Summary

Måle fluks av mineral næringsstoffer og miljøgifter i Planter med radioaktive tracere

Published: August 22, 2014
doi:

Summary

In planta measurement of nutrient and toxicant fluxes is essential to the study of plant nutrition and toxicity. Here, we cover radiotracer protocols for influx and efflux determination in intact plant roots, using potassium (K+) and ammonia/ammonium (NH3/NH4+) fluxes as examples. Advantages and limitations of such techniques are discussed.

Abstract

Unidirectional influx and efflux of nutrients and toxicants, and their resultant net fluxes, are central to the nutrition and toxicology of plants. Radioisotope tracing is a major technique used to measure such fluxes, both within plants, and between plants and their environments. Flux data obtained with radiotracer protocols can help elucidate the capacity, mechanism, regulation, and energetics of transport systems for specific mineral nutrients or toxicants, and can provide insight into compartmentation and turnover rates of subcellular mineral and metabolite pools. Here, we describe two major radioisotope protocols used in plant biology: direct influx (DI) and compartmental analysis by tracer efflux (CATE). We focus on flux measurement of potassium (K+) as a nutrient, and ammonia/ammonium (NH3/NH4+) as a toxicant, in intact seedlings of the model species barley (Hordeum vulgare L.). These protocols can be readily adapted to other experimental systems (e.g., different species, excised plant material, and other nutrients/toxicants). Advantages and limitations of these protocols are discussed.

Introduction

Den opptak og fordeling av næringsstoffer og toksikanter sterkt påvirker plantevekst. Følgelig etterforskningen av underliggende transportprosesser utgjør et stort område av forskning i plantebiologi og landbruksvitenskap 1,2, spesielt i sammenhenger av ernæringsoptimalisering og miljømessige påkjenninger (f.eks salt stress, ammonium toksisitet). Den fremste blant metoder for måling av fluksene i planter er bruk av radioisotopiske sporstoff, som ble utviklet i 1950-årene betraktelig (se eksempel 3) og fortsetter å være mye brukt i dag. Andre metoder, slik som måling av næringsutarming fra roten medium og / eller akkumulering i vev, bruk av ione-selektive vibrerende mikroelektroder som mife (microelectrode ion fluks estimering) og siet (skanning ion-selektiv elektrode teknikk), og bruk av ion-selektive fluorescerende fargestoffer, er også mye brukt, men er begrenset i sin evne til å oppdage nettet influensaxes (dvs. forskjellen mellom tilstrømningen og effluks). Bruken av radioisotoper, på den annen side, gjør det mulig for forskeren den unike evne til å isolere og kvantifisere ensrettede fluks, som kan brukes til å løse kinetiske parametere (for eksempel K M og V maks), og gi innsikt i kapasiteten, energetics, mekanismer, og regulering, av transportsystemene. Ensrettede fluks målinger gjort med radiotracers er spesielt nyttig under forhold hvor forandring i den motsatte retning er høy, og omsetningen av intracellulære bassenger er rask 4. Videre radio-metoder tillater målinger å bli utført under relativt høye konsentrasjoner substrat, i motsetning til mange andre teknikker (se Diskusjon ', nedenfor), fordi spores isotopen er observert mot en bakgrunn av en annen isotop av det samme element.

Her gir vi en detaljert fremgangsmåte for radioisotopisk måling av enveis og nET fluks av mineralske næringsstoffer og miljøgifter i intakte planter. Det vil bli gjort på fluks måling av kalium (K +), et anlegg som makronæringsstoff 5, og ammoniakk / ammonium (NH 3 / NH4 +), en annen som makronæringsstoff er imidlertid toksisk når den er tilstede i høye konsentrasjoner (f.eks, 1- 10 mM) 2. Vi vil bruke de radioisotoper 42 K + (t 1/2 = 12.36 timer) og 13 NH 3/13 NH 4 + (t 1/2 = 9,98 min), henholdsvis i intakte frøplanter av modellsystemet bygg (Hordeum vulgare L .), i beskrivelsen av to nøkkel protokoller: direkte tilstrømning (DI) og kompartment analyse ved tracer effluks (Cate). Vi bør merke fra begynnelsen at denne artikkelen beskriver bare de nødvendige skritt for å utføre hver protokoll. Der det er hensiktsmessig, er korte forklaringer på beregninger og teori forutsatt, men detaljerte utstillinger av hver teknikk'S bakgrunn og teori kan finnes i flere viktige artikler om emnet 4,6-9. Viktigere, disse protokollene er bredt overførbar til flux analyse av andre næringsstoffer / giftstoffer (for eksempel 24 Na +, 22 Na +, 86 Rb +, 13 NO 3 -) og til andre plantearter, om enn med noen advarsler (se nedenfor) . Vi understreker også viktigheten av at alle forskere som arbeider med radioaktive materialer må arbeide under en lisens ordnet gjennom deres institusjonens ioniserende stråling sikkerhetsmyndighet.

