Summary

Aedes aegypti 모기 감염 Wolbachia 유지

Published: August 14, 2017
doi:

Summary

Aedes aegypti 모기 Wolbachia 감염 arboviruses의 전송을 억제 하는 자연적인 인구에 발표 되는. 우리 실험실 적응 및 선택 최소화 하기 위해 예방 조치를 복용 실험 및 필드 릴리스, 후면 Ae aegypti Wolbachia 감염 실험실에서 하는 방법을 설명 합니다.

Abstract

실험적 감염 Wolbachia aedes aegypti 모기는 뎅기열, chikungunya, Zika 등 arboviruses의 확산을 제어 하는 프로그램에서 활용 되고있다. Wolbachia-감염 된 모기 호환 되지 않는 matings 통해 인구 크기를 줄이거나 또는 바이러스 전송 내 화물은 모기와 인구 변환 필드에 나올 수 있습니다. 성공할이 전략에 대 한 실험실에서 필드에 출시 모기 네이티브 모기와 경쟁 해야 합니다. 그러나, 실험실에서 모기를 유지 될 수 있습니다 근 친, 유전적 부동 및 실험실 적응 분야에서 자신의 체력을 줄일 수 있으며 실험의 결과 혼동 수 있습니다. 테스트 하려면 배포에 대 한 다른 Wolbachia 감염의 적합성 분야에서 그것은 여러 세대에 걸쳐 제어 된 실험실 환경에서 모기를 유지 하는 데 필요한. 우리 모두 Wolbachia적합 실험실에서 Ae aegypti 모기를 유지 하기 위한 간단한 프로토콜 설명-감염 및 야생-타입 모기. 방법 실험실 적응을 최소화 하 고 필드 모기에 실험의 관련성을 높이기 위해 outcrossing 구현. 또한, 식민지는 오픈 필드 자료에 대 한 자신의 적합성을 극대화 하기 위해 최적의 조건에서 유지 됩니다.

Introduction

Aedes aegypti 모기는 뎅기열, Zika chikungunya1를 포함 하 여 세계에서 가장 중요 한 arboviruses의 일부를 전송 합니다. 이러한 바이러스 Ae aegypti 열 대 지방에 널리 분포2,,34를 확장 하는 계속 되 고 세계 보건에 대 한 증가 위협 되 고 있다. 여성 애 aegypti 우선적으로 인간의 피5 에 피드 하 고 따라서 인구는 가장 조밀한 도시 지역에서 특히 인 간에 게 가까운 근접에서 사는 경향이. 인간과이 가까운 협회를 통해 그들은 또한 타이어, 냄비, 하 수구 및 물 탱크6,7을 포함 하 여 인공 서식 지에서 번 식에 적응 했습니다. Ae aegypti 또한 쉽게 어디 그들은 유지 될 수 있는 어떤 특별 한 필요 조건 없이 Aedes8, 다른 종족과 달리 필드에서 직접 수집 후 실험실 환경에 적응 9,10. 유지 보수의 용이성 그들의 분야의 광범위 한 범위에 실험실에서 널리 공부 그들 본, 전송할 수 있습니다 궁극적으로 질병 모기 제어를 목표로 하는 것.

전통적으로, arboviral 제어 모기 인구를 줄이기 위해 살충제의 사용에 크게 의존 합니다. 그러나, 접근 수정된 모기 실험실에서 양육 하 고 자연적인 인구에 발표에서 증가 관심이 있다. 출시 된 모기는 유전자에11,12,13, 생물학14,15, 방사선 조사16, 화학 치료17,18를 통해 수정할 수 있습니다. 또는 결합 된 기법19 모기 인구를 억제 하거나 arboviral 전송20내 화물은 모기와 함께 그들을 대체 합니다.

