Het experimentele intracraniaal drukgestuurde bloedshunt-subarachnoïdale bloedingsmodel (SAH) bij de konijn combineert de standaardprocedures — canuleringen van de subclavia-slagader en transcutane punctie van de cisterna magna, wat een nauwkeurigere nabootsing mogelijk maakt van de humane pathofysiologische omstandigheden na SAH. We presenteren stapsgewijze instructies en bespreken belangrijke chirurgische punten voor het succesvol creëren van experimentele SAH.
Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.
Methodenartikel
De Rabbit Bloed-shunt model voor de studie van Acute en Late Late gevolgen van subarachnoïdale bloeding: Technische aspecten
In dit artikel
Samenvatting
Samenvatting
Vroege hersenletsel en vertraagde cerebrale vasospasm beide bijdragen tot ongunstige uitkomsten na een subarachnoïdale bloeding (SAB). Reproduceerbaar en controleerbaar diermodellen dat aan beide voorwaarden te simuleren zijn momenteel ongewoon. Daarom zijn nieuwe modellen nodig om de menselijke pathofysiologische omstandigheden als gevolg van SAH bootsen.
Dit rapport beschrijft de technische nuances van een konijn bloed-shunt SAH model dat de controle van intracerebrale druk (ICP) mogelijk maakt. Een extracorporale shunt geplaatst tussen het arteriële systeem en de subarachnoïdale ruimte, waarbij onderzoeker-onafhankelijke SAH maakt in een gesloten schedel. Stap-voor-stap procedurele instructies en benodigde apparatuur worden beschreven, evenals de technische overwegingen aan het model met minimale mortaliteit en morbiditeit te produceren. Belangrijke details die nodig zijn voor een succesvolle chirurgische creatie van deze robuuste, eenvoudige en consistente-ICP gecontroleerde SAH konijn model worden beschreven.
Inleiding
Aneurysma subarachnoïdale bloeding (SAB) is een van de meest levensbedreigende neuropathologische omstandigheden, vaak leidend tot blijvende neurologische schade of overlijden 1. Verleden onderzoek heeft zich gericht op vertraagde cerebrale vasospasm (DCVS) als de primaire oorzaak van neurologische tekorten in verband met een SAB 2. Echter, over het algemeen slechte klinische resultaten van patiënten SAH na behandeling van vasospasme heeft geleid tot een uitbreiding van het onderzoek gericht op de effecten van vroege hersenletsel (EBI) na SAH 3 omvatten. Beter begrip van de betekenis van zowel de EBI en DCVS in het bijdragen aan een slechte klinische resultaten na een SAB is essentieel voor de ontwikkeling van meer effectieve therapeutische strategieën.
Tot nu toe is enkel en dubbel autoloog bloed injectie in de cisterna magna de standaardmethode voor SAH inductie voor de studie van DCVS 2-6 geweest. Hoewel vaak gebruikt in eerdere studies,dit model waarschijnlijk niet de neuropathologische belangrijkste veranderingen die gepaard gaan met een SAB reproduceren geïnduceerde EBI 7. Daarentegen is endovasculaire perforatie bekend ernstige acute pathofysiologische veranderingen die gedeeltelijk bootsen de symptomen van EBI 7 produceren.
Dit rapport beschrijft een nieuwe konijn model van SAH ontworpen om onderzoek van zowel EBI en DCVS mogelijk, waardoor nauwkeuriger karakterisering van SAH-geïnduceerde pathologie 8-10. Met de beschreven techniek, wordt de standaard cisterna magna model aangepast door het aansluiten van het arteriële systeem van de subclavia en de cisterna magna via een extracorporale shunt. De bloedstroom wordt daardoor gekoppeld aan de fysiologie van het konijn en aangedreven door het drukverschil tussen de arteriële en intracraniale druk. Het bloeden stopt als intracerebrale druk (ICP) geeft diastolische bloeddruk en het bloed in het shuntsysteem coaguleert. Gebruik makend van de gastheer & #8217; s fysiologie vermindert onderzoeker-afhankelijke SAH inductie, wat leidt tot een meer consistente model van SAH die betrouwbaar produceert zowel EBI en DCVS fenotypes 3,8-10.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Protocol
Drie maanden oude vrouwelijke Nieuw Zeeland konijnen gewicht 2,5-3,5 kg werden voor deze procedure. De studie werd uitgevoerd in overeenstemming met de National Institutes of Health richtlijnen voor de verzorging en het gebruik van proefdieren en met de goedkeuring van de Animal Care Committee van het kanton Bern, Zwitserland (goedkeuring # 105/13). Alle chirurgische ingrepen werden uitgevoerd onder steriele omstandigheden op de Experimentele Chirurgische Instituut van de afdeling Clinical Research bij Bern University Hospital in Bern, Zwitserland. Een veterinair anesthesist bewaakt de dieren tijdens de operatie en tijdens het herstel.
