Inmunofluorescencia indirecta en secciones congeladas de ratón Glándula Mamaria
Summary
El protocolo de inmunofluorescencia indirecta descrito en este artículo permite la detección y la localización de las proteínas en la glándula mamaria del ratón. Un método completo se da para preparar muestras de glándula mamaria, para llevar a cabo la inmunohistoquímica, a la imagen las secciones de tejido mediante microscopía de fluorescencia, y para reconstruir imágenes.
Abstract
La inmunofluorescencia indirecta se utiliza para detectar y localizar proteínas de interés en un tejido. El protocolo que se presenta aquí describe un método completo y sencillo para la detección inmunológica de las proteínas, el ratón glándula mamaria lactante ser tomado como un ejemplo. Un protocolo para la preparación de las muestras de tejido, especialmente en relación con la disección de glándula mamaria de ratón, la fijación del tejido y de corte de tejido congelado, son detallada. Un protocolo estándar para realizar inmunofluorescencia indirecta, incluyendo una etapa de recuperación de antígeno opcional, también se presenta. La observación de las secciones de tejido marcados así como la adquisición de imagen y post-tratamientos también se indican. Este procedimiento da una visión completa, de la colección de tejido animal a la localización celular de una proteína. Aunque este método general se puede aplicar a otras muestras de tejido, debe ser adaptado a cada tejido / primaria pareja anticuerpo estudiado.
Introduction
La glándula mamaria es un órgano exocrino mamíferos atípica cuya función principal es producir leche para alimentar a los recién nacidos. El desarrollo del tejido mamario se produce principalmente después del nacimiento y se caracteriza por un proceso único en el que el epitelio invade el estroma circundante. Este tejido sufre muchos cambios (crecimiento, diferenciación y regresión), especialmente durante la vida adulta, de forma concomitante con las variaciones en el estado reproductivo (Figura 1). Además de la morfología general de los tejidos, las proporciones de diferentes tipos de células, así como su disposición dentro de la glándula mamaria cambian dramáticamente durante el desarrollo 1-5.
Durante la vida embrionaria, el epitelio mamario se deriva de las líneas de leche mamarias, que se define por un ligero engrosamiento y la estratificación del ectodermo, entre las extremidades delanteras y traseras a cada lado de la línea media alrededor de día embrionario 10,5 (E10.5) (Figura 1A ).En E11.5, la línea de leche se rompe en placodas individuales, que están simétricamente colocadas a lo largo de la línea de leche mamaria en lugares reproducibles, y el mesénquima que rodea comienza a condensarse. Los placodas comienzan a hundirse más profundamente en la dermis y el mesénquima mamaria organiza en capas concéntricas alrededor de la yema mamaria (E12.5-E14.5). A partir de E15.5, el epitelio mamario, comienza a proliferar y alargadas para formar el brote primario que empuja a través del mesénquima mamaria hacia la almohadilla de grasa. El brote primario desarrolla un lumen hueco con una abertura en la piel, caracterizada por la formación de la vaina pezón. En E18.5, el conducto alargando ha crecido hasta convertirse en la almohadilla de grasa y se ha ramificado en un pequeño sistema ductal arborized englobado en la almohadilla de grasa. El desarrollo es esencialmente detenido y la glándula mamaria sigue siendo rudimentaria morfogenéticamente reposo hasta la pubertad. En el embrión masculino, la activación de los receptores de andrógenos conduce a la degeneración de los brotes, que desaparecenpor E15.5. A partir de E18, desarrollo mamario cesa hasta la pubertad 6-9.