Wolbachia 박테리아 arboviruses. 에 대 한 생물 학적 제어 에이전트로 현재 사용 되 고 있다 여러 변종의 Wolbachia 최근 Ae aegypti 배아 microinjection21,22,,2324를 사용 하 여 실험적으로로 소개 되었다. 이러한 변종 유포 및 떨어지면서 그들의 전송 잠재적인23,25,,2627,28 모기에 복제 하는 arboviruses의 용량을 줄일 . 그러나 Wolbachia 감염 감염 된 남성과 감염 되지 않은 여성22친구 때 특정 긴장 무 균을 유도 하는, 자손에 게 어머니에서 전송 됩니다. Wolbachia-감염 된 남성 최근에 다른 Aedes15,29에서 설명 하는 천연 모기 인구를 억제 하에 따라서 나올 수 있습니다. 그러나, 이후 Wolbachia 또한 Ae aegyptiarboviral 전송 억제, 모기 수 또한 나올 가난한 벡터 본토 인구를 바꿉니다. Ae aegypti Wolbachia 실험적으로 감염 됩니다 지금이 후자의 접근14,,3031를 사용 하 여 여러 국가에서 필드에 출시 되고있다.

Wolbachia-arboviral 컨트롤에 대 한 기반된 접근법 Wolbachia, 모기와 환경 간의 상호 작용의 소리 이해에 의존. Wolbachia 곤충의 광범위 한 범위에서 자연스럽 게 발생 하 고 모기에 도입 하는 긴장은 그들의 효과32에서 다양 한. Wolbachia 감염 신형 Ae aegypti24에 소개는, 그것은 모기 피트 니스, 재생산 및 다양 한 조건에서 arboviral 간섭에 미치는 영향에 대 한 각 스트레인을 특성화 하는 데 필요한. 실험실에서 엄격한 실험 따라서 Wolbachia 종자 분야에서 성공 하기 위한 잠재력을 평가 해야 합니다.

Wolbachia 감염 Ae aegypti 의 오픈 필드 자료 자주 출시 될 영역 당 모기의 수천 수만 수천 reared 각 주14,,3031요구할 수 있습니다. 초기 출시의 성공 그들의 통치33 과 짝짓기 성공34,35극대화에 큰 크기의 모기를 방출 하 여 개선할 수 있습니다. 그러나 모기도 그들은 행동과 필드 성능36,37에 영향을 줄 수 있는 생리에 변화를 일으킬 수 있습니다 장기 실험실 양육 분야에서 경험 하 게 됩니다 하는 조건에 적응 해야 38.

우리 애 aegypti 기본 장비를 사용 하 여 실험실에서 양육에 대 한 간단한 프로토콜을 설명 합니다. 이 프로토콜은 두 야생-타입에 적합 및 Wolbachia-감염 모기, 후자는 요구할 수 있습니다 특별 한 관심으로 일부 Wolbachia 변종 모기 생활 역사 특색39, 에 상당한 영향을 미칠 40. 양육 조건과 밀 하 고 일관 된 크기는 벡터 역량 및 피트 니스 실험에 대 한 중요 하 고 모기는 필드 릴리스41에 대 한 건강 보장의 모기를 생산 하는 식품에 대 한 경쟁 방지 . 우리는 또한 선택 압력을 감소 시켜 실험실 적응 및 근 친 결혼을 최소화 하기 위해 예방 조치를 취해야 하 고 큰, 임의의 풀에서 샘플링은 되도록 다음 세대. 그러나, 실험실 환경 분명히 다른 필드 조건, 그리고 편안한 조건에서 장기적인 유지 관리 릴리스 필드37,42,43에 따라 모기의 피트 니스를 줄일 수 있습니다. . 우리가 따라서 크로스 여성 필드 수집 남성 주기적으로 실험실 라인에서 식민지 유전자 실험 비교에 대 한 유사 고는 대상 필드 인구39적응의 결과로. 방법 어떤 특수 장비를 필요로 하지 않는 및 필드 출시에 대 한 주당 개인의 수천의 수만 후방에 확장할 수 있습니다. 프로토콜은 또한 곤충 자연 인구에 설립에 대 한 운명에 대 한 중요 한 고려 사항 시간과 세대를 걸쳐 모기의 피트 니스 우선순위. 이 프로토콜은 특히 모기와 필드에 relatability의 일관 된 품질은 중요 한 실험적인 비교에 대 한 Ae aegypti의 유지 보수를 필요로 하는 대부분의 실험실에 적합 합니다.

