسماح التهوية الميكانيكية. وقد تم الإبلاغ عن التنبيب فموي رغامي ولكن لم يتم استخدامه بنجاح في العديد من الدراسات بسبب صعوبة فنية كبيرة أو شرط لمعدات متخصصة للغاية ومكلفة. نحن هنا الإبلاغ عن تقنية تنظير الحنجرة المباشر باستخدام منظار الأذن مزودة 2.0 مم المنظار وباستخدام قسطرة وريدية 20 G باعتبارها الأنبوب الرغامي. وقد استخدمنا هذه التقنية على نطاق واسع وموثوق بها إلى التنبيب وإجراء تقييمات دقيقة من وظائف الرئة في الفئران. وقد أثبتت هذه التقنية آمنة، مع عدم فقدان الحيوان أساسا في أيدي ذوي الخبرة. علاوة على ذلك، هذه التقنيةيمكن استخدامها للدراسات المتكررة من الفئران في النماذج المزمن.
Introduction
وقد حل محل الماوس المختبر تقريبا جميع الأنواع كنموذج الثدييات الرئيسية لعلم الأحياء والبيولوجيا المرضية. الماوس المختبر هو أصغر أنواع الثدييات التي تم بشكل واضح وعلى نطاق واسع ثبت أن تكون ذات قيمة كنموذج للمرض الإنسان وأثبتت لا تقدر بثمن في التقدم من فهمنا للبيولوجيا الإنسان والمرض. وقد سمح الوقت الحمل قصيرة وأقل بكثير تكلفة تطوير ودراسة الفئران المعدلة وراثيا لاغية وكأداة شائعا في مجال البحوث الطبية الحيوية. ومع ذلك، فإن حجم الماوس المختبر متوسط (20-25 ز) قد تقتصر دراستهم في الدراسات التي تعتمد من الناحية الفسيولوجية أو جراحيا، وبالتالي، بعض المحققين دراسة أنواع الثدييات الكبيرة. عائقا أمام استخدام الفئران في هذه الدراسات هو صعوبة التنبيب واجه مع تقنيات من شأنها أن تسمح القياسات الفسيولوجية أو الإجراءات الجراحية واسعة تحت التخدير العميق. القصبة الهوائية 1 قد تم استخدامها بوصفها الشركة المصرية للاتصالات الموحدةchnique بدلا من استخدام الأنابيب بسبب سهولة أكبر على أداء هذه التقنية والمهارة المطلوبة متواضعة. ومع ذلك، القصبة الهوائية ليست مواتية لدراسات جراحة المزمنة أو الإنعاش؛ وبالتالي، فإنه يقتصر على التجارب الحادة. القصبة الهوائية ويمكن أيضا أن يكون المتغير التباس في مجال البحوث التي التهاب أو ردود الفعل الفسيولوجية الحساسة مهمة.
وقد حاولت مختبرنا معظم التقنيات التي وصفها المحققون أخرى وجدت أنها غير كافية لمجموعة متنوعة من الأسباب. القصبة الهوائية هي الصدمة جدا ويؤدي النزيف والتهاب الشعب الهوائية. أكثر من ذلك بكثير إشكالية هو أنه لا يمكن أن تتكرر عمليا. العديد من التقنيات موسع نسبيا والتي تتطلب استثمارات متواضعة في المعدات ليست موثوقة بما فيه الكفاية. تقنيات أخرى تتطلب معدات باهظة الثمن التي من الصعب تبرير دون معرفة ما إذا كانت المعدات ستعمل في تطبيق معين. وبالتالي، سعينا إلى تطوير تقنية nontraumatic أن هناك حاجة إلى أكثر رهان استثمارا متواضعا في المعدات المتخصصة، ويمكن تحقيق ذلك بسرعة وبشكل موثوق، ويمكن أن تتكرر في نماذج المزمنة، ويمكن استخدامها في أعداد كبيرة من الحيوانات. نحن هنا تقرير هذه التقنية.
