Summary

Mekanisk Stimulation-induceret Calcium bølgeudbredelse i cellemonolag: eksempel med Bovin hornhindeendothelceller

Published: July 16, 2013
doi:

Summary

Intercellulære Ca<sup> 2 +</sup>-Bølger er drevet af gap junction-kanaler og hemichannels. Her beskriver vi en metode til måling intercellulære Ca<sup> 2 +</sup>-Bølger i cellemonolag som reaktion på en lokal encellede mekanisk stimulus og dens anvendelse til at undersøge de egenskaber og regulering af gap junction-kanaler og hemichannels.

Abstract

Intercellulære kommunikation er afgørende for koordineringen af ​​fysiologiske processer mellem celler i en række forskellige organer og væv, herunder hjernen, lever, nethinde, cochlea og kar. I eksperimentelle indstillinger +-bølger intercellulære Ca2 kan fremkaldes ved at anvende en mekanisk stimulus til en enkelt celle. Dette fører til frigivelse af de intracellulære signalmolekyler IP 3 og Ca 2 +, der indleder udbredelsen af Ca 2 +-bølge koncentrisk fra mekanisk stimuleret celle til de omkringliggende celler. De vigtigste molekylære veje, der styrer intercellulære Ca 2 +-bølgeudbredelse leveres af gap junction-kanaler gennem direkte overførsel af IP 3, og ved hemichannels gennem udgivelsen af ATP. Identifikation og karakterisering af ejendommene og regulering af de forskellige connexin og pannexin isoformer som gap junction-kanaler og hemichannels er tilladt af quantification af spredningen af det intercellulære Ca2 +-bølge, siRNA, og anvendelsen af inhibitorer af gap junction-kanaler og hemichannels. Her beskriver vi en metode til at måle intercellulære Ca2 +-bølge i monolag af primære hornhindeendothelceller læsset med Fluo4-AM i respons på en kontrolleret og lokaliseret mekaniske stimuli provokeret af en akut, kortvarigt deformation af cellen som et resultat for at røre cellemembranen med en mikromanipulator-kontrolleret glas mikropipette med en spids diameter på mindre end 1 um. Vi beskriver også den isolering af primære bovine hornhindeendothelceller og dens anvendelse som model system til at vurdere Cx43-hemichannel aktivitet som den drevne kraft intercellulære Ca2 +-bølger gennem frigivelse af ATP. Endelig diskuterer vi brug fordele, begrænsninger og alternativer ved denne metode i forbindelse med gap junction kanal og hemichannel forskning.

Introduction

Intercellulære kommunikation og signalering er afgørende for koordineringen af fysiologiske processer som reaktion på ekstracellulære agonister på vævet og hel-orgel niveau 1,2. Den mest direkte måde intercellulære kommunikation er skabt af forekomsten af ​​gap junctions. Gap junctions er platter gap junction-kanaler, som er proteinholdige kanaler dannet af head-to-head docking af to connexin (Cx) hemichannels af tilstødende celler 3,4 (Figur 1). Gap junctions tillader passage af små signalmolekyler med en molekylvægt på mindre end 1,5 kDa, herunder Ca2 + eller IP 3 5, forårsager og modulerende Ca2 +-frigivelse fra intracellulære lagre af nabocellerne 6 (figur 2). Gap junction kanaler er stramt reguleret af intra-og intermolekylære proteininteraktioner og cellulære signalering processer som redox modifikation ogfosforylering 7.. GJS lette koordineret reaktion af tilsluttede celler og dermed handle som en kemisk og elektrisk syncytium. For eksempel er udbredelsen af hjertets handling potentiale på tværs af de atrielle og ventrikulære myocytter medieret af CX-baserede GJ kanaler 85. Cxs ikke kun har en rolle som gap junction-kanaler, men også danne uparrede hemichannels, derved fungerer som kanaler i membraner samme regelmæssige ionkanaler 8-10 (figur 1). Hemichannels deltager i parakrine signalering mellem naboceller ved at styre udveksling af ioner og signalmolekyler mellem intra-og ekstracellulære miljø.

