Summary

Stamcellelignende<em> Xenopus</em> Embryonale eksplantater å studere Tidlig Neural utviklingstrekk<em> In Vitro</em> Og<em> I Vivo</em

Published: February 02, 2016
doi:

Summary

In Xenopus embryos, cells from the roof of the blastocoel are pluripotent and can be programmed to generate various tissues. Here, we describe protocols to use amphibian blastocoel roof explants as an assay system to investigate key in vivo and in vitro features of early neural development.

Abstract

Understanding the genetic programs underlying neural development is an important goal of developmental and stem cell biology. In the amphibian blastula, cells from the roof of the blastocoel are pluripotent. These cells can be isolated, and programmed to generate various tissues through manipulation of genes expression or induction by morphogens. In this manuscript protocols are described for the use of Xenopus laevis blastocoel roof explants as an assay system to investigate key in vivo and in vitro features of early neural development. These protocols allow the investigation of fate acquisition, cell migration behaviors, and cell autonomous and non-autonomous properties. The blastocoel roof explants can be cultured in a serum-free defined medium and grafted into host embryos. This transplantation into an embryo allows the investigation of the long-term lineage commitment, the inductive properties, and the behavior of transplanted cells in vivo. These assays can be exploited to investigate molecular mechanisms, cellular processes and gene regulatory networks underlying neural development. In the context of regenerative medicine, these assays provide a means to generate neural-derived cell types in vitro that could be used in drug screening.

Introduction

Virveldyr nervesystemet kommer fra det nevrale plate som et homogent lag av neuroepithelial celler. Forstå hvordan utviklingsprogrammene blir indusert, kodet, og etablert under regionalisering av nevrale plate er i dag, et hovedmål i utviklingsbiologi. Sammenlignet med andre systemer, er eksperimentelt mottagelig Xenopus embryo en modell av valget for å analysere tidlige trinn av nevral utvikling 1,2. Det er lett å få tak stort antall av embryoer, og ekstern utvikling gir tilgang til de aller første trinnene i neurulation tre. Mange verktøy er tilgjengelige for eksperimentelt manipulere Xenopus laevis (X. laevis) embryonal utvikling. Mikro-injeksjon av mRNA eller morpholinos (MO), inkludert induserbare Mos, sammen med biokjemiske og farmakologiske verktøy, tillater kontrollert gevinst på funksjon (GOF) og tap av funksjon (LOF) og spesifikk endring av signalveier 4,5. The blastocoel tak ektoderm, plassert rundt dyret pol av en blastula, eller et meget tidlig gastrula embryo, og refereres til som "Animal Cap '(AC), er en kilde til pluripotente celler som kan programmeres ved manipulering av genekspresjon før eksplantater forberedelse. I dette manuskriptet er detaljerte protokoller å bruke X. laevis AC explants å teste in vitro og in vivo molekylære mekanismer og cellulære prosesser underliggende nevrale utvikling.

En teknikk er presentert, slik fin observasjon av genutrykksmønster i en Xenopus rumpetroll nevralrøret, et tidlig trinn i identifiseringen av skjebnen besluttsomhet signaler. Mens observasjon av flatmontert vev er ofte brukt i studiet av kyllingfoster 6, det har ikke vært riktig beskrevet i Xenopus. Manipulering av genuttrykk ved å injisere syntetisk mRNA eller MO inn i blastomeres av 2 eller 4 celle scene embryoer tillater programmering av ACeksplantater 4. For eksempel hemming av Bone Morfogenetisk protein (BMP) veien ved ekspresjon av anti-BMP faktor Noggin, gir et nevralt identitet til AC-3 celler. Protokollen er beskrevet for å utføre lokal og tidsstyrt eksponering av AC-eksplantater til ytre signaler via direkte kontakt med en anionbytterharpiks vulst. Endelig en teknikk er beskrevet for testing utviklingstrekk av nevrale stamceller in vivo ved transplantasjon av blandede eksplantater preparert fra forskjellige programmerte celler dissosierte og re-forbundet.