Al nacer, la glándula mamaria alberga un sistema ductal rudimentaria que se alarga y las ramas lentamente (crecimiento isométrico). En el inicio de la pubertad, estructuras esféricas situadas en las puntas de los conductos llamados los brotes extremas terminales (TEBs), están formados por una capa exterior de las células gorra y un núcleo interior de varias capas de células (células del cuerpo). Estas estructuras son altamente proliferativa y se infiltran en el tejido estromal que rodea en respuesta a señales hormonales. Proliferación dentro de los resultados TEBs en el alargamiento ductal, junto con la morfogénesis de ramificación. Este proceso conduce a la creación de una red arborized epitelial básica que emana de la boquilla (Figura 1B, la pubertad). En ~ 10-12 semanas después del nacimiento, cuando el epitelio ha invadido toda la almohadilla de grasa, su expansión se detiene y desaparece la TEBs. Desarrollo ductal entonces sufre cambios dinámicos, es decir, successive la proliferación y la regresión de las células epiteliales de acuerdo con los ciclos de estro 10 (Figura 1B, adulto).
Desde el inicio de la gestación, el tejido mamario se somete a un crecimiento importante y cambios morfológicos para prepararse para la lactancia. El epitelio mamario ampliamente proliferar y diferenciarse, lo que lleva a una red túbulo-alveolar altamente ramificado. Al mismo tiempo, las células epiteliales mamarias (MEC) se polarizan y capaz de sintetizar y secretar productos lácteos. MECs se organizan en numerosas estructuras alveolares (acinos) que están rodeados por las células mioepiteliales contráctiles e incorporados en un estroma compuesto por tejido conectivo y adiposo, vasos sanguíneos y terminaciones nerviosas (Figura 1B, embarazo). Además, el lado basal de MECs está en estrecho contacto con la membrana basal (matriz extracelular), y las interacciones entre estas dos entidades fuertemente regular tanto la morfogénesis y la secretora función de la mamary epitelio 11-13.
Todos estos procesos se basan en la acción de diversas señales ambientales, de los cuales los más importantes son hormones14, factores paracrinos y la matriz extracelular. Por ejemplo, la progesterona induce extensa 15 y alveologenesis que, en combinación con la prolactina (PRL) de ramificación lateral 16,17, promueve y mantiene la diferenciación de los alvéolos. Además de los esteroides y PRL18, citoquinas y vías de señalización asociadas con el desarrollo (Wnt y Notch vías de señalización) también están involucrados en el compromiso de linaje mamaria y el desarrollo 19 a 21. Al final del embarazo, las MECs luminales comienzan a producir una leche rica en proteínas conocida como calostro en el lumen de los alvéolos. Además, la progesterona actúa sobre la permeabilidad epitelial y desde las uniones estrechas están todavía abiertos, el calostro también se encuentra en la corriente de la sangre materna.
Después del parto, la Mammary epitelio ocupa casi todo el volumen de la glándula mamaria y está altamente organizada (Figura 2, el epitelio mamario). Unidades productoras de leche, es decir, los alvéolos (Figura 2, alveolus), están formados por una monocapa de células secretoras mamarias epiteliales polarizadas (mESCs), con su membrana plasmática apical delimita el lumen. Los alvéolos se disponen en lóbulos que se agrupan en lóbulos conectados a conductos que drenan la leche al medio exterior (Figura 2, lóbulo). Lactancia ocurre, es decir., MESCs comienzan a secretar cantidades abundantes de leche, provocadas principalmente por la caída de las hormonas placentarias (principalmente progesterona) (Figura 1B, la lactancia). Genes de la proteína de la leche se activan en un curso de tiempo temporal definido que van desde el embarazo hasta la lactancia 9,22,23, principalmente en respuesta a PRL pituitaria lanzado en el momento de la succión. Al mismo tiempo, los contactos entre mESCs y la matriz extracelular tanto estimulan la leche proteína syntHESIS a través de señales que están mediadas a través de las interacciones entre las integrinas celulares y laminina 24,25, y suprimen la apoptosis en mESCs 26,27. Estas vías de señalización conducen a la activación de la proteína de la leche promotores de genes 28 a través de la activación de la transcripción factores específicos 29. Contactos célula-célula también son importantes para algunos aspectos de la diferenciación entre ellos el establecimiento de la polaridad apical y la secreción vectorial de los productos lácteos. Las uniones estrechas rápidamente cerca después del comienzo de la lactancia y mESCs finamente orquestan la absorción de moléculas de la sangre, así como la síntesis, transporte y secreción de componentes de la leche, en respuesta a las necesidades nutricionales de los recién nacidos. En el momento de la succión, la contracción de las células mioepiteliales que rodean los alvéolos se produce en respuesta a la oxitocina y conduce a la eyección de la leche a través de los conductos y en el pezón. La leche es un fluido complejo que contiene proteínas (principalmentecaseínas), azúcares (principalmente lactosa), lípidos y minerales, así como moléculas bioactivas, tales como inmunoglobulinas A (IgA), factores de crecimiento y hormonas. Las caseínas son sintetizados, ensamblado en estructuras supramoleculares, es decir, micelas de caseína, que se transportan a lo largo de la ruta secretora, y luego liberados por exocitosis, es decir, la fusión de vesículas secretoras que contienen caseína (SV) con la membrana plasmática apical de MESC (Figura 2).