I mange celletyper (som epitelceller, osteoblastiske celler, astrocytter, endotelceller, etc.) og organer (som hjerne, lever, nethinde, cochlea og kar), +-bølger intercellulære Ca2 er fundamentale for koordineringen af flercellede svar <sup> 11.. Stigninger i intracellulære Ca2 +-niveauer i en bestemt celle er ikke begrænset til denne celle, men forplante sig til de omgivende naboceller, hvorved der etableres et intercellulært Ca2 +-bølge 12,13. Disse intercellulære Ca2 +-bølger er vigtig for normal fysiologisk regulering af cellelag som et syncytium og deres dysregulation er blevet forbundet med patofysiologiske processer 11. I hornhindeendothelet og epitelet, studerede forskellige grupper 14-24, herunder vores egen 25-33, mekanismerne og roller intercellulære kommunikation. I ikke-exciterbare celler, ligesom hornhindeendothelceller to forskellige former for intercellulær kommunikation forekommer 28,29, nemlig kløften forbindelsesepitop intercellulær kommunikation og parakrine intercellulær kommunikation. Gap forbindelsesepitop intercellulære kommunikation indebærer en direkte udveksling af signalmolekyler via mellemrumssammenføjninger 7.. Gap junctionale intercellulære kommunikation er afgørende for at opretholde vævshomeostase, kontrollerende celledeling, og etablere en synkroniseret reaktion på ekstracellulær stress 10,34,35. I en række patologier er gap junction kobling reduceret på grund af defekte cxs og hermed påvirke kløft forbindelsesepitop intercellulære kommunikation 36.. Dette understreger vigtigheden og indflydelse kløften forbindelsesepitop intercellulære kommunikation i flercellede organismer. I modsætning til kampen forbindelsesepitop intercellulær kommunikation, er paracrine intercellulær kommunikation ikke afhængig af celle-celle anbringelsen, idet det indebærer frigivelse af diffunderbare ekstracellulære budbringere (figur 2). Forskellige typer af signalstoffer frigives i det ekstracellulære rum ved at signalere celler. Molekylet er derefter transporteres til målcellen hvor det er detekteret af en specifik receptor-protein. Efterfølgende receptor-signal kompleks inducerer et cellulært respons, derafsluttes ved fjernelse af signalet, inaktivering eller desensibilisering. Frigivet lipofile ekstracellulære signalering budbringere trænge membranen og handle på intracellulære receptorer. I modsætning hertil hydrofile budbringere ikke krydse plasmamembranen af ​​den responderende celle, men fungerer som en ligand, som binder til overflade-udtrykte receptorproteiner, som derefter videresender signalet til det intracellulære miljø. Tre store familier af celleoverfladereceptor proteiner deltager i denne proces: ionkanal-forbundet, enzymbundet, og G-protein-bundet. Den frigivne messenger molekyle kan handle på receptorer af samme celle (autokrin), på målceller i umiddelbar nærhed (paracrine), eller på fjerne målceller, der kræver kredsløbssygdomme (endokrine).

I mange celletyper, herunder hornhindeendothelet 28,29, er ATP en af de større hydrofile, parakrine faktorer, som driver udbredelsen af intercellulære Ca2 +-bølger 37-40. During mekanisk deformation, hypoxi, betændelse eller stimulering af forskellige agenter, kan ATP frigøres fra raske celler 41-44 reaktion på forskydningsspænding, stræk, eller osmotisk hævelse 44,45. Forskellige ATP-frigivelse mekanismer er blevet postuleret, herunder vesikulær exocytose 44 og en overflod af transportmekanismer, såsom ATP-bindende kassette (ABC) transportere, plasmalemmal spændingsafhængige anion kanaler 46, P2X7 receptor kanaler 47,48, samt connexin hemichannels 49-52 og pannexin hemichannels 43,49,53. Ekstracellulær ATP kan være hurtigt hydrolyseres til ADP, AMP og adenosin 54,55 af ectonucleotidases der er til stede i det ekstracellulære miljø. Den ekstracellulært udgivet ATP og dets metabolit ADP 56 vil spredes via diffusion. Den efterfølgende vekselvirkning af disse nukleotider med purinerge receptorer i de omkringliggende celler har været impliceret i propagation af intercellulære Ca2 +-bølger 28,37,51. To forskellige klasser af purinerge receptorer findes: adenosin er den vigtigste naturlige ligand for P1-purinreceptorer, mens både purin (ATP, ADP) og pyrimidin (UTP, UDP) nukleotider handle på de fleste P2-purinreceptorer 57.