Protocol
Representative Results
Discussion
في هذا التقرير وصفنا تقنية بسيطة وموثوق بها لالتنبيب الفئران التي هي nontraumatic ويمكن استخدامها مرارا وتكرارا في نفس الحيوان. هذه التقنية يمكن أن يتحقق مع مختبر بسيط أو المعدات الطبية التي يمكن شراؤها مقابل مبلغ متواضع. تقنية تنظير الحنجرة المباشر، وذكرت في الأصل من قبل…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
منحة الاستحقاق من وزارة شؤون المحاربين القدامى ومنحة T32-HL098062 من NHLBI من المعاهد الوطنية للصحة أيد هذا العمل. نود أن نعترف بامتنان نصيحة راندولف H. هاستينج، دكتوراه في الطب، دكتوراه والمشورة والدعم من الوحدة الطبية البيطرية في نظام الرعاية الصحية VA سان دييغو.
Materials
| Operating Otoscope Head | Welch Allyn | 21700 | $188.98 |
| Otoscope Handle | Welch Allyn | 71000 | $112.20 |
| Reuseable Speculum | Welch Allyn | 22002 | $ 3.98 |
| Fine Forceps | Miltex | 18-779 | $107.18 |
| Small clamp stand to hold otoscope | |||
| Optional Equipment | |||
| Isoflurane Vaporizer (multiple circuit with vacuum waste gas handling) | Summit Medical | $3,000 | |
| Flexivent (Animal Ventilator) | SCIREQ | $35,000 | |
| Supplies | |||
| Intravenous catheter (20 ga x 1 inch) | BD | 381233 | $ 9.62 |
| Polyethylene tubing (PE10) (0.011 inch I.D., 0.024 inch O.D.) 100 ft | Intramedic, Clay-Adams | 427401 | $115.70 |
| Ketamine 100 mg/ml (10 ml bottle) | Butler | 23061 | $10.00 |
| Xylazine (100 ml bottle) | Vedco | 24105 | $20.00 |
| Isoflurane (250 ml bottle) | $15.00 | ||
| vecuronium bromide 10 mg/10 ml | Pfizer | NDC 0069-0094-01 | $15.00 |
References
- Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proc. natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 8277-8281 (1991).
- Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Lab. Anim. 43, 399-401 (2009).
- Orebaugh, S. L. Succinylcholine: adverse effects and alternatives in emergency medicine. Am. J. Emerg. Med. 17, 715-721 (1999).
- Hastings, R. H., Summers-Torres, D. Direct Laryngoscopy in Mice. Contemp. Lab. Anim. Sci. 38, 33-35 (1999).
- Berul, C. I., Aronovitz, M. J., Wang, P. J., Mendelsohn, M. E. In vivo cardiac electrophysiology studies in the mouse. Circulation. 94, 2641-2648 (1996).
- Ewart, S. L., Gavett, S. H., Margolick, J., Wills-Karp, M. Cyclosporin A attenuates genetic airway hyperresponsiveness in mice but not through inhibition of CD4+ or CD8+ T cells. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 627-634 (1996).
- Ewart, S. L., Mitzner, W., DiSilvestre, D. A., Meyers, D. A., Levitt, R. C. Airway hyperresponsiveness to acetylcholine: segregation analysis and evidence for linkage to murine chromosome 6. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 14, 487-495 (1996).
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Lab. 41, 128-135 (2007).
- Boll, H., et al. High-speed single-breath-hold micro-computed tomography of thoracic and abdominal structures in mice using a simplified method for intubation. J. Comput. Assist. Tomogr. 34, 783-790 (2010).
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J. Appl. Physiol. 87, 2362-2365 (1999).
- Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Lab. Anim. 37, 204-206 (2003).
- Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 8, 103-106 (2004).
- Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Lab. Anim. 42, 222-230 (2008).
- Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Cont. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 52-55 (2005).
- MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).
- De Vleeschauwer, S. p. I., et al. Repeated invasive lung function measurements in intubated mice: an approach for longitudinal lung research. Lab. Anim. 45, 81-89 (2011).
- Zhao, X., et al. A technique for retrograde intubation in mice. Lab. Anim. 35, 39-42 (2006).
- Singer, T., et al. Left-sided mouse intubation: description and evaluation. Exp. Lung Res. 36, 25-30 (2010).
