EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.
EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. The standardized sampling component of the method concentrates viruses that may be present in water by passage of a minimum specified volume of water through an electropositive cartridge filter. The minimum specified volumes for surface and finished/ground water are 300 L and 1,500 L, respectively. A major method limitation is the tendency for the filters to clog before meeting the sample volume requirement. Studies using two different, but equivalent, cartridge filter options showed that filter clogging was a problem with 10% of the samples with one of the filter types compared to 6% with the other filter type. Clogging tends to increase with turbidity, but cannot be predicted based on turbidity measurements only. From a cost standpoint one of the filter options is preferable over the other, but the water quality and experience with the water system to be sampled should be taken into consideration in making filter selections.
Menneskelige enteriske virus replikere innenfor mage-tarmkanalen og spres gjennom fekal-oral rute. Disse virusene er ofte funnet i kloakk i høye konsentrasjoner 1-3. De kan vedvare i kloakkavløp 4,5, og i overflaten 6,7, malt 8-10, og behandlet drikkevann 11 farvann. Når den er tilstede, er konsentrasjonen av virus i miljø vannet i USA vanligvis for lav for direkte måling 12,13. Dette krever at virus være konsentrert fra store mengder vann. Under Informasjonsinnsamling Rule (ICR) overvåking utført av US Environmental Protection Agency (USEPA) 14, virus konsentrasjoner av positive prøver i kildevannet store verktøy lands varierte 0,009 til 19,7 mest sannsynlig antall smittsomme enheter (MPN) / L. Median og gjennomsnittskonsentrasjoner av positive prøver var 0,03 og 0,17 MPN / L for kilde farvann fra rennende bekker, 0,010,07 MPN / L for de fra innsjøer og reservoarer, og 0,04 til 0,74 MPN / L for de som bruker grunnvann 11 (data fra ICR AUX1 18 måneders tilgang database datert 4/25/2000). Virus konsentrasjoner av positive prøver fra en USEPA studie av nasjonale grunnvann varierte 0,009 til 2,12 smittsomme enheter / L med median og gjennomsnittskonsentrasjoner av 0,13 og 0,29 smittsomme enheter / L 8. Konsentrasjonen av virus i positive grunnvannsprøver var høyere enn de i flytende strømmer. Det meste av fasiliteter som bruker grunnvann i disse studiene hentet vann fra vannførende lag ligger i karst regioner. Disse, sammen med de som ligger i kalkstein og krystallinsk (oppsprukket berggrunn) innstillingene er sannsynlig å ha høyere viruskonsentrasjoner enn i andre innstillinger 8,15,16. USEPA virus metoder spesifisere prøvetakingsvolum på 200 L (ICR) til 300 L (metode 1615) av overflatevann og 1000 L (ICR) til 1500 L (metode 1615) av grunnvann 17,18. Imidlertid, selv med bruk avstore prøvevolumer, de fleste overflater og grunnvann prøvene er negative for virus 8,11,19,20.
Virus som finnes i overflatevannet utgjøre en potensiell helserisiko for forbrukerne av drikkevann. Surface Water Treatment regel krever at alle renseanlegg benytter overflatevann for å redusere viruskonsentrasjonen med minst 4-log. Selv med en 4-log reduksjon, kan infeksiøse viruskonsentrasjoner i kilde vann så liten som 0,0044 MPN / L medføre en infeksjon per dag antar slike gjennomsnittlige eksponering og behandlingsbetingelsene og de doseresponsparametre for rotavirus 11,21. Risikoen fra virus i ubehandlede grunnvannet kan bli enda større på grunn av mangel på behandling og viral forekomst. Borchardt og kolleger anslår at opptil 22% av akutt gastroenteritt hos voksne og 63% hos barn under fem år kan være på grunn av virus i drikkevann i lokalsamfunn ved hjelp av ubehandlede grunnvann 19.
USEPA Method 1615 ble utviklet for å oppdage enterovirus og norovirus under Uregulert Kontaminant Monitoring forskriftens tredje overvåkingssyklus (UCMR3) 22 som en nasjonal oppfølging til funnene i Borchardt og kolleger 19,23. USEPA Metoden ble utviklet primært for å måle virus i systemer som bruker ubehandlet grunnvann, men ble skrevet mer generelt å omfatte andre vann matrix typer. Den nye fremgangsmåte er en hybrid bevare mange komponenter fra den tidligere virusmetode som brukes under ICR 17, tilsetning av molekyl prosedyrer basert på fremgangsmåten til Borchardt et al. 19,23, og ytterligere primersett for norovirus 24. Hensikten med denne artikkelen er å beskrive prøvetakingsprosedyren og de nødvendige trinnene for å opprettholde integriteten av prøven under innsamling og transport. En evaluering av den samlede metoden er beskrevet i Cashdollar et al. 25. Denne protokollen omfatter enkle felt collection av overflate- og grunnvann, hvor en pumpe og forfilter er ikke nødvendig, og hvor justeringer ikke er påkrevet for pH og nærvær av et desinfeksjonsmiddel i vannet som skal avsøkes. De mer komplekse krav prøvetakings er beskrevet i Fout et al. 17,18.