1 Animal Voorbereiding, Positionering en subclavia Canulatie
- Laten algemene anesthesie in het konijn met intramusculaire injectie van ketamine (30 mg / kg; Ketalar, 50 mg / ml) en xylazine (6 mg / kg; Xylapan 20 mg / ml) en controle anesthesiediepte door na reactie het konijn op pijnlijke stimulation (bijvoorbeeld, teen knijpen). Zie 1.7 in geval van een positieve reactie.
- Trek de onderste oogleden van beide ogen en een kleine hoeveelheid zalf op de oogleden tot droog en verdere irritatie te voorkomen.
- Katheteriseren de laterale oorader met een 20 Gbutterfly venflon (20 G vasculaire katheter), repareren met plakband, en verbinding maken met een zwaartekracht zak met 0,9% natriumchloride (500 ml / 24 uur) en ketamine (40 mg / kg / uur) / xylazine (4 mg / kg / uur) voor continue intraveneuze (iv) anesthesie. Dien additionele analgetica elke 15 min iv (Fentanyl, 1 mcg / kg). Opmerking: Vermijd vluchtig gas anesthetica, die wordt geassocieerd met verminderde CPP, CBF toenemende en afnemende cerebrale metabolisme voor zuurstof 11 intraveneuze anesthesie zorgen idealer kenmerken neuroanesthesia door het behoud CBF en cerebrale vasoconstrictie, 12 hetgeen van belang is bij het bestuderen bovenste cerebrale. vaatspasme. Bovendien wordt hoewel sterfte verhoogd Spontaneously ademhaling dieren, kan het beter de menselijke situatie van acute SAH na te bootsen.
- Zorg voor zuurstof (1-2 L / min) via een beademingsmasker dat end-tidal kooldioxide laat (EtCO 2) monitoring.
- Installeer een 3 kanaals elektrocardiogram (ECG) .Plaats drie subcutane elektroden in een driehoekige opstelling aan de buikzijde van het konijn; bijzonder plaats een elektrode via juiste midthoracic regio (met afstand tot de steriele geschoren gebied voor de subclavia infusen) en twee elektroden in de onderbuik verdeeld over beide onderdelen.
- Bewaken van de diepte van de anesthesie om de 15 minuten tijdens de operatie door het volgen van ademhaling, hartslag (HR) gemonitord vanuit het ECG-signaal, en de reactie op schadelijke stimulatie.
- In geval van een positieve reactie op schadelijke stimulatie (teen knijpen), passen de diepte van de anesthesie door ketamine bolus (6 mg / kg) iv en xylazine bolus (0,05 mg / kg) iv en / of een aanvullende analgesie bolus met Fentanyl (1 mcg / kg) iv
- Fix het konijn in een liggende positie op een lichaam warmhoudplaat, het kantelen van het hoofd 20 ° naar beneden en iets draaien contralateraal aan de kant waar de subclavia zal worden blootgesteld.
- toepassing oogzalf en bereiden het gebied voor de operatie door het scheren van de haren over de rechter borstspier rond het middelste derde van het sleutelbeen, en over de frontal-, parietal- en occipitale schedel, de nek, en over de juiste gemeenschappelijke slagader.
- Ontsmet de huid gedurende 3 minuten met een breed spectrum antiseptische, bijvoorbeeld., Povidonjodium.