Protocol

멜버른 인간의 윤리 위원회의 대학에 의해 승인 되었다 혈액 인간 주제에 모기의 먹이 (승인 #: 0723847). 제공 하는 모든 자원 봉사자 정보 서 면된 동의. 1. 애벌레 양육 참고: 모기는 26 ± 0.5 ° C 및 50-70% 상대 습도,이 식민지 유지 관리 프로토콜에 대 한 12시 12분 h (빛: 다크) photoperiod와에서 개최 됩니다. 이러한 조건을 평균 기후 조건, 호주 및 최적의 열 범위 <…

Representative Results

그림 4 에서는 Ae aegypti 애벌레의 개발에 차선의 영양의 효과 보여 줍니다. 때 컨테이너 애벌레 하루 당 식품의 0.25 밀리 그램 제공 됩니다 또는, 개발 시간 증가 둘 다 남성과 여성, 하 고 음식의 0.5 mg와 용기에 보다 적게 동기 제공 됩니다. 적절 한 음식 애벌레의 개발 기간을 통해 제공 되지 않은 경우 유지 관리 일정에 부정적인 영향을 미칠 수…

Discussion

여기에 제시 된 Wolbachia의 유지 보수에 대 한 프로토콜에 따라-감염 된 Ae aegypti 일관성 있는 품질의 건강 한 모기 실험에 대 한 생산 및 필드 자료 열을 확인 해야. (참조57참조) 모기의 대량 양의 생산 우선 순위를 지정 하는 다른 프로토콜, 달리 방법 모두 세대 편안한 양육 조건, 구현 하 여 고에서 자신의 체력을 극대화에 집중 근 친, 선택 및 실험실 적응을 최소화 ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

우리는 Heng 린 응, 크리스 패튼, Petrina 존슨 및 우리의 식민지 유지 관리 방법의 개발에 그들의 공헌에 대 한 클레어 Doig 및 원고를 개선 하는 데 도움이 그들의 제안에 대 한 3 명의 익명 검토자 인정 합니다. 우리의 연구 국민 건강에서 아에 프로그램 그랜트와 장학금에 의해 지원 됩니다 그리고 의료 연구 위원회 및 번역 Wellcome 트러스트에서 부여. 파 한 호주 정부 연구 훈련 프로그램 장학금의 받는 사람입니다.

