Here we illustrate the protocol for imaging by two-color STED nanoscopy the cytotoxic immune synapse of NK cells recapitulated on glass. Using this method we obtain sub-100 nm resolution of synapse proteins and the cytoskeleton.
Naturlige drepeceller dannes tett regulert, finstemt immunologiske synapser (IS) for å lysere virusinfiserte eller tumorigene celler. Dynamisk aktin omstilling er kritisk for funksjonen av NK-celler og dannelsen av IS. Imaging of F-aktin ved synapse har tradisjonelt benyttet konfokal mikroskopi, men diffraksjon grensen av lys begrenser oppløsning av fluorescensmikroskopi, inklusive konfokal, til ca 200 nm. Nylige fremskritt innen bildeteknologi har muliggjort utvikling av subdiffraction super-oppløsning bildebehandling begrenset. For å visualisere F-aktin-arkitektur ved IS rekapitulere vi NK-celle cytotoksisk synapse ved å følge NK-celler til å aktivere reseptoren på glass. Vi deretter bilde proteiner av interesse å bruke to farger stimulert emisjon uttømming mikroskopi (STED). Dette resulterer i <80 nm oppløsning ved synapse. Heri vi beskrive fremgangsmåten for prøvepreparering og oppkjøpet av bilder ved hjelp av dual coleller STED nanoscopy å visualisere F-aktin på NK IS. Vi belyser også optimalisering av prøven innsamlingen med Leica SP8 programvare og tid-gated STED. Til slutt, vi utnytte Huygens programvare for etterbehandling dekonvolusjon av bilder.
Den immunologiske synapse er et komplekst miljø av signalanlegg proteiner og cytoskeletal elementer. Den cytolytiske synapse ble opprinnelig beskrevet som å ha en "blinken" som struktur med en ring av aktin og adhesjonsmolekyler rundt en sentral sekretorisk domene 1-4. Men nå vet vi at den består av mikroskopiske domener av aktiv signal som krever kontinuerlig dynamisk cytoskeletal omorganisering for funksjon 5-11. Mye av den informasjonen som vi nå har om synapse er avledet fra mikroskopi, og immunologer har vært tidlige brukere av cutting-edge bildeteknologi.
En slik roman teknologi er super-oppløsning mikroskopi. Konvensjonell lysmikroskopi er romlig begrenset av diffraksjon av lys hindring, som angir den nedre grense for oppløsning for all fluorescens mikroskopi, inklusive konfokal, ved omtrent 200 nm. I de senere årene har flere teknikker vært utvid som tillater oppløsning under diffraksjon barriere. Disse inkluderer stimulering utslipp uttømming mikroskopi (STED), strukturert belysning mikroskopi (SIM), stokastisk løst mikroskopi (STORM), og photoactivatable lysmikroskopi (PALM). Disse teknikkene har blitt gjennomgått i detalj andre steder 12-15, men er beskrevet nedenfor. Subdiffraction begrenset oppløsning er generert på unike måter i hvert system. Valget av en super-oppløsning teknikk burde derfor være diktert av eksperimentet og eksperimentelt system av interesse.
STED super oppløsning oppnås ved hjelp av en høy intensitet torroidal uttømming stråle som selektivt "stillhet" fluorescens rundt hver Fluoroforen av interesse etter eksitasjon, noe som resulterer i subdiffraction begrenset fluorescens mikros 16-18. En fordel med STED er at bildet oppkjøpet er rask og krever relativt lite etterbehandling. Mens fargestoff valg er diktert av spectral stilling for uttømming strålen, som i det kommersielt tilgjengelige system ligger ved 592 nm, flere kommersielt tilgjengelige fargestoffer som er tilgjengelige som gjør kombinasjoner av to fluoroforer mulig. I tillegg kan vanligvis brukes fluorescerende reportere som GFP bli fotografert, noe som gjør levende celle eksperimenter mulig 19,20.