- Bedek het konijn met steriele lakens. Voer alle verdere procedures onder steriele omstandigheden Vaak toepassing 4% papaverin HCl en antibioticumoplossing (neomycine sulfaat 5 mg / ml) topicaal arterieel vasospasme door verblijf manipulatie en lokale infecties.
- Infiltreren de borstspier met lokale anesthetica (lidocaïne 1% maximaal 6 mg / kg). Maak een parasternale huidincisie en voorbereiden van deborstspier. Met behulp van de microscoop, ontleden de subclavia en veilig met een proximale en distale ligatuur (4-0 polyfilament hechtingen) rond de blootgestelde uiteinde. Houd een ligatuur dicht bij de proximale controle op zijn plaats om de katheter vast en afbinden het vat distaal.
- Voer een arteriotomie in de wand van de subclavia door insnijden van de slagader met een gebogen microscissor canule en de subclavia retrograad met een kleine intravasale 3-weg kraan. Verzeker catheter dubbele knoop ligatuur naar het distale ligatuur om arteriële draaien of buigen van het proximale gedeelte van de slagader te voorkomen en om verschuiven of massief bloeden te voorkomen.
2 Bloeddruk en arterieel bloed Gas Monitoring
- Sluit de 3-weg afsluiter om i) de intravasale canule voor arteriële bloedgas (ABG) analyses, pH, PaCO 2, PaO 2, bicarbonaat, base overschot, en SO 2, ii) de invasieve arteriële bloeddrukmeetinrichting, en iii) de shuntinrichting.
- Verzamelen bloedmonsters voor ABG-status (PaCO 2, PAO 2) en standaard cardiovasculaire en respiratoire parameters (bloeddruk, HR, ECG, ademhaling en end-tidal CO 2) en de overdracht van gegevens via de analoge uitgang interface naar een analoog-permanent toezicht digitaal converter / datalogger en op te slaan.
OPMERKING: De druk zal worden op nul gezet op het hart niveaus voor en na elke sessie en druk kalibratie van de analoog / digitaal-converter en data-logging systeem zal een keer worden gedaan voordat de serie begint.
3 Baseline digitale subtractie angiografie
- Een extern apparaat sizing (bolletje) over beide onderkaak hoeken om de angiogram kalibreren.
OPMERKING: Dit maakt exacte vergelijking van de post hoc metingen van de baseline en follow-up diameter vat. - Voer digitale subtractie angiografie (DSA) van retrograde intra-arterial bolusinjectie van niet-ionische Iopamidol (0.6 ml / kg, 5 ml / sec 2 sec) via een canule slagader en spoel de canule direct na bolusinjectie met zoutoplossing om occlusie van laatstgenoemde voorkomen.
- Verkrijgen van beelden (7 afbeeldingen in 14 sec) van de vertebrobasilaire systeem met behulp van een snelle sequentiële angiografie opname in een 5 ° links-anterior schuine positie.
- Infiltreren gebied rond de juiste femoralis communis lokale anaesthetica (lidocaïne 1%, maximaal 6 mg / kg). Maak een kleine incisie in de huid lies. Met behulp van de microscoop voor visualisatie, ontleden de gemeenschappelijke slagader en veilig met een proximale en distale ligatuur (4-0 polyfilament hechtingen) rond de blootgestelde uiteinde.
- Na arteriotomie, canule de slagader met een 5-F schede. Spoel de zijpoort van de schede met zoutoplossing.
- Advance een 5-F katheter in de slagader brachiocephalic via de schede onder fluoroscopie. Maak een wegenkaart, dan vooraf een voerdraad to the vertebrobasilaire systeem. Injecteer bolus niet-ionogene Iopamidol (0.6 ml / kg, 5 ml / sec in 2 sec) voor DSA zoals beschreven in stap 3.2.
4 Rotatie naar buikligging
- Na basislijn DSA, de positie van de konijn uit rugligging naar buikligging. Wees voorzichtig niet te manipuleren of te verplaatsen van de positie van de intra-arteriële katheters.
- Plaats de kop in een kop-houder op een hoek van 30 °, gericht hoofd naar beneden.