Protocol

1. Plant Kultur og klargjøring Grow bygg frøplanter hydroponically for 7 dager på klima-kontrollerte vekstkammer (for detaljer, se 10). MERK: Det er viktig å vurdere å undersøke planter på en rekke utviklingsstadier, som næringsbehov vil endre seg med alderen. En dag før eksperimentering, pakke flere frøplanter sammen for å lage en enkelt replikere (tre planter per bunt for DI, 6 planter per bunt Cate). Bundle frøplanter ved å pakke en 2 cm stykke av Tygon rør r…

Representative Results

Figur 1 viser isotermer funnet ved hjelp av DI teknikk (med 13 N), for tilstrømningen av NH 3 til røttene av intakte bygg frøplanter dyrket ved høy (10 mm) NH 4 +, og enten lav (0,02 mm) eller høy (5 mm ) K +. De viser isotermer Michaelis-Menten-kinetikk ved NH 3 flukser er plottet som en funksjon av ytre NH3 konsentrasjon ([NH3] ekst; justert med forandringer i pH 13). NH 3 flukser var sig…

Discussion

Som vist i eksemplene ovenfor, er den radiomerkingsmetode et kraftig middel til å måle ensrettede fluks av næringsstoffer og miljøgifter i planta. Figur 1 viser at NH 3 tilstrømningen kan nå i overkant av 225 mikromol g -1 t -1, som er kanskje den høyeste bona fide transmembrane flux noen gang er rapportert i et anlegg system 13, men omfanget av dette flux ville ikke være synlig hvis bare netto fluks ble målt. Dette skyldes at en sto…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by the Natural Sciences and Engineering Council of Canada (NSERC), the Canada Research Chair (CRC) program, and the Canadian Foundation for Innovation (CFI).

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
Gamma counter Perkin Elmer Model: Wallac 1480 Wizard 3"
Geiger-Müller counter Ludlum Measurements Inc. Model 3 survey meter
400-mL glass beakers VWR 89000-206 For pre-absorption, absorption, and desorption solutions
Glass funnel VWR 89000-466 For efflux funnel
Large tubing VWR 529297 For efflux funnel
Medium tubing VWR 684783 For bundling
Small tubing VWR 63013-541 For aeration
Aeration manifold Penn Plax Air Tech vat 5.5 To control/distribute pressurized air into solutions
Glass scintillation vials VWR 66022-128 For gamma counting
Glass centrifuge tubes VWR 47729-576 For spin-drying root samples
Kimwipes VWR 470173-504 For spin-drying root samples
Dissecting scissors VWR 470001-828
Forceps VWR 470005-496
Low-speed clinical centrifuge International Equipment Co. 76466M-4 For spin-drying root samples
1-mL pipette Gilson F144493
10-mL pipette Gilson F144494
1-mL pipette tips VWR 89079-470
10-mL pipette tips VWR 89087-532
Analytical balance Mettler toledo PB403-S/FACT