Vi har tidligere brukt STED å identifisere og kvantifisere regioner av F-aktin hypodensity som benyttes av NK-celler for degranulation 21,22. Vi foreslår at STED er et godt valg for imaging immun synapse på grunn av sin relativt fleksibel tilgjengelighet av fluoroforene og overlegen forbedring i oppløsning i xy-aksen. I tillegg, på den kommersielt tilgjengelige STED system benyttes for disse forsøkene, tillater bruken av en høyhastighets-(12.000 Hz) resonans-scanner for rask anskaffelse av bilder med minimal skade på prøvene. Begrenset fleksibilitet i fargestoff utvalget er ansett som en ulempe av STED 12,men dobbel farge STED er relativt enkelt med flere kommersielt tilgjengelige fluorophores. Integreringen av STED med en laserskanning confocal mikroskop gir også mulighet for ytterligere confocal bildebehandling i kombinasjon med STED, så mens STED er begrenset til to kanaler, kan flere strukturer avbildes i confocal med oppløsning på ca 200 nm (E. Mace, upubliserte observasjoner ). Mens vi beskriver bruken av STED for avbilding av immunceller, er denne teknologien anvendes på en rekke celletyper, inkludert nerveceller, og for å visualisere en rekke cellekonstruksjoner 23-26.
SIM bruker en annen tilnærming til å generere subdiffraction begrenset bilder. Ved å visualisere kjente periodisk eksitasjon mønstre, kan informasjonen da bli innhentet om det ukjente strukturen blir studert etter matematisk transformasjon 27. Dette gir en økning i oppløsningen til ~ 100 nm lateralt 28,29. Fordelen med SIM er at det jegs kompatibel med alle standard confocal fargestoffer og sonder, men ulempen er at det er mye tregere å hente bilder og disse krever langvarig etterbehandling 12. Dette begrenser også bruken for live cell imaging.
Endelig kan super-oppløsning bli generert av stokastiske foto-bytting av fluorophores. Denne tilnærmingen er utnyttet i foto aktivert lokalisering mikroskopi (PALM) og stokastisk optisk gjenoppbygging mikroskopi (STORM). Ved å skanne flere kamera rammer og lokalisere tilfeldig aktivert molekyler som er slått "på" og "off" over tid, er bilder med 20-30 nm oppløsning generert fra akkumulert rammer 30-32. The trade-off for denne resolusjonen er den tiden det tar å hente bilder.
Her viser vi, i detalj, protokollen for å forberede og bildebehandling doble fargeprøver i STED. I dette systemet, er eksitasjon med en pulset, avstembar, hvitt lys, laser. På grunn av naturenav den pulserende eksitasjon bjelke, er tid gating av deteksjon gjort mulig og ytterligere økninger oppløsning. I tillegg er systemet utstyrt med gadolinium hybrid (HYD) detektorer, som er mer følsom enn konvensjonelle fotomultiplikatorrør, noe som tillater en lavere krav til lasereffekt. Uttømming strålen for STED brukes kontinuerlig, og er innstilt på 592 nm, noe som vil diktere valg av fargestoffer som er tilgjengelige for to farger STED. Vanlig brukte fargestoff kombinasjoner inkluderer generelt en nervøs av 488 nm (som Alexa Fluor 488, Oregon Green, DyLights grønne, eller Chromeo 488) og en nervøs av 458 nm (for eksempel Pacific Orange eller Horizon V500). Således, mens deteksjon av de to fargestoffer vil være i et lignende område (og begge er tilgjengelig ved uttømming laser), vil magnetisering oppstå med forskjellige bølgelengder. Med et hvitt lys laser og tunbare detektorer, er å maksimere signal mens eliminere spektral overlapping gjøres ganske enkelt. Som sådan, har vi hatt god suksess med combinationer av kommersielt tilgjengelige fargestoffer, slik som Pacific Orange og Alexa Fluor 488 (benyttet her). Vår protokollen er tilpasset mot, og beskriver evalueringen av humane NK-celler så som representerer historisk fokus i vårt laboratorium. Vi har spesielt anvendelse av NK92 cellelinje i dette eksempel som den som er en vi har ofte anvendt i vårt eksperimentelle arbeid 21,33.
The improvement in resolution over confocal will be somewhat dependent upon factors which cannot be controlled. These factors include minor aberrations in cover slip thickness and inconsistencies in mounting media. It is important to keep the temperature and humidity in the imaging room as consistent as possible, and the STED beam should be realigned approximately every 60 min. As mentioned in Procedures, use of VECTASHIELD mounting medium must be avoided, as this is not compatible with STED. In addition to which, one should always use #1.5 cover slips, and if available, use those which have been verified to a specific thickness.