Frosken embryo er en kraftig modell for å studere tidlig virveldyr neural utvikling. Kombinere manipulering av genuttrykk eksplanterer in vitro kulturer gir viktig informasjon i studiet av neuroepithelium regionalisering, spredning, og morphogenesis 7-12. Programmeringen av AC eksplantater tillatt utvikling av en funksjonell hjerte ex vivo 13,14. Brukenav eksplantat pode 15 førte til identifisering av den minimale induserende transkripsjonen bryteren neural crest differensieringsprogram 16. Zona limitans intrathalamica (ZLI) er et signal senter som utskiller Sonic pinnsvin (Shh) for å kontrollere veksten og regionalisering av halebrain. Når kontinuerlig utsatt for Shh, neuroepithelial celler coexpressing de tre transkripsjonsfaktorer gener – barH lignende homeobox-2 (barhl2), orthodenticle-2 (otx2) og Iroquois-3 (irx3) erverve to kjennetegn ved ZLI rommet: kompetanse til å uttrykke shh, og evnen til å skille fra fremre plate nevrale celler. Som modellsystem, vil induksjon av en ZLI skjebne i neuroepithelial celler bli presentert åtte.

Disse protokollene tar sikte på å gi enkle, billige og effektive verktøy for utviklings biologer og andre forskere til å utforske grunnleggende mechanisms av viktige nervecelle atferd. Disse protokollene er svært allsidig og la etterforskningen av et stort spekter av ytre og indre nevrale bestemmelses signaler. Det tillater langsiktig in vivo analyse av nevrale avstamning engasjement, induktive interaksjoner og celle atferd.

Protocol

Eksperimenter i samsvar med nasjonale og europeiske regler om beskyttelse av dyr som brukes til vitenskapelige formål og med internasjonalt etablerte prinsipper for erstatning, reduksjon og raffinement. 1. Flat-montering av Xenopus laevis Tadpoles Anterior nevralrøret Etter Whole-mount In Situ Hybridisering Skaff X. laevis embryoer i henhold til standardprosedyrer 4 og alder dem før de når neurula scenen 26 år og eldre (i henhold til Nieu…

Representative Results

På grunnlag av morfologiske faktorer i forskjellige arter, embryologiske manipulasjoner, og uttrykket mønster av regulatoriske gener, har en begrepsmodell som neural platen er oppdelt i tverrgående og langsgående segmenter som definerer en utviklingsmessig gittergenererende forskjellige histogenic felt. I nevrale plate, er det primordia av forhjernen, midthjernen, hindbrain og ryggmarg alle allerede etablert langs antero-posterior (AP) akse under gastrulation (anmeldt i 23-25).<…

Discussion

Neural utvikling er orkestrert av et komplekst samspill mellom cellulære utviklingsprogrammene og signaler fra de omkringliggende vev (Anmeldt i 3,31,32). Her beskriver vi et sett med protokoller som kan brukes i X. laevis embryoer for å utforske ytre og indre faktorer som er involvert i nerve skjebne bestemmelse og neural morphogenesis in vitro og in vivo. Disse protokoller kan anvendes som sådan på X. Tropic embryoer, men X. Tropic embryoer er fire ganger min…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The author thanks Hugo Juraver-Geslin, Marion Wassef and Anne Hélène Monsoro-Burq for their help and advice, and the Animal Facility of the Institut Curie. The author thanks Paul Johnson for his editing work on the manuscript. This work was supported by the Centre National de la Recherche Scientifique (CNRS UMR8197, INSERM U1024) and by grants from the “Association pour la Recherche sur le Cancer” (ARC 4972 and ARC 5115; FRC DOC20120605233 and LABEX Memolife) and the Fondation Pierre Gilles de Gennes (FPGG0039).