El tráfico intracelular se basa en el intercambio de material entre compartimentos membranosos e implica soluble N-etilmaleimida-Sensible Fusion (NSF) Fijación de proteínas (SNAP) Receptor (SNARE) 30,31. La familia de proteínas SNARE se subdivide en trampas vesiculares (v-SNAREs), presentes en la membrana de la vesícula, y trampas objetivo (t-SNAREs), localizadas en las membranas de destino. Por comprimir a través de sus dominios de doble arrollamiento, V y T-SNAREs ensamblan para formar una gran estabilidad complejo haz de cuatro hélices, conocidos como XXcomplejo SNARE e. Este complejo promueve la fusión de dos bicapas lipídicas opuestas llevando gradualmente en estrecha proximidad 30,32. Después, complejos SNARE se disocian por la adenosintrifosfatasa NSF y sus proteínas adaptador de proteínas SNAP y SNARE se reciclan de nuevo a su compartimento de origen 33. Curiosamente, cada proteína SNARE reside predominantemente en compartimentos celulares distintos y SNARE emparejamiento puede contribuir a la especificidad de los eventos de fusión intracelulares 34. Estudios previos sugieren que al menos proteína 23 (SNAP23) y asociada a vesículas de membrana de proteínas 8 (VAMP8) y syntaxins (STX) sinaptosomal asociada -7 y -12 juegan un papel en la caseína exocitosis 35,36. Estas proteínas también se han encontrado en asociación con la fracción lipídica de la leche, es decir, la grasa de la leche glóbulos (MFG) 37. El modelo imperante actual postula que las gotas de lípidos citoplasmáticos (CLD) se forman por la acumulación de l neutralipids (principalmente triglicéridos y ésteres de esterol) y el colesterol derivado de la dieta materna entre las dos valvas de la membrana 38 a 41 retículo endoplasmático (ER). Grandes CLD se forman, al menos en parte, por la fusión de CLD más pequeños mientras son transportados a la parte apical de mESCs donde son liberados como MFG (1-10 micras de diámetro) por gemación, siendo envuelto por la membrana plasmática apical MESC 40-42. Lactancia cesa después cachorros son destetados y los mESCs mueren progresivamente por apoptosis, lo que lleva a la regresión del tejido mamario de nuevo a un estado puberal (Figura 1B, la involución).
La inmunofluorescencia (IF) es un método de laboratorio de análisis común que se utiliza en casi todos los aspectos de la biología, tanto en investigación como en el diagnóstico clínico. SI técnicas se pueden realizar en las secciones de tejidos (inmunohistoquímica, IHC) o celulares (inmunocitoquímica, ICC) muestras. Este enfoque poderoso basa en el uso de fluorescent-anticuerpos marcados que se unen específicamente (directa o indirectamente) para el antígeno de interés, permitiendo así la visualización de su distribución tejido a través de microscopía de fluorescencia. Las señales de fluorescencia dependen principalmente de la calidad y la concentración de los anticuerpos y el manejo adecuado de la muestra. Un protocolo simple de inmunofluorescencia indirecta (IFI) se presenta para detectar los productos lácteos (caseínas y MFG) y proteínas implicadas en la secreción de producto lácteo (butyrophilin (btn1), proteínas SNARE) en secciones congeladas de tejido mamario de ratón (Figura 3). Aunque este protocolo proporciona una visión completa de IHC, que van desde la recogida de tejidos a la imagen post-tratamiento, crítica y pasos opcionales, así como algunas recomendaciones técnicas también son presentados y discutidos.
