Con el fin de entender la fisiopatología del accidente cerebrovascular, es importante utilizar modelos fiables. En este trabajo se va a describir uno de los modelos de accidente cerebrovascular de uso más frecuente en los ratones, llamado el medio modelo de oclusión de la arteria cerebral (MCAO) (también llamado el filamento de sutura intraluminal o modelo) con reperfusión.
Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.
Artículo de método
Técnica quirúrgica para la oclusión de la arteria cerebral media y la reperfusión del movimiento inducidos en ratones
En este artículo
Resumen
Resumen
El accidente cerebrovascular es la principal causa de muerte en el mundo y sigue siendo una de las causas principales de discapacidad adultas a largo plazo. Alrededor del 87% de los accidentes cerebrovasculares son isquémicos en su origen y se producen en el territorio de la arteria cerebral media (ACM). Actualmente la única Administración de Alimentos y Medicamentos (FDA) aprobado por la FDA para el tratamiento de esta enfermedad devastadora es el activador del plasminógeno tisular (tPA). Sin embargo, el tPA tiene una pequeña ventana terapéutica para la administración (3 - 6 horas), y sólo es eficaz en el 4% de los pacientes que lo reciben. La investigación actual se centra en la comprensión de la fisiopatología del accidente cerebrovascular con el fin de encontrar posibles dianas terapéuticas. Por lo tanto, los modelos fiables son cruciales, y el modelo (MCAO) oclusión de la ACM (también llamado modelo filamento o hilo de sutura intraluminal) se considera que es el modelo quirúrgico más clínicamente relevante de accidente cerebrovascular isquémico, y es bastante no invasivo y fácilmente reproducible. Típicamente, el modelo MCAO se utiliza con los roedores, especialmente con los ratones debidoa todas las variaciones genéticas disponibles para esta especie. Aquí se describe (y presente en el video) cómo llevar a cabo con éxito el modelo MCAO (con reperfusión) en ratones para generar datos confiables y reproducibles.
Introducción
El accidente cerebrovascular es la causa principal de muerte quinta a nivel mundial, con una persona morir de la enfermedad cada 4 minutos. Más de 800.000 estadounidenses sufren un ictus cada año, lo que no sólo es devastador para el paciente, sino también para sus familias. El accidente cerebrovascular es la principal causa de discapacidad en los adultos y los gastos anuales se estima que es del orden de $ 1 billón el 36,5 pesar de muy pocas opciones de tratamiento son disponibles.
activador del plasminógeno tisular (tPA) es la única Administración de Alimentos y Medicamentos (FDA) de licencia de drogas para el accidente cerebrovascular isquémico. Sin embargo, sólo es eficaz si se administra a los pacientes dentro de 3-6 horas desde el inicio de la carrera, y en estos casos se beneficia sólo el 4% de los pacientes 2. Por lo tanto, es imperativo que los modelos animales reproducibles, clínicamente relevantes de accidente cerebrovascular se utilizan para ayudar en el desarrollo de estrategias terapéuticas potenciales y tratamientos para esta enfermedad. Es importante señalar que in vitro modelos, mientras útil en el modelado de ciertos aspectos de la disfunción cerebral, no son capaces de recapitular las interacciones fisiológicas complejas que se producen en el cerebro y la periferia después de una apoplejía. En consecuencia, los modelos in vivo son esenciales.
El tipo más común de accidente cerebrovascular isquémico es en su origen, que representan el 87% de los accidentes cerebrovasculares totales. Otros trazos son hemorragia intracerebral (9%) y hemorragia subaracnoidea (4%), y son causadas con más frecuencia por una embolia de la arteria cerebral media (MCA). Esto es atribuible a la curva prominente en la raíz de la MCA, que hace que el flujo laminar de la sangre que entra en el cerebro se vuelva interrumpido. El MCA surge de la arteria carótida interna (ACI) y las rutas a lo largo del surco lateral, donde se ramifica y proyectos a los ganglios basales y las superficies laterales de los lóbulos frontal, parietal y lóbulos temporales, incluyendo el motor principal y la corteza sensorial. El Círculo de Willis es creado por las arterias cerebrales posteriores siendoconectado a las arterias cerebrales y las arterias posterior comunicación.