One modification of the approach described here is to image additional channels in confocal, using fluorophores that emit at a longer wavelength than the STED beam. In this way, one can image up to four channels (two in confocal, two in STED). If taking this approach, however, the channels with fluorophores emitting above the STED depletion laser will need to be imaged first, as application of the STED beam will deplete photons in these channels. One advantage to this technique is the application of time gating, which will also improve resolution in confocal by eliminating emission from photons with short lifetimes34. In particular, the use of time gating, the timing of emission detectors to correspond with pulsed excitation STED, will decrease background fluorescence from reflection off coverslip glass when imaging close to it. Even in an experiment not suitable for STED, if using a pulsed excitation source, time gating can be a useful tool for improving resolution in confocal.
There are various modifications that can be utilized to improve resolution in STED. One is to decrease the size of the pinhole from the standard 1 Airy unit, although this will also decrease the amount of light reaching the sample. This can be compensated for by increasing laser power or gain. Another is to increase line average, which will increase the amount of information gathered for each photon, improving resolution. Again, however, this may be at the cost of photobleaching of the sample, so a balance will need to be struck between resolution and bleaching. Similarly, use of fluorescent proteins such as GFP will require careful optimization to avoid bleaching. This may be accomplished by decreasing STED laser power if necessary. Longer time points will also allow for greater photon recovery and reduce bleaching. Correction for photobleaching should be accounted for when analyzing live STED.
Of course, imaging in 3 dimensions in STED is also possible, and will also give an improvement over conventional confocal imaging. This is particularly true if it is done in combination with deconvolution, although care should be taken to correct for drift that occurs during imaging multiple planes in the z-axis. If using Huygens software to deconvolve, this correction is obtained using the “stabilize image” feature. Using this approach, resolution in the z-axis will be improved. This is a great improvement over conventional confocal imaging, which has poor axial resolution, and even over just STED itself, which also has relatively poor z-axis resolution. While acquiring multiple stacks in STED, care must be taken to avoid bleaching of the sample, and if necessary one can reduce line averaging or laser power intensity in order to do so. Again, it should be noted that if imaging other fluorophores that are not suitable for STED, application of the depletion beam in the first sequential scan would prevent emission from these channels. Therefore, a mixed STED/confocal approach (when using confocal scanning in channels that emit at a wavelength greater than 592 nm) will unfortunately not be suitable for 3D.
To summarize, we have chosen STED as an approach due to its relative ease of application and improvement in resolution over standard confocal imaging. For imaging the immune synapse, it has proven an effective and valuable technique that allows us to see details in F-actin architecture not possible at resolution over 200 nm. While many of these details seem subtle, they can have a profound effect on NK cell function. Thus, we are applying the latest nanoscopic imaging technology to deriving information that is critical for maintaining human health.
The authors have nothing to disclose.
We thank Geoff Daniels for technical assistance. This work was funded by R01 AI067946 to J.S.O.
#1.5 cover slips | VWR | 48393-172 | |
BD Cytofix/Cytoperm | BD Biosciences | 554722 | |
Bovine serum albumin | Sigma | A2153 | |
Cotton tipped applicator | Fisher Scientific | S450941 | |
Falcon centrifuge tubes (50 ml) | VWR | 352070 | |
Fetal calf serum (FCS) (500 mL) | Atlantic Biologicals | S11050 | |
Goat anti-rabbit Pacific Orange | Life Technologies | P31584 | |
Laboratory tissue wipers | VWR | 82003-820 | |
Nail polish | VWR | 100491-940 | |
NK-92 cells | ATCC | CRL-2407 | |
Phalloidin Alexa Fluor 488 | Life Technologies | A12379 | |
Phosphate buffered saline | Life Technologies | 14190250 | |
Prolong anti-fade reagent | Life Technologies | P7481 | |
Purified anti-CD18 | Biolegend | 301202 | |
Purified anti-NKp30 | Biolegend | 325202 | |
Purified anti-perforin | Biolegend | 308102 | |
RPMI 1640 medium (500 mL) | Life Technologies | 11875-093 | |
Saponin from Quillaja bark | Sigma | S4521 | |
Super PAP pen | Life Technologies | 008899 | |
Triton X-100 | Electron Microscopy Sciences | 22142 | |
Material Name | Company | Catalogue Number | Comments (optional) |
Huygens deconvolution software | SVI | Contact company | |
Leica SP8 TCS STED microscope | Leica Microsystems | Contact company |