5. Cisterna Magna Prik
- Ontsmet de huid over het hoofd en hals met Povidonjodium 3 keer voor 1 min elk, en bedek het operatiegebied met steriele lakens.
- Plaats een 22 G x 40 mm pediatrische spinale toegang naald transcutaan in de cisterna magna zonder voorafgaande incisie huid of spier verplaatsing.
- Bevestigen dat het dier volledig verdoofd door te zorgen voor een gebrek aan toe-snuifje respons voor het schuiven van de naald naar beneden langs de benige externe achterhoofdsknobbeltotdat een spleet gedetecteerd; Raak de naald niet verder te duwen.
- Controleer de juiste plaatsing van de naald door het observeren spontane druipen van cerebrospinale vloeistof met het konijn hoofd schuin beneden op een 20 ° hoek voor een paar minuten.
6 Installatie van intracraniële druk en Cerebral Blood Flow Monitoring
- Na middellijn huid en Galea incisie, plaatst u een kleine chirurgische oprolmechanisme.
- Maak drie ronde osteotomie (2 mm diameter) met een snel microboor in het frontgedeelte van de schedel naar de buitenste schedel oriëntatiepunten (figuur 1) 9, dat wil zeggen via bulbus olfactorius en bilaterale frontale voor de plaats van neuromonitoring inrichting als noodzakelijk. Gebruik een millimeter schaal liniaal om de coördinaten voor freesgaatje plaatsing te bepalen als volgt: intracraniële druk (ICP) bewaking in de midpupillary lijn, 1-2 mm van de sagittale lijn; intraparenchymale laser-Doppler sondes4-5 mm anterior en lateraal aan de bregma (figuur 1).
- Zichtbaar de dura en uitvoeren zorgvuldige hemostase: gebruik botwas voor bot hemostase door haar tamponade optreden en voer lokale hemostase middels bipolaire coagulatie van de dura.
- Plaats de intraparenchymateuze intracraniale druk (ICP) beeldscherm tip in de rechter bulbus olfactorius tot een diepte van 2 mm en vervolgens kalibreren.
- Plaats de twee laser-Doppler flowmetry fijne naald probes een extern klemsysteem en plaats ze in de overeenkomstige boorgaten in zowel de rechter en linker hemisferen frontale lateraal van het ventriculaire systeem, met de middellijn om interferentie met cerebrospinale vloeistof te voorkomen. Plaats naaldsondes tot een diepte van 2,5 mm.
- Na plaatsing van de neuromonitoring probes, sluit alle boorgaten met een dikke plug been was om de schedel vloeistofdichte houden.
- Meet basislijn parameters van de gemiddelde arteriële bloeddruk (MAP), ICP en cerebrale doorbloeding (CBF) met behulp van een multiparameter monitor en vier laser-Doppler weefsel doorbloeding monitor.
7 Shunt Inductie
- Sluit de spinale toegang naald in de cisterna magna naar de eerder gecatheteriseerd subclavia via bloed gevulde drukmeting buizen. Gebruik de 3-weg kraan voor bloeddrukmeting en als bloedafname-poort.
OPMERKING: De ernst van SAH afhankelijk van de hoeveelheid bloed en kan ruwweg worden geschat door de uitgebreidheid subarachnoïdale stolsels bij de hersenen oogst 5,11. - Continu toezicht MAP, HR, ECG, ademhaling en end-tidal CO 2 met een sampling rate van 1 Hz uit 6 min voor tot ten minste 20 minuten na een SAB.
- Bevestigen dat het dier volledig verdoofd door te zorgen voor een gebrek aan teen knijpen reactie vóór het openen van de shunt verbinding tussen de subclavia en de cisterna magna aan SAH veroorzaken door de druk Gradient.
OPMERKING: Een gecontroleerde SAH kan worden bereikt door het sluiten van de shunt op elk tijdstip (bijvoorbeeld op een gewenste ICP.). - Noteer steady state waarden gedurende een tijdsperiode van ongeveer 15 minuten.
- Na ICP zijn hoogtepunt bereikt, houden de spinale toegang naald op zijn plaats totdat ICP terugkeert naar een steady state in de buurt van de uitgangswaarden. Als de ICP plateau wordt gehandhaafd gedurende meer dan 10 seconden of als ICP daalt spontaan, sluit de shunt.