Ulike filtertyper for å konsentrere virus fra miljø farvann har blitt brukt gjennom årene 26. Dagens metoder ansette ultrafilters 27, elektrofiltre 13,28,29, glass ull filtre 23, og elektropositive filtre 30. Elektrofiltre ble mye brukt i mange år, men et krav for tilsetning av salt, og justering av pH-verdien i vannet i banen før eller under prøvetaking begrenser deres anvendelighet 13. Den mest praktiske filter valg for feltprøver er elektropositive filtre. Disse filtrene tillate sampling av store volumer av vann ved høye strømningshastigheter og uten kondisjonering av vannet. Glass ull filtre er den minst kostbare alternativet, men har lavere strømningsrater enn elektropositive filtre og er ikke kommersielt tilgjengelig. Ultrafilters gi den høyeste virus inngang enn et stort utvalg av vannkvaliteten, men utstyret som kreves for sampling er ikke lett bærbart felt og tiden som kreves for å samle inn prøver er mye lengre 27. Metoder nylig har blitt utviklet som bruk preconditioned elektrofiltre for å unngå behovet for justering i feltet, men disse kan ikke være aktuelt for å samle inn store prøvevolumer 28,29.
EPA Method 1615 bruker elektropositive patronfiltre som får sin positiv ladning fra enten aluminiumoksidpartikler nanofibers eller kvartære aminer. Fordelene med den førstnevnte over sistnevnte er at det er mindre kostbart og effektivt samler virus fra vannet over et bredere spekter av naturlige pH-verdier 30,31; Men hver patron, samt glass ull filtre som brukes av Borchardt og kolleger gi lignende inngang på enterovirus og norovirus fra vann 23,31,32 (Cashdollar, upubliserte data). Patronfiltre er plassert i et enkelt prøvetakingsapparat som er utformet for å forenkle innsamling av prøverog redusere forurensning under prøvetaking.
Standard metoder er uvurderlig når store studier er utført ved bruk av flere analytiske laboratorier. EPA Method 1615 gir standard prosedyrer og veiledning for å minimere de to store prøveinnsamlings problemer som kan påvirke dataene som samles inn i løpet av disse studiene-falske positive resultater stammer fra forurensning under prøvetakingen eller fra utilstrekkelig desinfiserte apparater komponenter og tilstopping av filterporene av komponenter i vannet blir samplet.
Akkurat som enteriske virus kan spres person-til-person på grunn av mangelfull hygiene, kan virus bli introdusert i prøver fra vasket dårlig hender eller hender med forurensede hansker 33. Det er viktig at samplere forstå de potensielle ruter av forurensning og bruk av aseptisk teknikk under prøvetaking. Samplere bør forstå at hansker er først og fremst brukes til å beskytte sampler fra eksponering og ikke til protect apparatet mot forurensning. Hendene må vaskes før starten av prøvetaking og omsorg må tas i løpet av donning av hansker for å unngå hånd til hanske forurensning. Samplere med gastroenteritt eller luftveissymptomer må ikke samle inn prøver, som de kunne være Shedding enterovirus eller noroviruses i høye nivåer.
For det andre må man sørge for å hindre overføring av virus fra tidligere prøvetaking hendelser. For å minimalisere denne potensiell kilde til forurensning, ble prøvetakingsapparatet i metode 1615 modifisert fra den til ICR ved å ikke inkludere en trykkregulator og trykkmåler mellom innløpet og patronen rhusmodulen. Disse komponentene ble fjernet fordi presset observert under prøvetaking hendelsene var alltid under maksimums bolig rating (f.eks 125 psi for 5-tommers patron husene) og fordi de var vanskelige å desinfisere. Sistnevnte problem ble demonstrert gjennom bruk av utstyr tomme kontroller i studies etterkant av ICR 6,20. I hvilken grad det påvirket ICR data er ukjent, men sannsynligvis var liten; var det bare to falske positive negative ytelse evalueringsprøver i løpet av studien (data ikke vist). For å redusere muligheten for carry forurensning videre, det også anbefales at innløpet modulen slangen byttes ut etter hver prøvetaking hendelse. Det er spesielt viktig å sikre tilstrekkelig desinfeksjon dersom apparatet ble brukt for en kvalitet eller ytelse kontroll som ble podet med virus. Før utføring desinfeksjon, bør konsentrasjonen av fritt klor måles for tap under lagring. I tillegg til endringene i konfigurasjonen av apparatet som er beskrevet ovenfor, er det vesentlig at vanlig utstyr emner bli kjørt for å demonstrere at desinfeksjonen er effektiv. Metode 1 615 mandater som utstyr blanks utføres ved hjelp av apparater som har blitt desinfisert etter å ha blitt brukt for virus-seeded kontroller, dermed forenklefremgangsmåten ved å eliminere behovet for å passere et virus foret løsning gjennom anordningen før desinfeksjon. Konsentrasjonen av desinfeksjonsmiddel ble øket til 0,525% hypokloritt for Method 1615, da denne konsentrasjon er nødvendig både for å inaktivere eventuelle levedyktige virus på utstyret og for å nedbryte nukleinsyrer. Derfor må utstyr blanks analyseres ved hjelp av både cellekultur og qPCR analyser.