Protocol
Representative Results
Discussion
IHC es un método experimental relativamente simple y directo para localizar el antígeno en secciones de tejido, que depende principalmente de las interacciones específicas de epítopo de anticuerpos. Aunque un gran número de protocolos se utilizan para localizar una proteína por IIF, el núcleo de estos procedimientos es casi siempre el mismo. Sin embargo, hay algunos aspectos críticos que pueden influir fuertemente el resultado y por lo tanto deben ser optimizados para cada estudio individual IHC. El aspecto más…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Los autores agradecen a la facilidad de la base de imágenes INRA MIMA2 (INRA, UMR1198, Jouy-en-Josas) y para el personal de la unidad IERP (UE 0907, el INRA, Jouy-en-Josas) para el cuidado de los animales y las instalaciones. También nos gustaría dar las gracias a IH Mather, MC Neville y S. Tooze por darnos antibodie muy útil.
Materials
| Dissection | Company | Catalog Number | Comments/Description |
| Pins | |||
| Ethanol | |||
| Scissors | |||
| Scalpel and adapted blades | |||
| Ice | |||
| Towel paper | |||
| Tissue sample preparation | Company | Catalog Number | Comments/Description |
| Phosphate Buffered Saline (pH7.4) | Sigma | P-3813 | |
| Paraformaldehyde (PFA, 32% EM grade, 100 ml) | Electron Microscopy Sciences | 15714-S | personnal protection equipment required WARNING: this product will expose you to Formaldehyde Gas, a chemical known to cause cancer |
| OCT compound/Tissue Tek | Sakura | 4583 | |
| Sucrose (D-saccharose) | VWR | 27480.294 | |
| Plastic molds | Dominique Dutscher | 39910 | |
| Liquid nitrogen | |||
| Cryostat/sample support | Leica | CM3050S | |
| Razor blades (SEC35) | Thermo Scientific | 152200 | |
| Slide box | |||
| Glass slides Superfrost/Superfrost Ultra Plus | Thermo Scientific | 10143560W90/1014356190 | |
| Brushes | |||
| IHC | Company | Catalog Number | Comments/Description |
| Super Pap Pen | Sigma | Z377821-1EA | |
| Permanent marker (black) | |||
| 50 mM NH4Cl in PBS | Sigma | A-0171 | |
| 0.1 M glycine in PBS | VWR | 24403.367 | |
| Antigen Retrieval solution: Tris 100 mM 5% urea pH9.6 | |||
| Heater (up to 100°C) | |||
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Sigma | A7906-100G | |
| Vectashield (anti-fading mounting medium) without DAPI/with DAPI | Vector Laboratories | H-1000/H-1200 | |
| Glass coverslips 22x50mm (microscopy grade) | VWR | CORN2980-225 | |
| Nail polish | |||
| Primary antibodies | Company | Catalog Number | Comments/Description |
| Rabbit anti-mouse caseins (#7781; 1:50 dilution) | generously gifted by M.C. Neville (University of Colorado Health Sciences Center, USA) |
||
| Mouse anti-cytokeratin 8 (CK8, clone 1E8, 1:50 dilution) | Biolegend (Covance) | MMS-162P | |
| Mouse anti-cytokeratin 14 (CK14, cloneLL002, 1:50 dilution) | Thermo Scientific | MS-115-P0/P1 | |
| Rabbit anti-butyrophilin (1:300 dilution) | generously gifted by I.H. Mather (Department of Animal and Avian Sciences University of Maryland College Park, USA) | ||
| Rabbit anti-Stx6 (1:50 dilution) | generously gifted S. Tooze (Cancer Research UK, London Research Institute, London, UK) |
||
| Rabbit anti-VAMP4 (1:50 dilution) | Abcam | ab3348 | |
| Secondary antibodies | Company | Catalog Number | Comments/Description |
