Summary

En Full huddefekt modell for å evaluere vaskularisering av biomaterialer<em> In Vivo</em

Published: August 28, 2014
doi:

Summary

Vascularization er nøkkelen til tilnærminger i vellykket tissue engineering. Derfor er pålitelige teknologier som kreves for å vurdere utviklingen av vaskulære nettverk i vev-konstruksjoner. Her presenterer vi en enkel og kostnadseffektiv metode for å visualisere og kvantifisere vascularization in vivo.

Abstract

Utilstrekkelig vascularization anses å være en av de viktigste faktorene som begrenser den kliniske suksessen vev-konstruert konstruksjoner. For å vurdere nye strategier som tar sikte på å bedre vascularization, er pålitelige metoder som kreves for å gjøre in-vekst av nye blodkar i bio-kunstig stillaser synlige og kvantifisere resultatene. I løpet av de siste par årene, har vår gruppe innført et komplett hud defekt modell som gjør det mulig direkte visualisering av blodårer ved transilluminasjon og gir mulighet for kvantifisering gjennom digital segmentering. I denne modellen, en kirurgisk skaper komp hud defekter i ryggen av mus, og erstatter dem med materialet som testes. Molekyler eller celler av interesse kan også bli innarbeidet i slike materialer for å undersøke deres potensielle effekt. Etter en observasjonsperiode på ens eget valg, er materialer Eksplanterte for evaluering. Bilaterale sår gi muligheten for å gjøre interne sammenligninger thpå minimere gjenstander blant enkeltpersoner så vel som for å redusere antall dyr som trengs for studien. I forhold til andre metoder, vår fremgangsmåte gir en enkel, pålitelig og kostnadseffektivt analyse. Vi har implementert denne modellen som en rutinemessig verktøy for å utføre høy oppløsning screening ved testing vascularization av ulike biomaterialer og bio-aktiverings tilnærminger.

Introduction

I de siste tiårene har tissue engineering åpnet opp en ny terapeutisk alternativ for å erstatte vev defekter med kroppens egne celler en. For å støtte den fysiologiske prosessen med vev gjenfødelse, er stillasene utformet som et biologisk nedbrytbart struktur, som gir et scenario der celler fra sårbunnen kan vokse og gjenopprette feilen 2,3.

Utilstrekkelig vascularization er ansett å være den viktigste hindringen, som holder tilbake den kliniske gjennombrudd bioartificial stillaser fire. Med innvekst av celler, blir behovet for næringsstoffer og oksygen øker og vaskularisering av materialet viktig. Utilstrekkelig eller forsinket vascularization kan derfor føre til sentral nekrose av vev-utviklet produkter fem. I tillegg blodkar gi immun kompetente celler og fjerne de metabolske rester i regenererende området. Høye infeksjonsrater og lav regenerering er barenoen av konsekvensene av utilstrekkelig blod perfusjon observert i tissue engineering, som har som mål å være avverget ved å øke vaskularisering av stillasene 6,7.

Flere strategier som tar sikte på å bedre vascularization fokus på den viktige rollen av biomateriale selv og mikrostrukturen av stillaset. Det er intensiv forskningsinnsats for å utvikle nye tilnærminger i skiftende helbredelsesprosessen fra reparasjon til regenerering, og dermed (re) genererer en vev med de nærmeste fysiologiske egenskapene til en å bli restaurert 8,9. Biomaterialer som ble studert og vurdert med hensyn til deres regenererende potensial inkludert kollagen, fibrin, kitosan og alginat 10,11. Disse biomaterialer kan brukes og kombineres som en ryggrad for å bygge nye stillasene ved hjelp av ulike strategier som vev decellularization, selvbygging, rapid prototyping og electro 12. For å ENHning kroppens egen evne til reproduksjon, kan stillaser bli bioactivated. Inkorporering av rekombinant angiogen vekstfaktorer 13 eller gen-vektorer som koder for slike faktorer som 14 har vist seg å forbedre vaskulariseringen av stillaset. Bruken av stamceller har blitt mye vist seg å være en lovende strategi for å forbedre vaskulariseringen, hvor mesenchymale stromale celler og endoteliale stamceller har fått mest oppmerksomhet 15,16. Andre tilnærminger forsøke å bygge konstruksjoner som inneholder prefabrikkerte fartøy nettverk før transplantasjonen 17. Til tross for intensiv innsats i stillaset utforming og deres bio-aktivering, har ingen strategi forbedret vascularization på et klinisk signifikant nivå, og med unntak av dermal utskiftninger i massive brannskader, er oversettelsen av bioengineered materialer inn i klinisk rutine bare foregår nølende 18 .