- Verwijder CBF fijne naald sondes en ICP sonde, sluit gaten boren met been was, verwijder alle katheters (inclusief subclavia catheter, omdat katheter manipulatie met opeenvolgende bloeden wordt geassocieerd met een hoge morbiditeit en mortaliteit, en verhoogt het aantal infecties), uit te voeren strenge wond irrigatie met Neomycine sulfaat en hechten de huid.
8 Postoperatieve beheer
- De procedure duurt ongeveer 2 uur. Vanwege de half-leven van ketamine en xylazine, de hersteltijd van de animal is vrij kort - ongeveer 1 uur. De dieren worden gehouden onder een warmtelamp tijdens het herstel. Aanvullende vloeistoffen zijn niet voorzien. Tijdens deze initiële postoperatieve fase van herstel, van toepassing buprenorfine 0,02 mg / kg sc elke 8 uur gedurende 24 uur.
- Solliciteer transdermale fentanyl matrix pleisters loslaten 12,5 ug / uur in de geschoren nek van de dieren voor een effectieve analgesie in de komende 72 uur.
- Heeft een dier niet zonder toezicht laten totdat het voldoende weer bij bewustzijn is om borstligging behouden.
- Heeft een dier die een operatie heeft ondergaan in het gezelschap van andere dieren tot ze volledig hersteld niet meer terug.
9 Follow-up digitale subtractie angiografie om DCVS Beoordelen op dag 3
- Voer stap 1,1-3,6 zoals hierboven beschreven.
- Euthanaseren de dieren bij intra-arteriële bolus injectie van natrium thiopenthal (40 mg / kg) (Penthotal, Ospedalia AG, Hünenberg, Zwitserland). Wanneer histologie en immunohistochemistry nodig, voert een intracardiale perfusie-fixatie bij kamertemperatuur bij een perfusiedruk van 100 cm H2O
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Resultaten
Het konijnenbloed shunt model van SAB beschreven in dit rapport produceert EBI in de hippocampus (figuur 2A, B), basale cortex (figuur 2A, B) en cerebrale vasculatuur (figuur 2C) al 24 uur na verwonding en vertoont een karakteristieke bloed distributie (figuur 2D) 8. Bovendien, het model triggers matige tot ernstige vorm van DCVS op dag drie na SAH inductie (figuur 3) 10. Het sterftecijfer is 20 - 30% door ad...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Discussie
De shunt model produceert pathologie vergelijkbaar met dat bij de mens na een acuut SAH 3,8,10. Er is gesuggereerd dat EBI kan verergeren, handhaven en zelfs leiden DCVS 12, en als zodanig dit model als hulpmiddel bij onderzoek zowel de vroege en late fasen DCVS, waaronder EBI en DCVS interacties na SAH. In het bijzonder, herhaalbare in vivo DCVS controletechnieken zoals DSA 13, computertomografie angiografie 14 en transcraniële Doppler 15 zijn meer readibl...
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Openbaarmakingen
Geen. De auteurs hebben geen financieel of commercieel belang bij een van de geneesmiddelen, materialen of apparatuur die worden gebruikt. Er werd geen specifieke financiering ontvangen voor dit werk. De auteurs zijn uitsluitend verantwoordelijk voor het ontwerp en de uitvoering van de gepresenteerde studie en rapporteren geen belangenconflict met betrekking tot de materialen en methoden die in deze studie zijn gebruikt of de bevindingen die in het artikel zijn gespecificeerd. Zij bevestigen de naleving van ethische normen. Het onderzoek werd uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van de National Institutes of Health voor de zorg voor en het gebruik van experimentele dieren en met de goedkeuring van het Animal Care Committee van het kanton Bern, Zwitserland (goedkeuring #109/07 en #107/09).