El filamento o sutura intraluminal modelo de MCAO es uno de los más ampliamente utilizado en la investigación del accidente cerebrovascular. Sin embargo, hay un par de diferentes variaciones de este modelo, y estos son en función de si el microfilamentos se inserta en la arteria carótida externa (ACE, denominado el método de Longa) 3, o si se inserta en el ICA (denominado el Koizumi método) 4. En el método de Koizumi, la arteria carótida común (CCA) en el lado de la cirugía debe estar ligada de forma permanente si se retira el filamento para prevenir el sangrado de la incisión en el CCA, mientras que en el método de Longa es TCE de que debe estar ligada de forma permanente 5 . Aquí, el método de Longa se utilizará como sentimos que este es un muy superior y un modelo quirúrgico más clínicamente relevante de accidente cerebrovascular isquémico. Además, el uso de un monofilamento de silicio con punta, especialmente con el método de Longa, produce muyreproducible MCAO en oposición a los monofilamentos de llama embotado, que a menudo producen oclusión incompleta y / o hemorragia subaracnoidea 6.
El método filamento intraluminal se puede utilizar como un modelo de 4,6 oclusión permanente o transitoria. Para llevar a cabo el modelo transitorio, el filamento se retira después de un período de isquemia (por ejemplo, 30 min, 60 min, o 2 hr) se permite, y la reperfusión a suceder. Este modelo, en cierta medida, simula la restauración del flujo sanguíneo después de la intervención espontáneo o terapéutico (por ejemplo, la administración de tPA) para lisar un coágulo tromboembólica en los seres humanos. Para el modelo permanente, el filamento es simplemente deja en su lugar durante un período de tiempo (por ejemplo, 24 horas), por lo que no se produce la reperfusión. Otra ventaja del método de filamento intraluminal es el hecho de que una craneotomía no necesita ser realizada, lo que permite el cráneo que se deja intacto y evitando cualquier cambio en la presión y la temperatura intracraneal.
En este video nos demuestra cómo llevar a cabo el método de filamento intraluminal Longa para inducir MCAO y reperfusión. También mostramos cómo realizar la puntuación neurológica de 18 puntos y determinar el volumen de infarto utilizando cloruro de 2,3,5-triphenyltetrazalium tinción (TTC).
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Protocolo
Este protocolo y los experimentos reportados en el video fueron aprobados por el Comité LSUHSC-S Institucional de Cuidado y Uso de Animales y están en conformidad con las directrices del NIH.
NOTA: Hombre ratones C57BL / 6 que pesaban 25 a 29 g se utilizaron en este estudio. Los ratones se mantuvieron en una dieta de pienso de pellets de serie con libre acceso al agua, en virtud de un 12 h luz / oscuridad ciclo en jaulas ventiladas por separado. El procedimiento se realiza bajo condiciones estériles usando técnicas estériles (por ejemplo, guantes estériles, instrumentos estériles).
Preparativos 1. Pre-quirúrgicos
- Inducir la anestesia utilizando una combinación de ketamina (150 mg / kg) y xilazina (10 mg / kg) inyectado por vía intraperitoneal (ip). Monitorear la profundidad de la anestesia a pie pizca inicialmente cada 3 - 5 min y 10 min cada vez que se consigue la anestesia. Mientras el animal está bajo anestesia, administrar una pomada ocular estéril para evitar la sequedad. La dosis inicial de ketamina / xilazina por lo general dura abcabo de 30-40 minutos. Una dosis adicional se puede administrar, si es necesario, que se verifica por la respuesta del animal a un pellizco pie.
- Coloque los ratones en una posición supina sobre una estera de calor de temperatura regulada y mantener la temperatura corporal a 36,5 ± 0,1 ° C, que se verifica por medio de una sonda rectal.
- Afeitar el cuello y desinfectar la piel con alcohol etílico al 70%.
2. La oclusión de la ACM (Figura 1)
- Hacer una incisión en la línea media del cuello utilizando tijeras iris rectas y retraer (utilizando retractores) los tejidos blandos para exponer los vasos.
- Diseccionar el CCA y el TCE del tejido circundante utilizando pinzas Dumont sin dañar el nervio vago.
- Hacer una sutura temporal atando un nudo flojo alrededor de la CCA con la seda 6-0.