Intercellulære kommunikation kan undersøges ved forskellige metoder såsom skrabe lastning, dye transfer, lokal uncaging af agonister som IP 3 og Ca 2 +, mekanisk stimulering, etc.. Her beskriver vi studiet af Ca 2 +-bølgeudbredelse fremkaldes ved mekanisk stimulering af en enkelt celle. Fordelen ved at studere Ca 2 +-bølgeudbredelse ved mekanisk stimulering er, at det giver en let værktøj til at kvantificere udbredelsen af Ca 2 +-bølge over tid, og det giver kvantitativt at sammenligne forskellige forbehandlinger af cellerne. I hornhindeendothelet, +-bølger disse intercellulære Ca2 tillader en cokoordineret reaktion fra monolaget, herved fungerer som en mulig forsvarsmekanisme af den ikke-regenererende hornhindeendothelet hjælper endothelium at modstå ekstracellulære belastninger under intraokulær kirurgi, eller ved udsættelse for inflammatoriske mediatorer under immunafvisning eller uveitis 58,59.

Protocol

1.. Isolering af hornhindeendothelceller Før du går i gang: Isoler celler fra friske øjne, opnået fra en lokal slagteri, så snart som muligt efter enucleating øjet. Sørg for, at øjet blev udskrællet fra en ko af de maksimalt 18 måneder, fem minutter efter slagtning og bevaret i Earle Balanced Salt Solution – 1% jodopløsning ved 4 ° C for transport til laboratoriet. Tag øjet ud af Earle Balanced Salt Solution – 1% jodopløsning og placere den i en petriskål (100 x 20 …

Representative Results

Alle forsøg udføres i overensstemmelse med alle relevante retningslinjer, bestemmelser og reguleringsorganer og protokollen bliver demonstreret udføres under vejledning og godkendelse af dyret pleje og brug udvalg af KU Leuven. Hos kvæg hornhindeendothelceller (BCEC), er funktionelle gap junctions udtrykt og begge kløften forbindelsesepitop intercellulær kommunikation og paracrine intercellulær kommunikation bidrage væsentligt til intercellulær kommunikation på en interaktiv måde,…

Discussion

I dette manuskript, beskriver vi en simpel metode til at måle intercellulære Ca2 +-bølgeudbredelse i monolag af primære bovine hornhindeendotelceller ved at tilvejebringe en lokaliseret og kontrolleret mekanisk stimulering ved hjælp af en mikropipette. Mekanisk stimulerede celler reagere med en lokal stigning i intracellulær IP3 og Ca2 +, som begge er vigtige intracellulære signalmolekyler, der driver intercellulære Ca2 +-bølgeudbredelse 11,67. IP 3 direkte…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forskning udført i laboratoriet blev støttet af tilskud fra Research Foundation – Flandern (FWO, tilskud numrene G.0545.08 og G.0298.11) er universitetscenter seværdighed polakker Program (belgisk Science Policy, tilskud nummer P6/28 og P7/13) og er indlejret i en FWO-støttet forskning samfund. CDH er en post-ph.d.-stipendiat for Research Foundation – Flandern (FWO). Forfatterne er meget taknemmelige for alle nuværende og tidligere medlemmer af Laboratoriet for Molekylær og Cellulær signalering (KU Leuven), Dr. SP Srinivas (Indiana University School of Optometri, USA), laboratoriet af Dr. Leybaert (Ghent University) og Dr. Vinken (VUB), som forudsat nyttige diskussioner, optimeret procedurer eller var involveret i udviklingen af ​​værktøjer til studiet af connexin hemichannels.