Materials

Paraformaldehyde VWR  20909.290 Toxic
anion exchange resin beads Biorad 140- 1231
Bovine Serum Albumin  SIGMA A-7888 For culture of animal cappH 7.6
Gentamycine  GIBCO 15751-045  antibiotic
Bovine Serum Albumin SIGMA A7906  for bead preparation

References

  1. Nieuwkoop, P. D. IIB, Pattern formation in the developing central nervous system (CNS) of the amphibians and birds (English). Proceedings of the Koninklijke Nederlandse Akademie van Wetenschappen. 94, 121-127 (1991).
  2. Nieuwkoop, P. D. The neural induction process; its morphogenetic aspects. Int J Dev Biol. 43, 615-623 (1999).
  3. Harland, R. Neural induction. Curr Opin Genet Dev. 10, 357-362 (2000).
  4. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. . Early development of Xenopus laevis : a laboratory manual. , (2000).
  5. Hoppler, S., Vize, P. D., Hoppler, S., Vize, P. D. . Xenopus protocols : post-genomic approaches. , (2012).
  6. Franklin Hughes, W., La Velle, A. The effects of early tectal lesions on development in the retinal gonglion cell layer of chick embryos. J Comp Neurol. 163, 265-283 (1975).
  7. Theveneau, E., Mayor, R. Beads on the run: beads as alternative tools for chemotaxis assays. Methods Mol Biol. 769, 449-460 (2011).
  8. Juraver-Geslin, H. A., Gomez-Skarmeta, J. L., Durand, B. C. The conserved barH-like homeobox-2 gene barhl2 acts downstream of orthodentricle-2 and together with iroquois-3 in establishment of the caudal forebrain signaling center induced by Sonic Hedgehog. Dev Biol. 396, 107-120 (2014).
  9. Green, J. B., New, H. V., Smith, J. C. Responses of embryonic Xenopus cells to activin and FGF are separated by multiple dose thresholds and correspond to distinct axes of the mesoderm. Cell. 71, 731-739 (1992).
  10. Wallingford, J. B., Ewald, A. J., Harland, R. M., Fraser, S. E. Calcium signaling during convergent extension in Xenopus. Curr Biol. 11, 652-661 (2001).
  11. Kiecker, C., Niehrs, C. A morphogen gradient of Wnt/beta-catenin signalling regulates anteroposterior neural patterning in Xenopus. DEVELOPMENT. 128, 4189-4201 (2001).
  12. Wilson, P. A., Hemmati-Brivanlou, A. Induction of epidermis and inhibition of neural fate by Bmp-4. Nature. 376, 331-333 (1995).
  13. Afouda, B. A., Hoppler, S. Xenopus explants as an experimental model system for studying heart development. Trends in cardiovascular medicine. 19, 220-226 (2009).
  14. Afouda, B. A. Stem-cell-like embryonic explants to study cardiac development. Methods Mol Biol. 917, 515-523 (2012).
  15. Milet, C., Monsoro-Burq, A. H. Dissection of Xenopus laevis neural crest for in vitro explant culture or in vivo transplantation. Journal of visualized experiments: JoVE. , (2014).
  16. Milet, C., Maczkowiak, F., Roche, D. D., Monsoro-Burq, A. H. Pax3 and Zic1 drive induction and differentiation of multipotent, migratory, and functional neural crest in Xenopus embryos. Proc Natl Acad Sci U S A. 110, 5528-5533 (2013).
  17. Nieuwkoop, P. D., Faber, J., Nieuwkoop, P. D., Faber, J. . Normal table of Xenopus laevis (Daudin): a systematical and chronological survey of the development from the fertilized egg till the end of metamorphosis. , (1994).
  18. Harland, R. M. In situ hybridization: an improved whole-mount method for Xenopus embryos. Methods Cell Biol. 36, 685-695 (1991).
  19. Turner, D. L., Weintraub, H. Expression of achaete-scute homolog 3 in Xenopus embryos converts ectodermal cells to a neural fate. Genes Dev. 8, 1434-1447 (1994).