| Rhodamine-conjugated goat anti-rabbit IgG (H + L) (1:300 dilution) | Jackson ImmunoResearch Laboratories | 111-025-003 | |
| Counterstains | Company | Catalog Number | Comments/Description |
| Bodipy 493/503 | Life Technologies (Molecular Probes) | D-3922 | |
| DAPI (4-6-diamidino-2-phenylindole) | Life Technologies (Molecular Probes) | D-1306 | |
| Observation/Image capture | Company | Catalog Number | Comments/Description |
| conventional fluorescence microscope | Leica Leitz DMRB microscope |
Standard filters for FITC, Rhodamine and DAPI emissions, ×63 oil-immersion objective (NA 1.3), DP50 imaging camera (Olympus), CellˆF software (Olympus) |
|
| Laser Scanning Microscope (confocal microscopy) | Zeiss LSM 510 microscope |
Plan-Apochromat ×63 oil-immersion objective (NA 1.4), CLSM 510 software, Confocal facilities, MIMA2 Platform, INRA Jouy-en-Josas, France, http://mima2.jouy.inra.fr/mima2) | |
| Image treatment | Company | Catalog Number | Comments/Description |
| ImageJ 1.49k software | Free software |
References
- Watson, C. J., Khaled, W. T. Mammary development in the embryo and adult: a journey of morphogenesis and commitment. Development. , 135-995 (2008).
- Smith, G. H. Experimental mammary epithelial morphogenesis in an in vivo model: evidence for distinct cellular progenitors of the ductal and lobular phenotype. Breast Cancer Res Treat. 39, 21-31 (1996).
- Van Keymeulen, A., et al. Distinct stem cells contribute to mammary gland development and maintenance. Nature. 479, 189-193 (2011).
- Oakes, S. R., Gallego-Ortega, D., Ormandy, C. J. The mammary cellular hierarchy and breast cancer. Cell Mol Life Sci. 71, 4301-4324 (2014).
- Visvader, J. E., Stingl, J. Mammary stem cells and the differentiation hierarchy: current status and perspectives. Genes & development. 28, 1143-1158 (2014).
- Robinson, G. W. Cooperation of signalling pathways in embryonic mammary gland development. Nat Rev Genet. 8, 963-972 (2007).
- Cowin, P., Wysolmerski, J. Molecular mechanisms guiding embryonic mammary gland development. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2, a003251 (2010).
- Brisken, C., O’Malley, B. Hormone action in the mammary gland. Cold Spring Harb Perspect Biol. 2, a003178 (2010).
- Gjorevski, N., Nelson, C. M. Integrated morphodynamic signalling of the mammary gland. Nat Rev Mol Cell Biol. 12, 581-593 (2011).
- Daniel, C. W., Smith, G. H. The mammary gland: a model for development. J Mammary Gland Biol Neoplasia. 4, 3-8 (1999).
- Howlett, A. R., Bissell, M. J. The influence of tissue microenvironment (stroma and extracellular matrix) on the development and function of mammary epithelium. Epithelial Cell Biol. 2, 79-89 (1993).
- Edwards, G., Streuli, C. Signalling in extracellular-matrix-mediated control of epithelial cell phenotype. Biochem Soc Trans. 23, 464-468 (1995).
- Hennighausen, L., Robinson, G. W. Think globally, act locally: the making of a mouse mammary gland. Genes & development. 12, 449-455 (1998).
- Topper, Y. J., Freeman, C. S. Multiple hormone interactions in the developmental biology of the mammary gland. Physiol Rev. 60, 1049-1106 (1980).
- Brisken, C., et al. A paracrine role for the epithelial progesterone receptor in mammary gland development. Proc Natl Acad Sci U S A. 95, 5076-5081 (1998).