Materials

Name of Reagent/Material Company Catalog Number Column1
Earle’s Balanced Salt Solution (EBSS) Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 14155-048
Iodine Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany) 38060-1EA
Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium (DMEM) Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 11960-044
L-glutamine (Glutamax) Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 35050-038
Amphotericin-B Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany) A2942
Antibiotic-antimycotic mixture Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 15240-096
Trypsin Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 25300-054
Dulbecco’s PBS Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) 14190-091
Fluo-4 AM Invitrogen-Gibco-Molecular Probes (Karlsruhe, Germany) F14217
ARL-67156 (6-N,N-Diethyl-b,g-dibromomethylene-D-ATP) Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany) A265
Apyrase VI Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany) A6410
Apyrase VII Sigma-Aldrich (Deisenhofen, Germany) A6535
Gap26 (VCYDKSFPISHVR) Custom peptide synthesis
Gap27 (SRPTEKTIFII) Custom peptide synthesis
Control Peptide (SRGGEKNVFIV) Custom peptide synthesis
siRNA1 Cx43 (sense: 5’GAAGGAGGAGGAACU-CAAAdTdT) Annealed siRNA was purchased at Eurogentec (Luik, Belgium)
siRNA2 Cx43 (sense: 5’CAAUUCUUCCUGCCGCAAUdTdT) Annealed siRNA was purchased at Eurogentec (Luik, Belgium)
siRNA scramble: scrambled sequence of siCx43-1 (sense: 5’GGUAAACG-GAACGAGAAGAdTdT) Annealed siRNA was purchased at Eurogentec (Luik, Belgium)
TAT-L2 (TAT- DGANVDMHLKQIEIKKFKYGIEEHGK) Thermo Electron (Ulm, Germany)
TAT-L2-H126K/I130N (TAT-DGANVDMKLKQNEIKKFKYGIEEHGK) Thermo Electron (Ulm, Germany)
Two chambered glass slides Laboratory-Tek Nunc (Roskilde, Denmark) 155380
Confocal microscope Carl Zeiss Meditec (Jena, Germany) LSM510
Piezoelectric crystal nanopositioner (Piezo Flexure NanoPositioner) PI Polytech (Karlsruhe, Germany) P-280
HVPZT-amplifier PI Polytech (Karlsruhe, Germany) E463 HVPZT-amplifier
Glass tubes (glass replacement 3.5 nanoliter) World Precision Instruments, Inc. Sarasota, Florida, USA 4878
Microelectrode puller Zeitz Instrumente (Munchen, Germany) WZ DMZ-Universal Puller

