Here we present a murine model of arteriovenous fistula (AVF) failure in which a clinically relevant anastomotic configuration is incorporated. This model can be used to study the pathophysiology and to test possible therapeutic interventions.
The arteriovenous fistula (AVF) still suffers from a high number of failures caused by insufficient remodeling and intimal hyperplasia from which the exact pathophysiology remains unknown. In order to unravel the pathophysiology a murine model of AVF-failure was developed in which the configuration of the anastomosis resembles the preferred situation in the clinical setting. A model was described in which an AVF is created by connecting the venous end of the branch of the external jugular vein to the side of the common carotid artery using interrupted sutures. At a histological level, we observed progressive stenotic intimal lesions in the venous outflow tract that is also seen in failed human AVFs. Although this procedure can be technically challenging due to the small dimensions of the animal, we were able to achieve a surgical success rate of 97% after sufficient training. The key advantage of a murine model is the availability of transgenic animals. In view of the different proposed mechanisms that are responsible for AVF failure, disabling genes that might play a role in vascular remodeling can help us to unravel the complex pathophysiology of AVF failure.
צינור גישה וסקולרית פונקציונלי הוא בעל חשיבות רבה עבור חולים עם אי ספיקת כליות שתלויות המודיאליזה כרוני להישאר בחיים. • הקמת פיסטולה arteriovenous (AVF) היא כיום הבחירה המועדפת עבור גישה וסקולרית. עם זאת, סיבוכים הקשורים AVF מהווים אחד הגורמים העיקריים לתחלואה לחולים על המודיאליזה כרונית. למרות מאמצים מדעיים נרחבים, אף אחד רומן גישות להפחית סיבוכי גישה הקשורות AVF לא לגרום לשיפור משמעותי של עמידות AVF. חלק התקדמות מאכזבת מתייחס הבנה החלקית של הפתופיזיולוגיה הבסיסית של כישלון גישה המודיאליזה.
כדי לפענח את הפתופיזיולוגיה של כישלון גישת AV, במודלים של בעלי חיים כי מחק הפתולוגיה אנושית הם בעלי חשיבות עליונה. מבחינה זו, לא רק את בעלי החיים, אלא גם את האתר anastomotic, הטיפול האנטי-coagulatory הנדרש ואת משך מעקב אחרי גלר"י צריך להילקח בחשבון 1. בעוד בעלי חיים גדולים הם המתאימים ביותר עבור מחקרי התערבות מכוונת לפתח אסטרטגיות טיפוליות חדשות, יש מודלים בעכברים הפוטנציאל הגדול ביותר להשיג תובנה יותר את המנגנונים המולקולריים שבבסיס כישלון גישה AV בשל הזמינות של עכברים טרנסגניים. בנוסף, מספר רב של עכברים יכול לשמש למטרה זו ובעלויות נמוכות יותר לעומת שימוש בבעלי חיים גדולים יותר.
המודל murine הראשון של כישלון AVF תוארה בשנת 2004 על ידי Kwei ואל et. 2 במודל זה, AVFs נבנו באמצעות העורק הראשי ואת וריד הצוואר בצורה מקצה לקצה באמצעות קטטר intravascular. המודל זה יכול להיות שימושי כדי ללמוד הסתגלות ורידים מוקדם AVFs למרות תצורת מקצה לקצה ואת הנוכחות של קטטר תוך-להגביל את תוקפו של המודל הזה עבור AVFs אדם. מודל AVF משופר הוצג על ידי Castier ו et al. 3 שבו סוףעורק התרדמה מחובר בצד של וריד הצוואר. עם זאת, AVFs במטופלי המודיאליזה בנוי בדרך כלל על ידי ניתח סוף הווריד לצד עורק. התצורה המדויקת של AVF היא מאפיין חיוני של מודל גישת AV שכן הוא קובע את הפרופיל המודינמי בתוך הצינור 4. האחרון הוא תורם חשוב אנדותל תפקוד והפיתוח הבא של היפרפלזיה intimal (IH) 5.
מודל בעכברים חדשני שפותח לאחרונה עם תצורת אנטומי זהה מנוצל בבני אדם 6. במודל זה, AVF נוצרות בעכברים C57BL / 6 על ידי anastomosing סוף סניף של וריד הצוואר חיצוני לצד של עורק התרדמה המשותף עם התפרים שהופסק. בעבודה הנוכחית, אנו מתמקדים ההליך מיקרו של מודל זה על מנת להקל על השימוש הנרחב של מודל בעכברים, מתוך מטרה לחשוף את פתופיזיולוגיה מורכביםכישלון גישה המודיאליזה.
AVF נחשב לעקב אכילס בטיפול המודיאליזה. למרבה הצער, AVF עדיין סובל ממספר גבוה של כישלון 8-10. למרות שנערכו מחקרים מקיפים על המנגנונים, פתופיזיולוגיה המדויק אינו ידוע. מודלים בעכברים רבים לכישלון AVF כבר תוארו בספרות 2,3,11,12. עם זאת, אף אחד מן המודלים האלה לשלב למבוי …
The authors have nothing to disclose.
This study was supported by a grant from the Dutch Kidney Foundation (KJPB 08.0003).
Carolien Rothuizen is acknowledged for her contribution to the study. Hoang Pham is acknowledged for his assistance with the pathology work-up.
Dissecting microsocpe | Leica | M80 | |
Forceps | Medicon | 07.61.25 | |
Vascular forceps | S&T | JFL-3D.2 | |
Vascular forceps | S&T | D-5a.2 | |
Forceps | Roboz | SS/45 | |
Micro scissor 5 mm blade | Fine science tools | 15000-08 | |
Micro scissor 2 mm blade | Fine science tools | 15000-03 | |
Scissor | Medicon | 05.12.21 | |
Clip applier 1 | S&T | CAF-4 | |
Vascular clamp 1 | S&T | B-1V | |
Clip applier 2 | BBraun | FE572K | |
Vascular clamp 2 | BBraun | FE740K | |
Hemostatic forceps | BBraun | BH110 | |
10.0 sutures | BBraun | G1117041 | |
6.0 sutures | BBraun | 768464 | |
Cauterizer | Fine science tools | 18010-00 | |
Needle holder | Medicon | 11.82.18 | |
Ocular ointment | Pharmachemie | 41821101 | |
Chlorhexidine tincture 0,5% | Leiden University Medical Center | NA | |
Heparin | Leo Pharma | 012866-08 | |
Buprenorphin | RB Pharmaceuticals | 283732 | |
Isoflurane | Pharmachemie | 45,112,110 | |
Anesthesia mask | Maastricht university | custom made | |
Midazolam | Actavis | AAAC6877 | |
Dexmedetomidine | Orion | 141-267 | |
Fentanyl | Bipharma | 15923002 | |
Continuous anaesthetic induction chamber | Vet-tech solutions | AN010R |