- Hacer una sutura permanente alrededor de la ECA y los vasos más pequeños que se extienden desde al ligar fuertemente los vasos (distal a la bifurcación de la CCA).
- Hacer un aro de suturaund proximal del Tribunal de Cuentas de la bifurcación de la ACC.
- Colocar un clip de microvasos alrededor de la arteria carótida interna (ICA) y la arteria pterigopalatina (PPA).
- Hacer una pequeña incisión en la ECA utilizando micro disección tijeras de primavera e insertar un monofilamento de silicio con punta de 180 micras. Haga el corte lo más cerca a la sutura permanente como sea posible para facilitar la manipulación del filamento.
- Apriete la sutura temporal alrededor de la ECA con el filamento insertado y quitar la pinza microvascular.
- Cortar el ACE entre la sutura permanente, distal y el punto de entrada del filamento usando micro disección tijeras de primavera.
- Guiar el filamento a través del ICA hasta que se sienta resistencia (aprox. 9 - 10 m más allá de la bifurcación de la CCA) en el MCA.
NOTA: En caso de que se sentía demasiada resistencia, mientras que la mayoría del filamento es aún visible, el filamento puede haber entrado en el PPA. Si esto sucede, tirar del filamento de nuevo a la bifurcación, con cuidado de push hacia adelante en los utilizando unas pinzas Dumont ICA, y hacer avanzar el filamento hasta que pueda ser visualizado en el ICA.
3. La reperfusión
- Después de un periodo de oclusión de 30 minutos, retire el filamento, tirando de él hacia atrás utilizando pinzas Dumont y asegurar la sutura alrededor del extremo abierto de la ECA.
- Retire la sutura temporal alrededor de la CCA soltando con cuidado la ligadura utilizando unas pinzas Dumont y el flujo sanguíneo se reanuda a través de la CCA.
- Cerrar la incisión con una sutura quirúrgica continua. Cierre de la piel se puede lograr por cualquiera de las suturas continuas o interrumpidas. grapas de piel son también un método aceptable.
- Inyectar ratones con 1 ml de subcutáneamente solución salina como la reposición de volumen y con los carprofeno analgésicos (5 mg / kg, sc) para el alivio del dolor y el malestar de la intervención quirúrgica, los signos que indican que se necesita alivio del dolor también cuentan con su espalda encorvada, capa sin aplanar, disminución de la actividad, anormalpostura y disminución del apetito.
- Observar los ratones a través de la recuperación de la anestesia en una jaula C 30 ° calienta usando una lámpara de calor regulada mediante un controlador de temperatura y colocar Chow puré en una placa de Petri en el suelo de la jaula para fomentar la alimentación. Los ratones se aloja uno por jaula durante el período de reperfusión.
4. Cirugía Sham
- los ratones sometidos al mismo procedimiento sin la inserción de monofilamento.
5. postoperatorias Scores neurológicos (Tabla 1; Figura 2)
- Neurológicamente evaluar los ratones después del período de reperfusión pertinente mediante un sistema de puntuación de 18 puntos para evaluar la general; Motor; Sensorial; La propiocepción. Una puntuación neurológica más alta corresponde a una disminución de la función neurológica.
NOTA: Los ratones que se consideran que no responde y no podía caminar serán sacrificados. Otros criterios para la eutanasia humanitaria incluirán una pérdida de peso de más de 20%, di respiratoriael estrés y la infección alrededor del área quirúrgica. Una cámara de CO 2 será utilizado para la eutanasia y el método para confirmar la muerte física será dislocación cervical o toracotomía.
6. Medición de infarto cerebral de volumen (Figura 3)
- Inducir la anestesia utilizando una combinación de ketamina (150 mg / kg) y xilazina (10 mg / kg) inyectado ip Monitor de profundidad de la anestesia por pellizco pie inicialmente cada 3 - 5 min y cada 10 min una vez que se consigue la anestesia.
- Coloque los ratones en una posición supina y cortar la piel del abdomen en el cuello, seguido por el peritoneo usando tijeras iris rectas.
- Levante el esternón utilizando pinzas Dumont y cortar las costillas para exponer el corazón.
- Abra la izquierda y el lado derecho del pecho, utilizando dos pares de pinzas hemostáticas, exponer el corazón.