References

  1. Vinken, M., et al. Connexins and their channels in cell growth and cell death. Cell Signal. 18, 592-600 (2006).
  2. Mese, G., Richard, G., White, T. W. Gap junctions: basic structure and function. J. Invest. Dermatol. 127, 2516-2524 (2007).
  3. Bruzzone, R., White, T. W., Paul, D. L. Connections with connexins: the molecular basis of direct intercellular signaling. Eur. J. Biochem. 238, 1-27 (1996).
  4. White, T. W., Bruzzone, R., Paul, D. L. The connexin family of intercellular channel forming proteins. Kidney Int. 48, 1148-1157 (1995).
  5. Decrock, E., et al. Connexin-related signaling in cell death: to live or let die?. Cell Death Differ. 16, 524-536 (2009).
  6. Herve, J. C. Gap junctional complexes: from partners to functions. Prog. Biophys. Mol. Biol. 94, 1-4 (2007).
  7. Herve, J. C., Bourmeyster, N., Sarrouilhe, D., Duffy, H. S. Gap junctional complexes: from partners to functions. Prog. Biophys. Mol. Biol. 94, 29-65 (2007).
  8. Bruzzone, R., Barbe, M. T., Jakob, N. J., Monyer, H. Pharmacological properties of homomeric and heteromeric pannexin hemichannels expressed in Xenopus oocytes. J. Neurochem. 92, 1033-1043 (2005).
  9. Ebihara, L., Steiner, E. Properties of a nonjunctional current expressed from a rat connexin46 cDNA in Xenopus oocytes. J. Gen. Physiol. 102, 59-74 (1993).
  10. Evans, W. H., De Vuyst, E., Leybaert, L. The gap junction cellular internet: connexin hemichannels enter the signalling limelight. Biochem. J. 397, 1-14 (2006).
  11. Leybaert, L., Sanderson, M. J. Intercellular Ca2+ waves: mechanisms and function. Physiol. Rev. 92, 1359-1392 (2012).
  12. Sanderson, M. J., Charles, A. C., Dirksen, E. R. Mechanical stimulation and intercellular communication increases intracellular Ca2+ in epithelial cells. Cell Regul. 1, 585-596 (1990).
  13. Himpens, B., Stalmans, P., Gomez, P., Malfait, M., Vereecke, J. Intra- and intercellular Ca2+ signaling in retinal pigment epithelial cells during mechanical stimulation. Faseb J. 13, 63-68 (1999).
  14. Williams, K. K., Watsky, M. A. Bicarbonate promotes dye coupling in the epithelium and endothelium of the rabbit cornea. Curr. Eye Res. 28, 109-120 (2004).
  15. Hernandez Galindo, E. E., Theiss, C., Steuhl, K. P., Meller, D. Gap junctional communication in microinjected human limbal and peripheral corneal epithelial cells cultured on intact amniotic membrane. Exp Eye Res. 76, 303-314 (2003).
  16. Williams, K., Watsky, M. Gap junctional communication in the human corneal endothelium and epithelium. Curr. Eye Res. 25, 29-36 (2002).
  17. Anderson, S. C., Stone, C., Tkach, L., SundarRaj, N. Rho and Rho-kinase (ROCK) signaling in adherens and gap junction assembly in corneal epithelium. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 43, 978-986 (2002).
  18. Joyce, N. C., Harris, D. L., Zieske, J. D. Mitotic inhibition of corneal endothelium in neonatal rats. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 39, 2572-2583 (1998).
  19. Klepeis, V. E., Weinger, I., Kaczmarek, E., Trinkaus-Randall, V. P2Y receptors play a critical role in epithelial cell communication and migration. J. Cell Biochem. 93, 1115-1133 (2004).
  20. Klepeis, V. E., Cornell-Bell, A., Trinkaus-Randall, V. Growth factors but not gap junctions play a role in injury-induced Ca2+ waves in epithelial cells. J. Cell Sci. 114, 4185-4195 (2001).
  21. Laux-Fenton, W. T., Donaldson, P. J., Kistler, J., Green, C. R. Connexin expression patterns in the rat cornea: molecular evidence for communication compartments. Cornea. 22, 457-464 (2003).
  22. Rae, J. L., Lewno, A. W., Cooper, K., Gates, P. Dye and electrical coupling between cells of the rabbit corneal endothelium. Curr. Eye Res. 8, 859-869 (1989).
  23. Watsky, M. A., Rae, J. L. Dye coupling in the corneal endothelium: effects of ouabain and extracellular calcium removal. Cell Tissue Res. 269, 57-63 (1992).