Dankbetuigingen
De auteurs danken Laurie von Melchner, Bern Universitair Ziekenhuis, afdeling Neurochirurgie, Bern, Zwitserland, voor het corrigeren en redigeren van het manuscript en Paskus Jeremia, Boston Children's Hospital, Boston, MA voor proeflezen het oorspronkelijke ontwerp. Wij waarderen de bekwame leiding van de verzorging van dieren, anesthesie, en operationele steun van Daniel Mettler, DVM, Max Müller, DVM, Daniel Zalokar en Olgica Beslac, Experimentele Chirurgische Institute, Department of Clinical Research, Universiteit van Bern, Bern, Zwitserland. Wij danken Michael Lensch, Hoofd Research Nurse, Afdeling Intensieve Geneeskunde, Bern University Hospital en de Universiteit van Bern, Bern, Zwitserland, voor real-time data monitoring en post-processing van de fysiologische parameters. Wij danken Edin Nevzati, Carl Muroi, en Salome Erhardt, voor hun uitstekende laboratoria de technische en operationele ondersteuning.
Dit werk werd ondersteund door het Ministerie van Intensive Care Medicine, Bern University Hospital en de Universiteit van Bern, Bern, Zwitserland, de afdeling Klinische Research, Universiteit van Bern, Bern, Zwitserland, en het Fonds voor onderzoek van de Kantonsspital Aarau, Aarau, Zwitserland. Wij danken Elsevier, voor herdruk toestemming voor de figuren 1 en 2.
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Materialen
| Naam | Bedrijf | Catalogusnummer | Opmerkingen |
|---|---|---|---|
| Equipment | |||
| Operatiemicroscoop | Zeiss, Jena, Duitsland | Zeiss, OPMI-MD chirurgisch microscoop | |
| Chirurgische apparatuur | B. Braun, Duitsland | Forceps medisch nr. 5; vatschaar 8 cm; microclip 4 mm | |
| Respiratorium | Hugo Sachs | ||
| Haartrimmer | 3M Surgical Clipper | Starter Kit 9667A | |
| Lichaamswarmplaat | FHC | ||
| Bloedgasanalysator | Radiometer, Kopenhagen, Denemarken | ABL 725 | |
| Hartbewaking | Camino Multi-Parameter Monitor, Integra, Plainsboro, NJ, VS | AP-05 | |
| Software-analyse | BIOPAC Systems, Inc., Goleta, CA, VS | Biopac MP100 en acqKnowledge-software, versie 3.8.1 | |
| Software-analyse | ImagePro Discovery, MediaCybernetics, Silver Spring, MD, VS | Image-Pro Plus-versie | |
| Angiografietoestel | DFP 2000 A-Toshiba | MIIXR0001EAA | |
| ICP-monitor | Camino Laboratories, San Diego, CA, VS | ICP-monitor, Model 110-4B | |
| Bloedstromingsmonitor | Oxford Optronix Ltd., Oxford, VK | CAL KIT-microsfeeroplossing | |
| Laser-Doppler-flowmetrie fijne naaldsonde | Oxford Optronix Ltd., Oxford, VK | MNP110XP, 0,48 mm diameter | |
| Drukbuis | B. Braun, Germay | PE 1,0 mm × 2,0 mm | |
| Anesthesiemonitor | GE Medical Systems, Zwitserland | Datex S5 Monitor | |
| Materiaal | |||
| 20 G vaatkatheter | Smiths Medical | Jelco i.v. katheter, REF 4057 | |
| 5,5 F centrale veneuze katheter met drie kanalen | Connectors, Tagelswangen, Zwitserland | Siliconekatheter STH-C040 | |
| 22 G x 40 mm naald | Emergo Group Inc., Nederland | ||
| Hogesnelheids microboor | Stryker, Solothurn, Zwitserland | 5400-15 | |
| Botwas | Ethicon, Johnson & Johnson,NJ, VS | ETHW31G | |
| Bipolare pincetten | Aesculap, Inc., PA, VS | US349SP | |
| Ketamine | Elk generiek product | ||
| Xylazin | Elk generiek product | ||
| Buprenorfine | Elk generiek product | ||
| Fentanyl | Elk generiek product | ||
| Transdermale fentanylmatrixpleisters | Elk generiek product | ||
| Lidocaine 1% | Elk generiek product | ||
| 4% papaverine HCl | Elk generiek product | ||
| Neomycinesulfaat | Research Organics Inc., OH, VS | Elk generiek product | |
| Povidon-jodium | Elk generiek product | ||
| 0,9% natriumchloride | Elk generiek product | ||
| Iopamidol | Abott Laboratories, IL, VS | Elk generiek product | |
| 3-0 resorbeerbare hechting | Ethicon Inc., VS | VCP824G | |
| 5-0 niet-resorbeerbare hechting | Ethicon Inc., VS | 8618G | |
| 4-0 polyfilamentdraden | Ethicon Inc., VS | VCP284G |
Referenties
- Taylor, T. N., et al. Lifetime cost of stroke in the United States. Stroke; a journal of cerebral circulation. 27, 1459-1466 (1996).