- Inserte una aguja 26 G unida a una jeringa de 5 ml en el ventrículo izquierdo y cortar la aurícula derecha. Perfusión con solución salina normal temperatura ambiente o fosfate solución salina tamponada (PBS) hasta que el líquido se convierte en claro (por lo general 3-5 min).
- Retire cuidadosamente el cráneo lejos del cerebro usando tijeras iris rectas y pinzas Dumont.
- Cortar los bulbos olfatorios y el cerebelo utilizando una hoja de afeitar para que el cerebro se adaptará en la matriz. Utilice esta tabla para cortar el cerebro para que incluso los segmentos. Enfriar la matriz antes de su uso para mantener el tejido fresco. Coloque el cerebro en la matriz y la puso en hielo.
- Cortar el cerebro en 2 mm segmentos coronales utilizando dos hojas de afeitar. Haga el primer corte usando una hoja de afeitar a partir de 2 mm desde la parte superior y dejar esta hoja de afeitar en su lugar. Hacer otras 2 mm, cortado detrás del primero. Retire la primera cuchilla de afeitar con el tejido adjunto. Repita este proceso hasta que todo el tejido ha sido cortado.
NOTA: No debe ser de 4 - 5 segmentos cuando haya terminado. - Coloque los segmentos en placa de 24 pocillos que contienen cloruro de 2% 2,3,5-triphenyltetrazalium (TTC), que se coloca luego en un baño de agua poco profunda unat 37 ° C durante 20 min. La colocación de cada segmento en un pozo individual ayuda a mantenerse en el orden en que fueron cortados. Asegúrese de que la solución TTC cubre completamente los segmentos de tejido. Después de 10 minutos se convierten todas las rodajas sobre.
- Colocar una pequeña cantidad de 10% de formalina en los pocillos de una nueva placa de 24 pocillos y transferir los segmentos a esta placa en el orden en el que fueron cortados.
- Analiza los segmentos en el ordenador y analizar el tamaño del infarto como porcentaje de todo el corte de cerebro 6 utilizando software de análisis ImageJ (NIH Image Software 1,57) 6.
- Delinear el área infartada para generar una medición de área. Siguiente medir todo el hemisferio contralateral para determinar el área. Se divide el área de infarto por el área del hemisferio contralateral y se multiplica por 100 para determinar el volumen de infarto.
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Resultados
Los ratones se sometieron a una isquemia de 30 min inducida por MCAO cerebro (Figura 1), seguido de un período de reperfusión (24 hr y 1 sem se presentan aquí, pero la duración de la reperfusión puede ser variada). La mortalidad durante MCAO era mínima (aproximadamente 2%). isquemia posterior, la tasa de mortalidad (dentro de las primeras 24 horas) fue de alrededor de 26%.
Laser Doppler flujometría se utilizó ...
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Discusión
Desde su concepción hace 20 años, el modelo MCAO para el accidente cerebrovascular humano que implica la inserción de un filamento se ha utilizado en un gran número de estudios. Esto es principalmente debido al hecho de que imita lo que ocurre clínicamente en la forma más común de accidente cerebrovascular (es decir, ictus isquémico). El cuerpo estriado es más sensible a la isquemia de la corteza cerebral, y como tal, la longitud del tiempo de isquemia se traducirá en si tanto el cuerpo estriado y la corteza do...
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Divulgaciones
Los autores no tienen nada que revelar.
Agradecimientos
Este trabajo fue financiado por el Instituto Nacional de Salud, el Instituto Nacional del Corazón, los Pulmones y la Sangre (NIH y NHLBI; HL125572-01A1) y el fondo de puesta en marcha LSUHSC-S a F.N.E. Gavins.