- Ormandy, C. J., Binart, N., Kelly, P. A. Mammary gland development in prolactin receptor knockout mice. J Mammary Gland Biol Neoplasia. 2, 355-364 (1997).
- Oakes, S. R., Rogers, R. L., Naylor, M. J., Ormandy, C. J. Prolactin regulation of mammary gland development. J Mammary Gland Biol Neoplasia. 13, 13-28 (2008).
- Hennighausen, L., Robinson, G. W. Information networks in the mammary gland. Nat Rev Mol Cell Biol. 6, 715-725 (2005).
- Kouros-Mehr, H., Werb, Z. Candidate regulators of mammary branching morphogenesis identified by genome-wide transcript analysis. Dev Dyn. 235, 3404-3412 (2006).
- Khaled, W. T., et al. The IL-4/IL-13/Stat6 signalling pathway promotes luminal mammary epithelial cell development. Development. 134, 2739-2750 (2007).
- Asselin-Labat, M. L., et al. Gata-3 is an essential regulator of mammary-gland morphogenesis and luminal-cell differentiation. Nat Cell Biol. 9, 201-209 (2007).
- Barcellos-Hoff, M. H., Aggeler, J., Ram, T. G., Bissell, M. J. Functional differentiation and alveolar morphogenesis of primary mammary cultures on reconstituted basement membrane. Development. 105, 223-235 (1989).
- Robinson, G. W., McKnight, R. A., Smith, G. H., Hennighausen, L. Mammary epithelial cells undergo secretory differentiation in cycling virgins but require pregnancy for the establishment of terminal differentiation. Development. 121, 2079-2090 (1995).
- Streuli, C. H., Bissell, M. J. Mammary epithelial cells, extracellular matrix, and gene expression. Cancer Treat Res. 53, 365-381 (1991).
- Streuli, C. H., et al. Laminin mediates tissue-specific gene expression in mammary epithelia. J Cell Biol. 129, 591-603 (1995).
- Boudreau, N., Sympson, C. J., Werb, Z., Bissell, M. J. Suppression of ICE and apoptosis in mammary epithelial cells by extracellular matrix. Science. 267, 891-893 (1995).
- Pullan, S., et al. Requirement of basement membrane for the suppression of programmed cell death in mammary epithelium. J Cell Sci. 109 (Pt 3), 631-642 (1996).
- Schmidhauser, C., Bissell, M. J., Myers, C. A., Casperson, G. F. Extracellular matrix and hormones transcriptionally regulate bovine beta-casein 5′ sequences in stably transfected mouse mammary cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 87, 9118-9122 (1990).
- Streuli, C. H., et al. Stat5 as a target for regulation by extracellular matrix. J Biol Chem. 270, 21639-21644 (1995).
- Sollner, T., et al. SNAP receptors implicated in vesicle targeting and fusion. Nature. 362, 318-324 (1993).
- Jahn, R., Scheller, R. H. SNAREs–engines for membrane fusion. Nat Rev Mol Cell Biol. 7, 631-643 (2006).
- Weber, T., et al. SNAREpins: minimal machinery for membrane fusion. Cell. 92, 759-772 (1998).
- Sollner, T., Bennett, M. K., Whiteheart, S. W., Scheller, R. H., Rothman, J. E. A protein assembly-disassembly pathway in vitro that may correspond to sequential steps of synaptic vesicle docking, activation, and fusion. Cell. 75, 409-418 (1993).
- McNew, J. A. Regulation of SNARE-mediated membrane fusion during exocytosis. Chem Rev. 108, 1669-1686 (2008).
- Wang, C. C., et al. VAMP8/endobrevin as a general vesicular SNARE for regulated exocytosis of the exocrine system. Mol Biol Cell. 18, 1056-1063 (2007).
- Chat, S., et al. Characterisation of the potential SNARE proteins relevant to milk product release by mouse mammary epithelial cells. Eur J Cell Biol. 90, 401-413 (2011).