  24. Williams, K. K., Watsky, M. A. Dye spread through gap junctions in the corneal epithelium of the rabbit. Curr. Eye Res. 16, 445-452 (1997).
  25. D’hondt, C., Ponsaerts, R., Srinivas, S. P., Vereecke, J., Himpens, B. Thrombin inhibits intercellular calcium wave propagation in corneal endothelial cells by modulation of hemichannels and gap junctions. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 48, 120-133 (2007).
  26. D’hondt, C., Ponsaerts, R., Srinivas, S. P., Vereecke, J., Himpens, B. Reduced intercellular communication and altered morphology of bovine corneal endothelial cells with prolonged time in cell culture. Curr. Eye Res. 34, 454-465 (2009).
  27. D’hondt, C., Srinivas, S. P., Vereecke, J., Himpens, B. Adenosine Opposes Thrombin-Induced Inhibition of Intercellular Calcium Wave in Corneal Endothelial Cells. Invest Ophthalmol. Vis. Sci. 48, 1518-1527 (2007).
  28. Gomes, P., Srinivas, S. P., Van Driessche, W., Vereecke, J., Himpens, B. ATP release through connexin hemichannels in corneal endothelial cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 46, 1208-1218 (2005).
  29. Gomes, P., Srinivas, S. P., Vereecke, J., Himpens, B. ATP-dependent paracrine intercellular communication in cultured bovine corneal endothelial cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 46, 104-113 (2005).
  30. Gomes, P., Srinivas, S. P., Vereecke, J., Himpens, B. Gap junctional intercellular communication in bovine corneal endothelial cells. Exp Eye Res. , (2006).
  31. Ponsaerts, R., et al. The myosin II ATPase inhibitor blebbistatin prevents thrombin-induced inhibition of intercellular calcium wave propagation in corneal endothelial cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 49, 4816-4827 (2008).
  32. Ponsaerts, R., et al. RhoA GTPase Switch Controls Cx43-Hemichannel Activity through the Contractile System. PLoS ONE. 7, e42074 (2012).
  33. Ponsaerts, R., et al. Intramolecular loop/tail interactions are essential for connexin 43-hemichannel activity. Faseb J. 24, 4378-4395 (2010).
  34. Charles, A. Reaching out beyond the synapse: glial intercellular waves coordinate metabolism. Sci STKE. 2005, pe6 (2005).
  35. Laird, D. W. Life cycle of connexins in health and disease. Biochem. J. 394, 527-543 (2006).
  36. Kelsell, D. P., Dunlop, J., Hodgins, M. B. Human diseases: clues to cracking the connexin code. Trends Cell Biol. 11, 2-6 (2001).
  37. Pearson, R. A., Dale, N., Llaudet, E., Mobbs, P. ATP released via gap junction hemichannels from the pigment epithelium regulates neural retinal progenitor proliferation. Neuron. 46, 731-744 (2005).
  38. Klepeis, V. E., Weinger, I., Kaczmarek, E., Randall, V. T. P2Y receptors play a critical role in epithelial cell communication and migration. J. Cell Biochem. 93, 1115-1133 (2004).
  39. Cotrina, M. L., Lin, J. H., Lopez-Garcia, J. C., Naus, C. C., Nedergaard, M. ATP-mediated glia signaling. J. Neurosci. 20, 2835-2844 (2000).
  40. Burnstock, G., Williams, M. P2 purinergic receptors: modulation of cell function and therapeutic potential. J. Pharmacol. Exp. Ther. 295, 862-869 (2000).
  41. Schwiebert, E. M., Zsembery, A. Extracellular ATP as a signaling molecule for epithelial cells. Biochim. Biophys Acta. 1615, 7-32 (2003).
  42. Lazarowski, E. R., Boucher, R. C., Harden, T. K. Mechanisms of release of nucleotides and integration of their action as P2X- and P2Y-receptor activating molecules. Mol. Pharmacol. 64, 785-795 (2003).
  43. Dubyak, G. R., el-Moatassim, C. Signal transduction via P2-purinergic receptors for extracellular ATP and other nucleotides. Am. J. Physiol. 265, C577-C606 (1993).