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Ratones machos C57BL/6 | Laboratorio Jackson, Bar Harbor, ME | #000664 | |
| Clorhidrato de ketamina | Morris & Dickson, Shreveport, LA | 67457-108-10 | |
| Xilacina | Akorn, Inc, Lake Forest, IL | NADA# 139-236 | |
| Sistema de control de temperatura de CC | FHC, Bowdoin, ME | 40-90-8D | |
| Mini sonda de termistor rectal | FHC, Bowdoin, ME | 40-80-5D-02 | |
| Almohadilla térmica | FHC, Bowdoin, ME | 40-90-2-06 | |
| Maquinillas | Amazon, Bellevue, WA | #64800 | |
| 70% etanol | Productos médicos mundiales, Bristol, PA | #51011023 | |
| Microscopio de disección | Olympus, Center Valley, PA | SZ40 | |
| rectas) | Fine Science Tools, Foster City, CA | 11251-20 | |
| Pinzas Dumont (45 grados; punta doblada) | Fine Science Tools, Foster City, CA | 11297-00 | |
| Clip para micro vasijas | Fine Science Tools, Foster City, CA | 18055-05 | |
| Micro tijeras de disección de resorte (rectas) | Fine Science Tools, Foster City, CA | 14088-10 | |
| Retractores (romos) | Fine Science Tools, Foster City, CA | 18200-11 (Helen usada 17022-13) | |
| Aplicadores con punta de algodón | Fisher Scientific, Waltham, MA | 23-400-100 | |
| Esponjas de gasa | Covidien, Mansfield, MA | #9023 | |
| 7-0 sutura quirúrgica trenzada de seda | Braintree Scientific, Braintree, MA | SUT-S103 | |
| Cloruro de sodio al 0,9% Morris | & Dickson, Lake Forest, IL | 0409-4888-20 | |
| 6-0 sutura MCAO media (monofilamento recubierto de caucho de silicona) | Doccol Corporation, Sharon, MA | 6023PKRe | |
| Sofsilk 6-0 seda trenzada recubierta de silicona | Covidien, Mansfield, MA | SUT-14-1 | |
| Carprofeno | Pfizer, Nueva York, NY | NADA# 141-199 | |
| Puralube | Dechra, Norwich, Reino Unido | NDC 17033-211-38 | |
| Controlador de temperatura Physitemp | Aparato de Harvard, Holliston, MA | Lámpara de calor TCAT-2AC | |
| Aparato de Harvard, Holliston, MA | HL-1 | ||
| Sonda láser doppler | AD Instruments, Colorado Springs, CO | MSP100XP | |
| Placas de 24 pocillos | Fisher Scientific, Waltham, MA | #353226 | |
| Fosfato tamponado solución salina (PBS) | Life Technologies, Carlsbad, CA | 20012-050 | |
| Hojas de afeitar de un solo filo | Fisher Scientific, Waltham, MA | 12-640 | |
| Cloruro de 2,3,5-trifeniltetrazalio (TTC) | Sigma Aldrich, St. Louis, MO | T8877-50G | |
| Cortadora de matriz de cerebro de ratón | Braintree Scientific, Braintree, MA | BS-A 5000C | |
| Baño de agua | VWR, Radnor, PA | #182 | |
| 10% formalina | Sigma Aldrich, St. Louis, MO | HT501128-4L | |
| ImageJ software de análisis | NIH, Bethesda, MD | gratuita | |
| Retractor | Compra de dispositivos médicos, Newcastle, CA | MP-740 |
Referencias
- Go, A. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2014 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 129 (3), e28-e292 (2014).
- Marks, M. P., et al. Patients with acute stroke trated with intravenous tPS 3-6 hours after stroke onset: correlations between MR angiography findings and perfusion- and diffusion-weighted imaging in the DEFUSE study. Radiology. 249 (2), 614-623 (2008).
- Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
- Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. Experimental studies of ischemic brain edema, I: a new experimnetal model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Jpn J Stroke. (8), 1-8 (1986).
- Smith, H. K., Russell, J. M., Granger, D. N., Gavins, F. N. E. Critical differences between two classical surgical approaches for middle cerebral artery occlusion-induced stroke in mice. J Neurosci Meth. 249, 99-105 (2015).
- Gavins, F. N., Dalli, J., Flower, R. J., Granger, D. N., Perretti, M. Activation of the annexin 1 counter-regulatory circuit affords protection in the mouse brain microcirculation. FASEB J. 21 (8), 1751-1758 (2007).
- Chen, J., et al. Atorvastain induction of VEGF and BDNF promotes brain plasticity after stroke in mice. J Cereb Blood Flow Metab. 25 (2), 281-290 (2005).
- Li, Y., et al. Intrastriatal transplantation of bone marrow nonhematopoietic cells improves functional recovery after stroke in adult mice. J Cereb Blood Flow Metab. 20 (9), 1311-1319 (2000).