- Reinhardt, T. A., Lippolis, J. D. Bovine milk fat globule membrane proteome. J Dairy Res. 73, 406-416 (2006).
- Robenek, H., et al. Butyrophilin controls milk fat globule secretion. Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 10385-10390 (2006).
- Fujimoto, T., Ohsaki, Y., Cheng, J., Suzuki, M., Shinohara, Y. Lipid droplets: a classic organelle with new outfits. Histochem Cell Biol. 130, 263-279 (2008).
- Mather, I. H., Keenan, T. W. Origin and secretion of milk lipids. J Mammary Gland Biol Neoplasia. 3, 259-273 (1998).
- Heid, H. W., Keenan, T. W. Intracellular origin and secretion of milk fat globules. Eur J Cell Biol. 84, 245-258 (2005).
- McManaman, J. L., Russell, T. D., Schaack, J., Orlicky, D. J., Robenek, H. Molecular determinants of milk lipid secretion. J Mammary Gland Biol Neoplasia. 12, 259-268 (2007).
- de Assis, S., Warri, A., Cruz, M. I., Hilakivi-Clarke, L. Changes in mammary gland morphology and breast cancer risk in rats. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2010).
- Plante, I., Stewart, M. K., Laird, D. W. Evaluation of mammary gland development and function in mouse models. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2011).
- Galio, L., et al. MicroRNA in the ovine mammary gland during early pregnancy: spatial and temporal expression of miR-21, miR-205, and miR-200. Physiol Genomics. 45, 151-161 (2013).
- Linzell, J. L., Peaker, M. The effects of oxytocin and milk removal on milk secretion in the goat. J Physiol. 216, 717-734 (1971).
- Knight, C. H., Peaker, M., Wilde, C. J. Local control of mammary development and function. Rev Reprod. 3, 104-112 (1998).
- Walid, M. S., Osborne, T. J., Robinson, J. S. Primary brain sarcoma or metastatic carcinoma?. Indian J Cancer. 46, 174-175 (2009).
- Hue-Beauvais, C., et al. Localisation of caveolin in mammary tissue depends on cell type. Cell Tissue Res. 328, 521-536 (2007).
- McManaman, J. L., Neville, M. C. Mammary physiology and milk secretion. Adv Drug Deliv Rev. 55, 629-641 (2003).
- Mather, I. H., Jack, L. J. A review of the molecular and cellular biology of butyrophilin, the major protein of bovine milk fat globule membrane. J Dairy Sci. 76, 3832-3850 (1993).
- Heid, H. W., Winter, S., Bruder, G., Keenan, T. W., Jarasch, E. D. Butyrophilin, an apical plasma membrane-associated glycoprotein characteristic of lactating mammary glands of diverse species. Biochim Biophys Acta. 728, 228-238 (1983).
- Bock, J. B., Klumperman, J., Davanger, S., Scheller, R. H. Syntaxin 6 functions in trans-Golgi network vesicle trafficking. Mol Biol Cell. 8, 1261-1271 (1997).
- Tran, T. H., Zeng, Q., Hong, W. VAMP4 cycles from the cell surface to the trans-Golgi network via sorting and recycling endosomes. J Cell Sci. 120, 1028-1041 (2007).
- Wendler, F., Page, L., Urbe, S., Tooze, S. A. Homotypic fusion of immature secretory granules during maturation requires syntaxin 6. Mol Biol Cell. 12, 1699-1709 (2001).
- Wendler, F., Tooze, S. Syntaxin 6: the promiscuous behaviour of a SNARE protein. Traffic. 2, 606-611 (2001).
- Shitara, A., et al. VAMP4 is required to maintain the ribbon structure of the Golgi apparatus. Mol Cell Biochem. 380, 11-21 (2013).
- Thibault, C., Levasseur, M. C. . La reproduction chez les mammifères et l’homme. , 928 (2001).
- Truchet, S., Wietzerbin, J., Debey, P. Mouse oocytes and preimplantation embryos bear the two sub-units of interferon-gamma receptor. Mol Reprod Dev. 60, 319-330 (2001).