Materials

Wild type Aedes aegypti Collected from field locations in Queensland, Australia, see Yeap and others39 for details
w Mel-infected Aedes aegypti Provided by Monash University. Refer to Walker and others23 for information on the strain
w AlbB-infected Aedes aegypti Provided by Monash University. Refer to Xi and others21 for information on the strain
w MelPop-infected Aedes aegypti Provided by Monash University. Refer to McMeniman and others22 for information on the strain
Instant dried yeast Lowan Stimulates egg hatching. Found in general grocery stores. Other brands may be used
5 L plastic tub Quadrant Q110950 Used for hatching and rearing larvae. Other products may be used
Fish Food (Tetramin Tropical Tablets) Tetra 16152 Provided to larvae as a source of food. Web address: https://www.amazon.com/Tetra-16152-TetraMin-Tropical-10-93-Ounce/dp/B00025Z6SE
Plastic containers Used for rearing larvae. Any plastic container above 500 mL should be suitable
Glass pipette Used for transferring larvae and pupae between containers. Web address: https://www.aliexpress.com/item/10Pcs-Durable-Long-Glass-Experiment-Medical-Pipette-Dropper-Transfer-Pipette-Lab-Supplies-With-Red-Rubber-Cap/32704471109.html?spm=2114.40010308.4.2.py4Kez
Clicker counter RS Pro 710-5212 Used to assist in the counting of larvae, pupae and eggs. Web address: http://au.rs-online.com/web/p/products/7105212/?grossPrice=Y
Rearing trays Gratnells Used for rearing larvae. Web address: http://www.gratnells.com
Nylon mesh Used to transfer larvae and pupae to containers of fresh water. Other brands may be used. Web address: https://www.spotlightstores.com/fabrics-yarn/specialty-apparel-fabrics/nettings-tulles/nylon-netting/p/BP80046941001-white
Cages BugDorm DP1000 Houses adult mosquitoes. Alternative products may be used. Web address: http://bugdorm.megaview.com.tw/bugdorm-1-insect-rearing-cage-30x30x30-cm-pack-of-one-p-29.html
35 mL plastic cup Huhtamaki AA272225 Used to provide water or sucrose to adult mosquitoes. Other brands may be used
35 mL plastic cup lid Huhtamaki GB030005 Used to provide sucrose to adult mosquitoes. Other brands may be used
Cotton wool Cutisoft 71841-13 Moist cotton wool is provided as a source of water to adults. Other brands may be used
White Sugar Provided as a source of sugar to adult mosquitoes. Found in general grocery stores
Rope M Recht Accessories C323C/W Used to provide sucrose solution to adults. Other brands may be used. Web address: https://mrecht.com.au/haberdashery/braids-cords-and-tapes/cords/plaited-cord/cotton/
Plastic cup (large) Used as an oviposition container. Any plastic cup that holds 100 mL of water should be suitable
Sandpaper Norton Master Painters CE015962 Provided as an oviposition substrate. Alternative products may be used, but we use this brand because it is relatively odorless. Lighter colors are used for contrast with eggs. Web address: https://www.bolt.com.au/115mm-36m-master-painters-bulk-roll-p80-medium-p-9396.html
Filter paper Whatman 1001-150 Used as an alternative oviposition substrate. Other brands may be used
Latex gloves SemperGuard Z560979 Prevents mosquito bites on hands when blood feeding. Other brands may be used. Web address: http://www.sempermed.com/en/products/detail/semperguardR_latex_puderfrei_innercoated/