En av grunnene til at vascularizationav kunstig vev konstruerer er fortsatt et uløst problem, er vanskeligheten for å vurdere effekten av ny teknologi i in vivo tilnærminger. Selv om in vitro eksperimenter kan gi viktig innsikt i vaskularisering potensialet av stillas, er egnede dyremodeller som kreves for å studere viktige parametere som biokompatibilitet av materialet, sikkerheten og effektiviteten av behandlingen, og av særlig betydning, at vaskularisering i vevet konstruere. Derfor, for å pålitelige verktøy visualisere og kvantifisere blodårer nettverk in vivo er avgjørende.

I denne studien presenterer vi en enkel og pålitelig metode som gjør det mulig for visualisering og kvantifisering av det vaskulære nettverket inne eksplanterte stillaser. Denne metoden er basert på vev transilluminasjon og digital segmentering. Etter denne metode er ikke-invasiv, tillater det ytterligere molekylære og histologiske analyser av målet materiale.

Protocol

1. Utarbeidelse av stillas Generere prøver av stillasene ved hjelp av 12 mm biopsi stempler. Å introdusere bioaktive molekyler eller celler i stillaset, avløp stillasene ved å klemme forsiktig dem med en steril kompress. Deretter rehydrere stillasene ved å tilsette 160 pl av en oppløsning inneholdende de biologisk aktive molekyler eller celler av interesse. Dobbeltsjekk suksessen bioaktive med celler gjennom metabolske analyser som MTT-analyser. Hvis det er nødvendig, fikse forbinde…

Representative Results

En pålitelig bilateral fulle huddefekt kan opprettes i mus (figur 1) hvor huden kan bli erstattet av et biomateriale under studien (figur 2). Her er ingen store komplikasjoner observert under eller etter operative prosedyren, verken makroskopiske tegn på infeksjon eller fremmedlegeme reaksjon. I sjeldne tilfeller blir et stillas tapt når en mus fjerner den. Sår sammentrekning ble aldri observert (figur 3). Tissue transilluminasjon tillates klar visualisering av vask…

Discussion

Det er behov for å etablere vellykkede tilnærminger i å forbedre blodperfusjon i vev konstruert konstruerer, som krever utvikling av nye pålitelige metoder for å studere vascularization prosesser innenfor biomaterialer. Vanlige metoder for fremstilling av stillaset vaskularisering ex vivo synlig omfatter bruk av mikroskopi, noe som gir en høy oppløsning verktøyet. I de fleste tilfeller, er imidlertid denne fremgangsmåte begrenset til analyse av små vevsområder og har en tendens til å være kostbart …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Integra dermal regenerasjon malen ble vennlig levert av Integra Lifesciences Corporation. Finansieringskilder støtter arbeidet: Dette arbeidet ble delvis finansiert av CIRM-BMBF Tidlig Translasjonell II Award og FONDAP Center for Genome regulering både til jte (Nr 15090007.).