  20. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. Removing the Vitelline Membrane from Xenopus laevis Embryos. CSH protocols. , (2007).
  21. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. Animal Cap Isolation from Xenopus laevis. CSH protocols. , (2007).
  22. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. Embryo dissection and micromanipulation tools. CSH protocols. , (2007).
  23. Wilson, S. W., Houart, C. Review: Early Steps in the Development of the Forebrain. Developmental Cell. 6, 167-181 (2004).
  24. Juraver-Geslin, H. A., Durand, B. C. Early development of the neural plate: new roles for apoptosis and for one of its main effectors caspase-3. Genesis. 53, 203-224 (2015).
  25. Heasman, J. Patterning the early Xenopus embryo. Development. 133, 1205-1217 (2006).
  26. Rubenstein, J. L., Martinez, S., Shimamura, K., Puelles, L. The embryonic vertebrate forebrain: the prosomeric model. Science. 266, 578-580 (1994).
  27. Puelles, L., Rubenstein, J. L. R. Forebrain gene expression domains and the evolving prosomeric model. Trends in Neurosciences. 26, 469-476 (2003).
  28. Martinez-Ferre, A., Martinez, S. Molecular regionalization of the diencephalon. Frontiers In Neuroscience. 6, 73-73 (2012).
  29. Scholpp, S., Lumsden, A. Review: Building a bridal chamber: development of the thalamus. Trends in Neurosciences. 33, 373-380 (2010).
  30. Coffman, C., Harris, W., Kintner, C. Xotch, the Xenopus homolog of Drosophila notch. Science. 249, 1438-1441 (1990).
  31. Pera, E. M., Acosta, H., Gouignard, N., Climent, M., Arregi, I. Active signals, gradient formation and regional specificity in neural induction. Exp Cell Res. 321, 25-31 (2014).
  32. Stern, C. D. Neural induction: old problem, new findings, yet more questions. Development. 132, 2007-2021 (2005).
  33. Juraver-Geslin, H. A., Ausseil, J. J., Wassef, M., Durand, B. C. Barhl2 limits growth of the diencephalic primordium through Caspase3 inhibition of beta-catenin activation. Proc Natl Acad Sci U S A. 108, 2288-2293 (2011).
  34. Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. Dissociation and Reaggregation of Xenopus laevis Animal Caps. CSH protocols. , (2007).
  35. Harland, R. M., Grainger, R. M. Xenopus research: metamorphosed by genetics and genomics. Trends Genet. 27, 507-515 (2011).
  36. Beccari, L., Marco-Ferreres, R., Bovolenta, P. The logic of gene regulatory networks in early vertebrate forebrain patterning. Mech Dev. 130, 95-111 (2013).
  37. Pani, A. M., et al. Ancient deuterostome origins of vertebrate brain signalling centres. Nature. 483, 289-294 (2012).
  38. Holland, L. Z., et al. Evolution of bilaterian central nervous systems: a single origin?. Evodevo. 4, 27 (2013).
  39. Pratt, K. G., Khakhalin, A. S. Modeling human neurodevelopmental disorders in the Xenopus tadpole: from mechanisms to therapeutic targets. Disease models & mechanisms. 6, 1057-1065 (2013).
  40. Sasai, Y., Ogushi, M., Nagase, T., Ando, S. Bridging the gap from frog research to human therapy: a tale of neural differentiation in Xenopus animal caps and human pluripotent cells. Development, growth & differentiation. 50, s47-s55 (2008).
check_url/53474?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Durand, B. C. Stem cell-like Xenopus Embryonic Explants to Study Early Neural Developmental Features In Vitro and In Vivo. J. Vis. Exp. (108), e53474, doi:10.3791/53474 (2016).

View Video