References

  1. Mayer, S. V., Tesh, R. B., Vasilakis, N. The emergence of arthropod-borne viral diseases: A global prospective on dengue, chikungunya and zika fevers. Acta Trop. 166, 155-163 (2017).
  2. Campbell, L. P., et al. Climate change influences on global distributions of dengue and chikungunya virus vectors. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 370 (1665), (2015).
  3. Kraemer, M. U., et al. The global distribution of the arbovirus vectors Aedes aegypti and Ae. albopictus. eLife. 4, (2015).
  4. Carvalho, B. M., Rangel, E. F., Vale, M. M. Evaluation of the impacts of climate change on disease vectors through ecological niche modelling. Bull Entomol Res. , 1-12 (2016).
  5. Scott, T. W., et al. Longitudinal studies of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) in Thailand and Puerto Rico: population dynamics. J Med Ent. 37 (1), 77-88 (2000).
  6. Cheong, W. Preferred Aedes aegypti larval habitats in urban areas. Bull World Health Organ. 36 (4), 586-589 (1967).
  7. Barker-Hudson, P., Jones, R., Kay, B. H. Categorization of domestic breeding habitats of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) in Northern Queensland, Australia. J Med Ent. 25 (3), 178-182 (1988).
  8. Watson, T. M., Marshall, K., Kay, B. H. Colonization and laboratory biology of Aedes notoscriptus from Brisbane, Australia. J Am Mosq Control Assoc. 16 (2), 138-142 (2000).
  9. Williges, E., et al. Laboratory colonization of Aedes japonicus japonicus. J Am Mosq Control Assoc. 24 (4), 591-593 (2008).
  10. Munstermann, L. E. . The Molecular Biology of Insect Disease Vectors. , 13-20 (1997).
  11. McDonald, P., Hausermann, W., Lorimer, N. Sterility introduced by release of genetically altered males to a domestic population of Aedes aegypti at the Kenya coast. Am J Trop Med Hyg. 26 (3), 553-561 (1977).
  12. Rai, K., Grover, K., Suguna, S. Genetic manipulation of Aedes aegypti: incorporation and maintenance of a genetic marker and a chromosomal translocation in natural populations. Bull World Health Organ. 48 (1), 49-56 (1973).
  13. Harris, A. F., et al. Field performance of engineered male mosquitoes. Nature Biotechnol. 29 (11), 1034-1037 (2011).
  14. Hoffmann, A. A., et al. Successful establishment of Wolbachia in Aedes populations to suppress dengue transmission. Nature. 476 (7361), 454-457 (2011).
  15. O’Connor, L., et al. Open release of male mosquitoes infected with a Wolbachia biopesticide: field performance and infection containment. PLoS Negl Trop Dis. 6 (11), e1797 (2012).
  16. Morlan, H. B. Field tests with sexually sterile males for control of Aedes aegypti. Mosquito news. 22 (3), 295-300 (1962).
  17. Grover, K. K., et al. Field experiments on the competitiveness of males carrying genetic control systems for Aedes aegypti. Entomol Exp Appl. 20 (1), 8-18 (1976).
  18. Seawright, J., Kaiser, P., Dame, D. Mating competitiveness of chemosterilized hybrid males of Aedes aegypti (L.) in field tests. Mosq News. 37 (4), 615-619 (1977).
  19. Zhang, D., Lees, R. S., Xi, Z., Gilles, J. R., Bourtzis, K. Combining the sterile insect technique with Wolbachia-based approaches: II- a safer approach to Aedes albopictus population suppression programmes, designed to minimize the consequences of inadvertent female release. PloS One. 10 (8), e0135194 (2015).
  20. McGraw, E. A., O’Neill, S. L. Beyond insecticides: new thinking on an ancient problem. Nature Rev Microbiol. 11 (3), 181-193 (2013).
  21. Xi, Z., Khoo, C. C., Dobson, S. L. Wolbachia establishment and invasion in an Aedes aegypti laboratory population. Science. 310 (5746), 326-328 (2005).
  22. McMeniman, C. J., et al. Stable introduction of a life-shortening Wolbachia infection into the mosquito Aedes aegypti. Science. 323 (5910), 141-144 (2009).
  23. Walker, T., et al. The wMel Wolbachia strain blocks dengue and invades caged Aedes aegypti populations. Nature. 476 (7361), 450-453 (2011).
  24. Joubert, D. A., et al. Establishment of a Wolbachia superinfection in Aedes aegypti mosquitoes as a ppotential approach for future resistance management. PLoS Pathog. 12 (2), e1005434 (2016).