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
Ethilon P-3 13 mm 3/8 circle 5-0 Ethicon, Norderstedt, Germany 698G Ethilon polyamid-6 precision point-reverse cutting suture
Biopsy punches (10 mm) Xiomedics, Acuderm inc., Fort Lauderdale, FL, USA P1050
Biopsy punches (12 mm) Xiomedics, Acuderm inc., Fort Lauderdale, FL, USA P1250
Digital camera  Ricoh, Hannover, Germany Cx1
Gazin Mullkompresse  Lohmann und Rauscher, Neuwied, Germany 13622 Sterile gauze (10 cm x 10 cm)
Double-layer collagen-based scaffold (8 'x 10') Integra Life Science Corporation, Plainsboro, NJ, USA 88101
Isoflurane, liquid-gas for inhalative anesthesia  Baxter, Unterschleissheim, Germany 100196040
Pentobarbital, 16 g / 100 ml Fa. Merial, Hallbergmoos
Nuri Nu/Nu Nude mice, CrLNU-Foxn1nu Charles River, Sulzfeld, Germany Strain code 088 Athymic nude mice, 6 to 8 weeks of age and with a body weight between 20 to 25 g 
Buprenorphine (0.3 mg/ml) Essex Pharma GmbH, Munich, Germany
Titanized mesh (15 cm x 15 cm), extralight PFM Medical AG, Köln, Germany 6000029
Tissucol Duo S Immuno 2 ml Baxter Germany GmbH, Unterschleißheim, Germany B1332020110614 Fibrin-thrombin solution 
Transparent adhesove drape (30.5 cm x 26 cm) KCI Medical Products, Wimborne Dorset, UK M6275009/10