- Liesz, A., et al. The spectrum of systemic immune alterations after murine focal ischemia; the immunodepression versus immunomodulation. Stroke. 40 (8), 2849-2858 (2009).
- Beckmann, N. High resolution magnetic resonance angiography non-invasively reveals mouse strain differences in the cerebrovascular anatomy in vivo. Magn Reson Med. 44 (2), 252-258 (2000).
- Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. J Cereb Blood Flow Metab. 13 (4), 683-692 (1993).
- Burk, J., Burggraf, D., Vosko, M., Dichgans, M., Hamann, G. F. Protection of cerebral microvasculature after moderate hypothermia following experimental focal cerebral ischemia in mice. Brain Res. (1226), 248-255 (2008).
- Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. Effects of hyperthemia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats. Neurosci Lett. 349 (2), 130-132 (2003).
- Shin, H. K., et al. Mild induced hypertension improves blood flow and oxygen metabolism in transient focal cerebral ischemia. Stroke. 39 (5), 1548-1555 (2008).
- Richter, S. H., Garner, J. P., Würbel, H. Environmental standardization: cure or cause of poor reproducibility in animal experiments? Nat Methods. 6 (4), 257-261 (2009).
- Holloway, P. M., et al. Both MC1 and MC3 receptors provide protection from cerebral ischemia-reperfusion-induced neutrophil recruitment. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35, (2015).
- Vandeputte, C., et al. Characterization of the inflammatory response in a photothrombotic stroke model by MRI: implications for stem cell transplantation. Mol Imaging Biol. 13 (4), 663-671 (2010).
- Iwae, Y., et al. Glial cell-mediated deterioration and repair of the nervous system after traumatic brain injury in a rat model as assessed by positron emission tomography. J Neurotrauma. 27 (8), 1463-1475 (2010).
- Morris, R. Developments of a water-maze procedure for studying spatial learning in the rat. J Neurosci Methods. 11 (1), 47-60 (1984).
- Mouzon, B., et al. Repetitive mild traumatic brain injury in a mouse model produces learning and memory deficits accompanied by histological changes. J Neurotrauma. 29 (18), 2761-2773 (2012).
- Fleming, S., et al. Early and progressive sensorimotor anomalies in mice overexpressing wild-type human α-synuclein. J Neurosci. 24 (42), 9434-9440 (2004).
- Sedelis, M., Schwarting, R. K. W., Huston, J. P. Behavioral phenotyping of the MPTP mouse model of Parkinson's disease. Behav Brain Res. 125 (1-2), 109-125 (2001).
- Toon, L., Silva, M., D'Hooge, R., Aerts, J. M., Berckmans, D. Automated gait analysis in the open-field test for laboratory mice. Behav Res Methods. 41 (1), 148-153 (2009).
- Lubjuhn, J., et al. Functional testing in a mouse stroke model induced by occlusion of the distal middle cerebral artery. J Neurosci Methods. 184 (1), 95-103 (2009).
- Bouët, V., Freret, T., Toutain, J., Divoux, D., Boulouard, M., Schumann-Bard, P. Sensorimotor and cognitive deficits after transient middle cerebral artery occlusion in the mouse. Exp Neurol. 203 (2), 555-567 (2007).
- Freret, T., et al. Behavioral deficits after distal focal cerebral ischemia in mice: usefulness of adhesive removal test. Behav Neurosci. 123 (1), 224-230 (2009).
- Zhan, Y., et al. Deficient neuron-microglia signaling results in impaired functional brain connectivity and social behavior. Nature Neurosci. 17, 400-406 (2013).
- Balkaya, M., Kröber, J. M., Rex, A., Endres, M. Assessing post-stroke behavior in mouse models of focal ischemia. J Cereb Blood Flow. 33, 330-338 (2012).
- Wiessner, C., et al. Anti-nogo-a antibody infusion 24 hours after experimental stroke imporved behavioral outcome and corticospinal plasticity in normotensive and spontaneously hypertensive rats. J Cereb Blood Flow Metab. 23, 154-165 (2003).
- Schaar, K. L., Brenneman, M. M., Savitz, S. I. Functional assessments in the rodent stroke model. Exp Transl Stroke Med. 2 (13), (2010).
Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.
Reimpresiones y permisos
Explorar más artículos