  25. Ferguson, N. M., et al. Modeling the impact on virus transmission of Wolbachia-mediated blocking of dengue virus infection of Aedes aegypti. Sci Transl Med. 7 (279), 279ra237 (2015).
  26. Aliota, M. T., Peinado, S. A., Velez, I. D., Osorio, J. E. The wMel strain of Wolbachia Reduces Transmission of Zika virus by Aedes aegypti. Sci Rep. 6, 28792 (2016).
  27. van den Hurk, A. F., et al. Impact of Wolbachia on infection with chikungunya and yellow fever viruses in the mosquito vector Aedes aegypti. PLoS Negl Trop Dis. 6 (11), e1892 (2012).
  28. Moreira, L. A., et al. A Wolbachia symbiont in Aedes aegypti limits infection with dengue, Chikungunya, and Plasmodium. Cell. 139 (7), 1268-1278 (2009).
  29. Mains, J. W., Brelsfoard, C. L., Rose, R. I., Dobson, S. L. Female Adult Aedes albopictus Suppression by Wolbachia-Infected Male Mosquitoes. Sci Rep. 6, 33846 (2016).
  30. Nguyen, T. H., et al. Field evaluation of the establishment potential of wmelpop Wolbachia in Australia and Vietnam for dengue control. Parasit Vectors. 8, 563 (2015).
  31. Garcia Gde, A., Dos Santos, L. M., Villela, D. A., Maciel-de-Freitas, R. Using Wolbachia releases to estimate Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) population size and survival. PloS One. 11 (8), e0160196 (2016).
  32. Hoffmann, A. A., Ross, P. A., Rašić, G. Wolbachia strains for disease control: ecological and evolutionary considerations. Evol Appl. 8 (8), 751-768 (2015).
  33. Briegel, H. Metabolic relationship between female body size, reserves, and fecundity of Aedes aegypti. J Insect Physiol. 36 (3), 165-172 (1990).
  34. Ponlawat, A., Harrington, L. C. Factors associated with male mating success of the dengue vector mosquito, Aedes aegypti. Am J Trop Med Hyg. 80 (3), 395-400 (2009).
  35. Segoli, M., Hoffmann, A. A., Lloyd, J., Omodei, G. J., Ritchie, S. A. The effect of virus-blocking Wolbachia on male competitiveness of the dengue vector mosquito, Aedes aegypti. PLoS Negl Trop Dis. 8 (12), e3294 (2014).
  36. Imam, H., Zarnigar, G., Sofi, A., Seikh, The basic rules and methods of mosquito rearing (Aedes aegypti). Trop Parasitol. 4 (1), 53-55 (2014).
  37. Spitzen, J., Takken, W. Malaria mosquito rearing-maintaining quality and quantity of laboratory-reared insects. Proc Neth Entomol Soc Meet. 16, 95-100 (2005).
  38. Lorenz, L., Beaty, B. J., Aitken, T. H. G., Wallis, G. P., Tabachnick, W. J. The effect of colonization upon Aedes aegypti susceptibility to oral infection with Yellow Fever virus. Am J Trop Med Hyg. 33 (4), 690-694 (1984).
  39. Yeap, H. L., et al. Dynamics of the "popcorn" Wolbachia infection in outbred Aedes aegypti informs prospects for mosquito vector control. Genetics. 187 (2), 583-595 (2011).
  40. Turley, A. P., Moreira, L. A., O’Neill, S. L., McGraw, E. A. Wolbachia infection reduces blood-feeding success in the dengue fever mosquito, Aedes aegypti. PLoS Negl Trop Dis. 3 (9), e516 (2009).
  41. Yeap, H. L., Endersby, N. M., Johnson, P. H., Ritchie, S. A., Hoffmann, A. A. Body size and wing shape measurements as quality indicators of Aedes aegypti mosquitoes destined for field release. Am J Trop Med Hyg. 89 (1), 78-92 (2013).
  42. Leftwich, P. T., Bolton, M., Chapman, T. Evolutionary biology and genetic techniques for insect control. Evol Appl. 9 (16), 212-230 (2016).
  43. Calkins, C., Parker, A. . Sterile Insect Technique. , 269-296 (2005).
  44. Tun-Lin, W., Burkot, T., Kay, B. Effects of temperature and larval diet on development rates and survival of the dengue vector Aedes aegypti in north Queensland, Australia. Med Vet Entomol. 14 (1), 31-37 (2000).
  45. Richardson, K., Hoffmann, A. A., Johnson, P., Ritchie, S., Kearney, M. R. Thermal sensitivity of Aedes aegypti from Australia: empirical data and prediction of effects on distribution. J Med Ent. 48 (4), 914-923 (2011).