References

  1. Rahaman, M. N., Mao, J. J. Stem cell-based composite tissue constructs for regenerative medicine. Biotechnology and Bioengineering. 91 (3), 261-284 (2005).
  2. Lutolf, M. P., Hubbell, J. A. Synthetic biomaterials as instructive extracellular microenvironments for morphogenesis in tissue engineering. Nature Biotechnology. 23, 47-55 (2005).
  3. Machens, H. G., Berger, A. C., Mailaender, P. Bioartificial skin. Cells Tissues Organs. 167, 88-94 (2000).
  4. Priya, S. G., Jungvid, H., Kumar, A. Skin tissue engineering for tissue repair and regeneration. Tissue Engineering Part B: Reviews. 14, 105-118 (2008).
  5. Papavasiliou, G., Cheng, M. H., Brey, E. M. Strategies for vascularization of polymer scaffolds. Journal of Investigative Medicine. 58 (7), 838-844 (2010).
  6. Laschke, M. W., et al. Angiogenesis in tissue engineering: breathing life into constructed tissue substitutes. Tissue Engineering. 12, 2093-2104 (2006).
  7. Zhong, S. P., Zhang, Y. Z., Lim, C. T. Tissue scaffolds for skin wound healing and dermal reconstruction. Wiley Interdisciplinary Reviews Nanomedicine and Nanobiotechnology. 2 (5), 510-525 (2010).
  8. Liu, G., Zhang, Y., Liu, B., Sun, J., Li, W., Cui, L. Bone regeneration in a canine cranial model using allogeneic adipose derived stem cells and coral scaffold. Biomaterials. 34 (11), 2655-2664 (2013).
  9. Hansson, A., Di Francesco, T., Falson, F., Rousselle, P., Jordan, O., Borchard, G. Preparation and evaluation of nanoparticles for directed tissue engineering. International Journal of Pharmaceutics. 439 (1-2), 73-80 (2012).
  10. Sarkar, S. D., Farrugia, B. L., Dargaville, T. R., Dhara, S. Chitosan-collagen scaffolds with nano/microfibrous architecture for skin tissue engineering. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 18, (2013).
  11. Wang, X., et al. The roles of knitted mesh-reinforced collagen-chitosan hybrid scaffold in the one-step repair of full-thickness skin defects in rats. Acta Biomaterials. 9 (8), 7822-7832 (2013).
  12. Rizzi, S. C., Upton, Z., Bott, K., Dargaville, T. R. Recent advances in dermal wound healing: biomedical device approaches. Expert Review of Medical Devices. 1, 143-154 (2010).
  13. des Rieux, A., et al. 3D systems delivering VEGF to promote angiogenesis for tissue engineering. Journal of Controlled Release. 150, 272-278 (2011).
  14. Reckhenrich, A. K., et al. Bioactivation of dermal scaffolds with a non-viral copolymer-protected gene vector. Biomaterials. 32, 1996-2003 (2011).
  15. Chen, J., et al. The Key Regulatory Roles of the PI3K/Akt Signaling Pathway in the Functionalities of Mesenchymal Stem Cells and Applications in Tissue Regeneration. Tissue Engineering Part B Rev. 19, 516-528 (2013).
  16. Fedorovich, N. E., et al. The role of endothelial progenitor cells in prevascularized bone tissue engineering: development of heterogenous constructs. Tissue Engineering Part A. 16 (7), 2355-2367 (2010).
  17. Wang, L., et al. Osteogenesis and angiogenesis of tissue-engineered bone constructed by prevascularized β-tricalcium phosphate scaffold and mesenchymal stem cells. Biomaterials. 36, 9452-9461 (2010).
  18. Cuadra, A., et al. Functional results of burned hands treated with Integra. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 65 (2), 228-234 (2012).
  19. Wilcke, I., et al. VEGF(165) and bFGF protein-based therapy in a slow release system to improve angiogenesis in a bioartificial dermal substitute in vitro and in vivo. Langenbecks Arch Surg. 392 (3), 305-314 (2007).
  20. Condurache, A., Aach, T., Grzybowsky, S., Machens, H. G. Vessel segmentation and analysis in laboratory skin transplant micro-angiograms. Proceedings of the Eighteenth IEEE Symposium on Computer-Based Medical Systems. , 21-26 (2005).
  21. Danner, S., et al. The use of human sweat gland-derived stem cells for enhancing vascularization during dermal regeneration. Journal of Investigative Dermatology. 132 (6), 1707-1716 (2012).
  22. Shaterian, A., et al. Real Time Analysis of the Kinetics of Angiogenesis and Vascular Permeability in an Animal Model of Wound Healing. Burns. 35 (6), 811-817 (2009).
  23. McDonald, D. M., Choyke, P. L. Imaging of angiogenesis: from microscope to clinic. Nature Medicine. 9 (6), 713-725 (2003).
  24. Bergeron, L., Tang, M., Morris, S. F. A review of vascular injection techniques for the study of perforator flaps. Plastic and Reconstructive Surgery. 117, 2050-2057 (2006).
  25. Schlatter, P., König, M. F., Karlsson, L. M., Burri, P. H. Quantitative study of intussusceptive capillary growth in the chorioallantoic membrane (CAM) of the chicken embryo. Microvascular Research. 54 (1), 65-73 (1997).
  26. Lehr, H. A., Leunig, M., Menger, M. D., Nolte, D., Messmer, K. Dorsal skinfold chamber technique for intravital microscopy in nude mice. American Journal of Pathology. 143 (4), 1055-1062 (1993).
  27. Menger, M. D., Jäger, S., Walter, P., Hammersen, F., Messmer, K. A novel technique for studies on the microvasculature of transplanted islets of Langerhans in vivo. International journal of microcirculation, clinical and experimental. 9 (1), 103-117 (1990).
  28. Laschke, M. W., et al. Three-dimensional spheroids of adipose-derived mesenchymal stem cells are potent initiators of blood vessel formation in porous polyurethane scaffolds. Acta Biomaterials. 9 (6), 6876-6884 (2013).
  29. Egaña, J. T., et al. Use of human mesenchymal cells to improve vascularization in a mouse model for scaffold-based dermal regeneration. Tissue Eng Part A. 15 (5), 1191-1200 (2009).
  30. Condurache, A., Aach, T. Vessel segmentation in angiograms using hysteresis thresholding. Proceedings of the Ninth IAPR Conference on Machine Vision Applications. , 269-272 (2005).
  31. Egaña, J. T., et al. Ex vivo method to visualize and quantify vascular networks in native and tissue engineered skin. Langenbecks Archives of Surgery. 394, 349-356 (2009).
check_url/51428?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Schenck, T. L., Chávez, M. N., Condurache, A. P., Hopfner, U., Rezaeian, F., Machens, H., Egaña, J. T. A Full Skin Defect Model to Evaluate Vascularization of Biomaterials In Vivo. J. Vis. Exp. (90), e51428, doi:10.3791/51428 (2014).

View Video