- Kikkawa, Y., Kameda, K., Hirano, M., Sasaki, T., Hirano, K. Impaired feedback regulation of the receptor activity and the myofilament Ca2+ sensitivity contributes to increased vascular reactiveness after subarachnoid hemorrhage. Journal of cerebral blood flow and metabolism : official journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 30, 1637-1650 (2010).
- Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm. British journal of neurosurgery. 24, 415-434 (2010).
- Marbacher, S., Neuschmelting, V., Graupner, T., Jakob, S. M., Fandino, J. Prevention of delayed cerebral vasospasm by continuous intrathecal infusion of glyceroltrinitrate and nimodipine in the rabbit model in vivo. Intensive care medicine. 34, 932-938 (2008).
- Zhou, M. L., et al. Comparison between one- and two-hemorrhage models of cerebral vasospasm in rabbits. Journal of neuroscience. 159, 318-324 (2007).
- Vatter, H., et al. Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model. Neurosurgery. 58, 1190-1197 (2006).
- Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65, 331-343 (2009).
- Marbacher, S., et al. A new rabbit model for the study of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Journal of neuroscience. 208, 138-145 (2012).
- Marbacher, S., et al. Outer skull landmark-based coordinates for measurement of cerebral blood flow and intracranial pressure in rabbits. Journal of neuroscience methods. 201, 322-326 (2011).
- Marbacher, S., et al. Extra-intracranial blood shunt mimicking aneurysm rupture: intracranial-pressure-controlled rabbit subarachnoid hemorrhage model. Journal of neuroscience. 191, 227-233 (2010).
- Sugawara, T., Ayer, R., Jadhav, V., Zhang, J. H. A new grading system evaluating bleeding scale in filament perforation subarachnoid hemorrhage rat model. J Neurosci Methods. 167, 327-334 (2008).
- Macdonald, R. L. Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage. Nature reviews. Neurology. 10, 44-58 (2014).
- Zhang, Z. W., et al. Platelet-derived growth factor-induced severe and chronic vasoconstriction of cerebral arteries: proposed growth factor explanation of cerebral vasospasm. Neurosurgery. 66, 728-735 (2010).
- Laslo, A. M., Eastwood, J. D., Chen, F. X., Lee, T. Y. Dynamic CT perfusion imaging in subarachnoid hemorrhage-related vasospasm. AJNR. American journal of neuroradiology. 27, 624-631 (2006).
- Shao, Z., et al. Effects of tetramethylpyrazine on nitric oxide/cGMP signaling after cerebral vasospasm in rabbits. Brain research. 1361, 67-75 (2010).
- Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1086-1091 (1995).
- Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1279-1283 (1995).
- Zakhartchenko, V., et al. Cell-mediated transgenesis in rabbits: chimeric and nuclear transfer animals. Biology of reproduction. 84, 229-237 (2011).
- Capecchi, M. R. Gene targeting in mice: functional analysis of the mammalian genome for the twenty-first century. Nature reviews. Genetics. 6, 507-512 (2005).
- Flisikowska, T., et al. Efficient immunoglobulin gene disruption and targeted replacement in rabbit using zinc finger nucleases. PloS one. 6, e21045(2011).
- Nakajima, M., et al. Effects of aging on cerebral vasospasm after subarachnoid hemorrhage in rabbits. Stroke. 32, 620-628 (2001).
Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.
Herprints en machtigingen
Trefwoorden