  46. Richardson, K. M., Hoffmann, A. A., Johnson, P., Ritchie, S. R., Kearney, M. R. A replicated comparison of breeding-container suitability for the dengue vector Aedes aegypti in tropical and temperate Australia. Austral Ecol. 38 (2), 219-229 (2013).
  47. Ross, P. A., et al. Wolbachia infections in Aedes aegypti differ markedly in their response to cyclical heat stress. PLoS Pathog. 13 (1), e1006006 (2017).
  48. Gjullin, C., Hegarty, C., Bollen, W. The necessity of a low oxygen concentration for the hatching of Aedes mosquito eggs. J Cell Physiol. 17 (2), 193-202 (1941).
  49. Axford, J. K., Ross, P. A., Yeap, H. L., Callahan, A. G., Hoffmann, A. A. Fitness of wAlbB Wolbachia infection in Aedes aegypti: parameter estimates in an outcrossed background and potential for population invasion. Am J Trop Med Hyg. 94 (3), 507-516 (2016).
  50. Degner, E. C., Harrington, L. C. Polyandry depends on postmating time interval in the dengue vector Aedes aegypti. Am J Trop Med Hyg. 94 (4), 780-785 (2016).
  51. Bentley, M. D., Day, J. F. Chemical ecology and behavioral aspects of mosquito oviposition. Ann Rev Entomol. 34 (1), 401-421 (1989).
  52. Wong, J., Stoddard, S. T., Astete, H., Morrison, A. C., Scott, T. W. Oviposition site selection by the dengue vector Aedes aegypti and its implications for dengue control. PLoS Negl Trop Dis. 5 (4), e1015 (2011).
  53. Meola, R. The influence of temperature and humidity on embryonic longevity in Aedes aegypti. Ann Entomol Soc Am. 57 (4), 468-472 (1964).
  54. Faull, K. J., Williams, C. R. Intraspecific variation in desiccation survival time of Aedes aegypti (L.) mosquito eggs of Australian origin. J Vector Ecol. 40 (2), 292-300 (2015).
  55. McMeniman, C. J., O’Neill, S. L. A virulent Wolbachia infection decreases the viability of the dengue vector Aedes aegypti during periods of embryonic quiescence. PLoS Negl Trop Dis. 4 (7), e748 (2010).
  56. Ross, P. A., Endersby, N. M., Hoffmann, A. A. Costs of three Wolbachia infections on the survival of Aedes aegypti larvae under starvation conditions. PLoS Negl Trop Dis. 10 (1), e0004320 (2016).
  57. Carvalho, D. O., et al. Mass production of genetically modified Aedes aegypti for field releases in Brazil. J Vis Exp. (83), e3579 (2014).
  58. Benedict, M. The first releases of transgenic mosquitoes: an argument for the sterile insect technique. Trends Parasitol. 19 (8), 349-355 (2003).
  59. Lee, S. F., White, V. L., Weeks, A. R., Hoffmann, A. A., Endersby, N. M. High-throughput PCR assays to monitor Wolbachia infection in the dengue mosquito (Aedes aegypti) and Drosophila simulans. Appl Environ Microbiol. 78 (13), 4740-4743 (2012).
  60. Corbin, C., Heyworth, E. R., Ferrari, J., Hurst, G. D. Heritable symbionts in a world of varying temperature. Heredity. 118 (1), 10-20 (2017).
  61. Day, J. F., Edman, J. D. Mosquito engorgement on normally defensive hosts depends on host activity patterns. J Med Ent. 21 (6), 732-740 (1984).
  62. Gonzales, K. K., Hansen, I. A. Artificial diets for mosquitoes. Int J Environ Res Public Health. 13 (12), (2016).
  63. McMeniman, C. J., Hughes, G. L., O’Neill, S. L. A Wolbachia symbiont in Aedes aegypti disrupts mosquito egg development to a greater extent when mosquitoes feed on nonhuman versus human blood. J Med Ent. 48 (1), 76-84 (2011).
  64. Caragata, E. P., Rances, E., O’Neill, S. L., McGraw, E. A. Competition for amino acids between Wolbachia and the mosquito host, Aedes aegypti. Microb Ecol. 67 (1), 205-218 (2014).
  65. Suh, E., Fu, Y., Mercer, D. R., Dobson, S. L. Interaction of Wolbachia and bloodmeal type in artificially infected Aedes albopictus (Diptera: Culicidae). J Med Entomol. , (2016).
  66. Thangamani, S., Huang, J., Hart, C. E., Guzman, H., Tesh, R. B. Vertical transmission of Zika virus in Aedes aegypti mosquitoes. Am J Trop Med Hyg. 95 (5), 1169-1173 (2016).
check_url/56124?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Ross, P. A., Axford, J. K., Richardson, K. M., Endersby-Harshman, N. M., Hoffmann, A. A. Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia. J. Vis. Exp. (126), e56124, doi:10.3791/56124 (2017).

View Video