  44. Blair, S. A., Kane, S. V., Clayburgh, D. R., Turner, J. R. Epithelial myosin light chain kinase expression and activity are upregulated in inflammatory bowel disease. Lab. Invest. 86, 191-201 (2006).
  45. Boudreault, F., Grygorczyk, R. Cell swelling-induced ATP release and gadolinium-sensitive channels. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 282, C219-C226 (2002).
  46. Romanov, R. A., Rogachevskaja, O. A., Khokhlov, A. A., Kolesnikov, S. S. Voltage dependence of ATP secretion in mammalian taste cells. J. Gen. Physiol. 132, 731-744 (2008).
  47. Pelegrin, P., Surprenant, A. Pannexin-1 mediates large pore formation and interleukin-1beta release by the ATP-gated P2X7 receptor. Embo J. 25, 5071-5082 (2006).
  48. Surprenant, A., Rassendren, F., Kawashima, E., North, R. A., Buell, G. The cytolytic P2Z receptor for extracellular ATP identified as a P2X receptor (P2X7). Science. 272, 735-738 (1996).
  49. D’hondt, C., et al. Pannexin channels in ATP release and beyond: an unexpected rendezvous at the endoplasmic reticulum. Cell Signal. 23, 305-316 (2011).
  50. Leybaert, L., et al. Connexin channels, connexin mimetic peptides and ATP release. Cell Commun. Adhes. 10, 251-257 (2003).
  51. Stout, C. E., Costantin, J. L., Naus, C. C., Charles, A. C. Intercellular calcium signaling in astrocytes via ATP release through connexin hemichannels. J. Biol. Chem. 277, 10482-10488 (2002).
  52. Verma, V., Hallett, M. B., Leybaert, L., Martin, P. E., Howard Evans, W. Perturbing plasma membrane hemichannels attenuates calcium signalling in cardiac cells and HeLa cells expressing connexins. Eur. J. Cell Biol. , (2008).
  53. Pharmacol, B. r. J. . 147, S172-S181 (2006).
  54. Slakey, L. L., Gordon, E. L., Pearson, J. D. A comparison of ectonucleotidase activities on vascular endothelial and smooth muscle cells. Ann. N.Y. Acad. Sci. 603, 366-378 (1990).
  55. Gordon, E. L., Pearson, J. D., Slakey, L. L. The hydrolysis of extracellular adenine nucleotides by cultured endothelial cells from pig aorta. Feed-forward inhibition of adenosine production at the cell surface. J. Biol. Chem. 261, 15496-15507 (1986).
  56. Moerenhout, M., Himpens, B., Vereecke, J. Intercellular communication upon mechanical stimulation of CPAE- endothelial cells is mediated by nucleotides. Cell Calcium. 29, 125-136 (2001).
  57. Ralevic, V., Burnstock, G. Receptors for purines and pyrimidines. Pharmacol. Rev. 50, 413-492 (1998).
  58. Edelhauser, H. F. The resiliency of the corneal endothelium to refractive and intraocular surgery. Cornea. 19, 263-273 (2000).
  59. George, A. J., Larkin, D. F. Corneal transplantation: the forgotten graft. Am. J. Transplant. 4, 678-685 (2004).
  60. Hong, S. J., Wu, K. Y., Wang, H. Z., Fong, J. C. Change of cytosolic Ca2+ mobility in cultured bovine corneal endothelial cells by endothelin-1. J. Ocul. Pharmacol. Ther. 19, 1-9 (2003).
  61. Crawford, K. M., MacCallum, D. K., Ernst, S. A. Histamine H1 receptor-mediated Ca2+ signaling in cultured bovine corneal endothelial cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 33, 3041-3049 (1992).
  62. Crawford, K. M., MacCallum, D. K., Ernst, S. A. Agonist-induced Ca2+ mobilization in cultured bovine and human corneal endothelial cells. Curr. Eye Res. 12, 303-311 (1993).
  63. Srinivas, S. P., Yeh, J. C., Ong, A., Bonanno, J. A. Ca2+ mobilization in bovine corneal endothelial cells by P2 purinergic receptors. Curr. Eye Res. 17, 994-1004 (1998).
  64. Satpathy, M., Gallagher, P., Jin, Y., Srinivas, S. P. Extracellular ATP opposes thrombin-induced myosin light chain phosphorylation and loss of barrier integrity in corneal endothelial cells. Exp Eye Res. 81, 183-192 (2005).
  65. Srinivas, S. P., et al. Cell volume response to hyposmotic shock and elevated cAMP in bovine trabecular meshwork cells. Exp. Eye Res. 78, 15-26 (2004).