References

  1. Kronzucker, H. J., Coskun, D., Schulze, L. M., Wong, J. R., Britto, D. T. Sodium as nutrient and toxicant. Plant Soil. 369, 1-23 (2013).
  2. Britto, D. T., Kronzucker, H. J. NH4+ toxicity in higher plants: a critical review. J. Plant Physiol. 159, 567-584 (2002).
  3. Epstein, E. Mechanism of ion absorption by roots. Nature. 171, 83-84 (1953).
  4. Britto, D. T., Kronzucker, H. J. Can unidirectional influx be measured in higher plants? A mathematical approach using parameters from efflux analysis. New Phytol. 150, 37-47 (2001).
  5. Britto, D. T., Kronzucker, H. J. Cellular mechanisms of potassium transport in plants. Physiol. Plant. 133, 637-650 (2008).
  6. Walker, N. A., Pitman, M. G., Lüttge, U., >Pitman, M. .. G. Measurement of fluxes across membranes. Encyclopedia of plant physiology. 2 Part A, (1976).
  7. Kronzucker, H. J., Siddiqi, M. Y., Glass, A. D. M. Analysis of 13NH4+ efflux in spruce roots – A test case for phase identification in compartmental analysis. Plant Physiol. 109, 481-490 (1995).
  8. Siddiqi, M. Y., Glass, A. D. M., Ruth, T. J. Studies of the uptake of nitrate in barley. 3. Compartmentation of NO3-. J. Exp. Bot. 42, 1455-1463 (1991).
  9. Lee, R. B., Clarkson, D. T. Nitrogen-13 studies of nitrate fluxes in barley roots. 1. Compartmental analysis from measurements of 13N efflux. J. Exp. Bot. 37, 1753-1767 (1986).
  10. Coskun, D., Britto, D. T., Kronzucker, H. J. Regulation and mechanism of potassium release from barley roots: an in planta 42K+ analysis. New Phytol. 188, 1028-1038 (2010).
  11. Britto, D. T., Kronzucker, H. J., Maathuis, F. .. J. .. M. .. ,. Fluxes measurements of cations using radioactive tracers. Plant Mineral Nutrients: Methods and Protocols, Methods in Molecular Biology. Volume 953, 161-170 (2013).
  12. Meeks, J. C., Knowles, R. ,., Blackburn, T. .. H. 13N techniques. Nitrogen isotope techniques. , 273-303 (1993).
  13. Coskun, D., Britto, D. T., Li, M., Becker, A., Kronzucker, H. J. Rapid ammonia gas transport accounts for futile transmembrane cycling under NH3/NH4+ toxicity in plant roots. Plant Physiol. 163, 1859-1867 (2013).
  14. Coskun, D., Britto, D. T., Li, M., Oh, S., Kronzucker, H. J. Capacity and plasticity of potassium channels and high-affinity transporters in roots of barley and Arabidopsis. Plant Physiol. 162, 496-511 (2013).
  15. Johansson, I., et al. External K+ modulates the activity of the Arabidopsis potassium channel SKOR via an unusual mechanism. Plant J. 46, 269-281 (2006).
  16. Nocito, F. F., Sacchi, G. A., Cocucci, M. Membrane depolarization induces K+ efflux from subapical maize root segments. New Phytol. 154, 45-51 (2002).
  17. Wang, M. Y., Glass, A. D. M., Shaff, J. E., Kochian, L. V. Ammonium uptake by rice roots. 3. Electrophysiology. Plant Physiol. 104, 899-906 (1994).
  18. Walker, D. J., Leigh, R. A., Miller, A. J. Potassium homeostasis in vacuolate plant cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 93, 10510-10514 (1996).
  19. Holm, L. M., et al. NH3 and NH4+ permeability in aquaporin-expressing Xenopus oocytes. Pflugers Archiv. Eur. J. Physiol. 450, 415-428 (2005).
  20. Britto, D. T., Kronzucker, H. J. Trans-stimulation of 13NH4+ efflux provides evidence for the cytosolic origin of tracer in the compartmental analysis of barley roots. Funct. Plant Biol. 30, 1233-1238 (2003).
  21. Malagoli, P., Britto, D. T., Schulze, L. M., Kronzucker, H. J. Futile Na+ cycling at the root plasma membrane in rice (Oryza sativa L.): kinetics, energetics, and relationship to salinity tolerance. J. Exp. Bot. 59, 4109-4117 (2008).
  22. Kronzucker, H. J., Britto, D. T. Sodium transport in plants: a critical review. New Phytol. 189, 54-81 (2011).

Play Video

Cite This Article
Coskun, D., Britto, D. T., Hamam, A. M., Kronzucker, H. J. Measuring Fluxes of Mineral Nutrients and Toxicants in Plants with Radioactive Tracers. J. Vis. Exp. (90), e51877, doi:10.3791/51877 (2014).

View Video