Begge typer elektropositive filtre var utsatt for tilstopping under studiene rapportert i tabell 1. Et ukjent antall prøver med reduserte volumer kan ha vært på grunn av utvalgsfeil, for eksempel en feiltolking av totalisator eller en tilsiktet tidlig stopp for prøvetaking for å møte en annen fristen, spesielt for farvann med turbiditetsmålinger mindre enn 20 NTU. Graden av tilstopping er avhengig både på filtertype og vannkvalitetsparametre. Forfiltre gi en viss forbedring, men hvis det brukes, må bli prosessert og analysertseparat fra elektropositive filteret. Den aktuelle innstilling for UCMR3 er at prøven tas uten forfiltre ved hjelp av to aluminiumoksydpartikler nanofiber-baserte filtre hvis minst halvparten av volumet kan samles opp ved hjelp av det første filter.
The authors have nothing to disclose.
Forfatterne takker mange EPA personell hvis bidrag gjort overvåking gjennomført i løpet av ICR og UCMR3 mulig, følgende bly etterforskere av andre EPA studier rapportert: Daniel Dahling, Alfred Dufour, Andrey Egorov, Susan Glassmeyer, Asja Korajkic, Richard Lieberman, Robert Safferman, og Tim Wade; og Shannon Griffin og Michael Ware for kritisk gjennomgang av dette manuskriptet. Forfatterne takker de indiske Hill Water Works for bruk av en av sine pumpehus å demonstrere prøvetaking. Selv om dette arbeidet ble anmeldt av USEPA og godkjent for publisering, kan det ikke nødvendigvis offisielle Agency politikk. Omtale av varemerker eller kommersielle produkter innebærer ingen godkjennelse eller anbefaling til bruk.
Name of the reagent/Equipment | Company | Catalogue number | Comments/Description |
1-L polypropylene bottle | Nalgene | 2104-0032 | |
Aluminum foil squares | Cole-Parmer | 06275-40 | |
Autoclave | Steris | Amsco Lab Series | |
Bubble wrap | U.S. Plastics | 50776 | |
Closable bag | Uline | S-12283 | |
Closable bag | Fisher Scientific | S31798C | |
Commercial ice packs | Cole-Parmer | 06345-20 | |
Cool safe box | Diversified Biotech | CSF-BOX | |
Gauze sponge | Fisher Scientific | 22-415-469 | |
Graduated cylinder | Cole-Parmer | 06135-90 | 4-L or larger |
Hype Wipe | Fisher Scientific | 14-412-56 | |
iButtons temperature data logger | Maxim | DS1921G | |
Insulated storage and transport chest | Fisher Scientific | 11-676-12 | |
Packing tape | U.S. Plastics | 50083 | |
Portable chlorine colorimeter II test kit | Hach | 5870062 | |
Portable pH and temperature probe | Omega | PHH-830 | |
Portable turbidity meter | Omega | TRB-2020-E | |
PTFE thread tape | Cole-Parmer | 08270-34 | Use on all threaded connections |
Pump, Centrifugal Magnetic Drive | Cole-Parmer | 72010-20 | |
Reduction nipple | Cole-Parmer | 06349-87 | |
Sodium hypochlorite (NaClO) | Use locally available household bleach | ||
Sodium thiosulfate (Na2S2O3) | Sigma Aldrich | 217247 | |
Surgical gloves | Fisher Scientific | 19-058-800 | |
Waterproof marker | Fisher Scientific | 22-290546 | |
Media | Composition | ||
0.525% sodium hypochlorite (NaClO) | Prepare a 0.525% NaClO solution by diluting household bleach 1:10 in dH2O. Store 0.525% NaClO solutions for up to 1 week at room temperature. | ||
1 M sodium thiosulfate (Na2S2O3) pentahydrate | Prepare a 1 M solution by dissolving 248.2 g of Na2S2O3 in 1 L of dH2O. Store sodium thiosulfate for up to 6 months at room temperature. |