  66. D’hondt, C., Ponsaerts, R., De Smedt, H., Bultynck, G., Himpens, B. Pannexins, distant relatives of the connexin family with specific cellular functions. Bioessays. 31, 953-974 (2009).
  67. Boitano, S., Dirksen, E. R., Sanderson, M. J. Intercellular propagation of calcium waves mediated by inositol trisphosphate. Science. 258, 292-295 (1992).
  68. De Vuyst, E., et al. Intracellular calcium changes trigger connexin 32 hemichannel opening. EMBO J. 25, 34-44 (2006).
  69. De Vuyst, E., et al. Ca2+ regulation of connexin 43 hemichannels in C6 glioma and glial cells. Cell Calcium. 46, 176-187 (2009).
  70. Weissman, T. A., Riquelme, P. A., Ivic, L., Flint, A. C., Kriegstein, A. R. Calcium waves propagate through radial glial cells and modulate proliferation in the developing neocortex. Neuron. 43, 647-661 (2004).
  71. Iyer, S., Deutsch, K., Yan, X., Lin, B. Batch RNAi selector: a standalone program to predict specific siRNA candidates in batches with enhanced sensitivity. Computer Methods and Programs in Biomedicine. 85, 203-209 (2007).
  72. Stehberg, J., et al. Release of gliotransmitters through astroglial connexin 43 hemichannels is necessary for fear memory consolidation in the basolateral amygdala. Faseb J. 26, 3649-3657 (2012).
  73. Evans, W. H., Bultynck, G., Leybaert, L. Erratum to: Manipulating Connexin Communication Channels: Use of Peptidomimetics and the Translational Outputs. J. Membr. Biol. 245, 451 (2012).
  74. Majumder, P., et al. ATP-mediated cell-cell signaling in the organ of Corti: the role of connexin channels. Purinergic Signal. 6, 167-187 (2010).
  75. Carvalho, A. C., et al. affects intracellular Ca2+ stores and induces Ca2+ wave propagation. Cell Death Differ. 11, 1265-1276 (2004).
  76. Torres, A., et al. Extracellular Ca2+ acts as a mediator of communication from neurons to glia. Sci. Signal. 5, ra8 (2012).
  77. Decrock, E., et al. Transfer of IP(3) through gap junctions is critical, but not sufficient, for the spread of apoptosis. Cell Death Differ. 19 (3), 947-957 (2012).
  78. Beltramello, M., Piazza, V., Bukauskas, F. F., Pozzan, T., Mammano, F. Impaired permeability to Ins(1,4,5)P3 in a mutant connexin underlies recessive hereditary deafness. Nat. Cell Biol. 7 (1,4,5), 63-69 (2005).
  79. Bukauskas, F. F., Bukauskiene, A., Verselis, V. K. Conductance and permeability of the residual state of connexin43 gap junction channels. J. Gen. Physiol. 119, 171-186 (2002).
  80. Bukauskas, F. F., Verselis, V. K. Gap junction channel gating. Biochim. Biophys. Acta. 1662, 42-60 (2004).
  81. Dahl, G. Where are the gates in gap junction channels?. Clin. Exp. Pharmacol. Physiol. 23, 1047-1052 (1996).
  82. Retamal, M. A., Schalper, K. A., Shoji, K. F., Bennett, M. V., Saez, J. C. Opening of connexin 43 hemichannels is increased by lowering intracellular redox potential. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 8322-8327 (2007).
  83. Shibayama, J., et al. Effect of charge substitutions at residue his-142 on voltage gating of connexin43 channels. Biophys. J. 91, 4054-4063 (2006).
  84. Desplantez, T., Verma, V., Leybaert, L., Evans, W. H., Weingart, R. Gap26, a connexin mimetic peptide, inhibits currents carried by connexin43 hemichannels and gap junction channels. Pharmacological Research: The Official Journal of the Italian Pharmacological Society. 65, 546-552 (2012).
  85. Delmar, M. Gap junctions as active signaling molecules for synchronous cardiac function. J. Cardiovasc. Electrophysiol. 11, 118-120 (2000).
check_url/50443?article_type=t&slug=mechanical-stimulation-induced-calcium-wave-propagation-cell

Play Video

Cite This Article
D’hondt, C., Himpens, B., Bultynck, G. Mechanical Stimulation-induced Calcium Wave Propagation in Cell Monolayers: The Example of Bovine Corneal Endothelial Cells. J. Vis. Exp. (77), e50443, doi:10.3791/50443 (2013).

View Video