JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Biology

Opretholdelse af Aedes aegypti myg inficeret med Wolbachia

Published: August 14, 2017
doi:
10.3791/56124
, , , ,
1School of BioSciences,Bio21 Institute and University of Melbourne

Summary

Aedes aegypti myg inficeret med Wolbachia frigives i naturlige populationer at undertrykke transmission af arboviruses. Vi beskriver metoder til bageste Ae. aegypti med Wolbachia infektioner i laboratoriet for eksperimenter og felt udgivelse, at tage forholdsregler for at minimere laboratorium tilpasning og udvalg.

Abstract

Aedes aegypti myg eksperimentelt inficeret med Wolbachia udnyttes i programmer til at kontrollere spredningen af arboviruses såsom dengue, chikungunya og Zika. Wolbachia-inficerede myg kan blive frigivet i feltet enten reducere befolkningen størrelser gennem uforenelig parringer eller omdanne populationer med myg, der er refraktære over for virus transmission. For disse strategier kan lykkes, skal myg frigives i feltet fra laboratoriet være konkurrencedygtige med indfødte myg. Dog kan fastholde myg i laboratoriet resultere i indavl, genetisk drift og laboratorium tilpasning, som kan reducere deres fitness i feltet og kan forvirre resultater af eksperimenter. For at teste egnetheden af forskellige Wolbachia infektioner til indsættelse i feltet, er det nødvendigt at opretholde myg i et kontrolleret laboratoriemiljø på tværs af flere generationer. Vi beskriver en enkel protokol for at opretholde Ae. aegypti myg i det laboratorium, som er velegnet til både Wolbachia-inficerede og wild-type myg. Metoderne minimere laboratorium tilpasning og gennemføre outcrossing for at forøge relevansen af eksperimenter til feltet myg. Derudover bevares kolonier under optimale betingelser for at maksimere deres egnethed til friland udgivelser.

Introduction

Aedes aegypti myg er ansvarlige for fremsendelse af nogle af de vigtigste arboviruses i verden, herunder dengue, Zika og chikungunya1. Disse vira er ved at blive en stigende trussel mod den globale sundhed, som den omfattende udbredelse af Ae. aegypti i troperne fortsætter med at udvide2,3,4. Kvindelige Ae. aegypti lever fortrinsvis af menneskeblod5 og dermed tendens til at leve tæt på mennesker, navnlig i byområderne, hvor befolkningen er mest tætte. Gennem dette nære forhold til mennesker har de også tilpasset til at yngle i kunstige levesteder, herunder dæk, gryder, tagrender og vand kampvogne6,7. AE. aegypti tilpasses også let laboratorium miljøer hvor de kan opretholdes uden særlige krav efter at være indsamlet direkte fra marken, i modsætning til nogle andre arter i Aedes slægten8, 9,10. Deres nem vedligeholdelse har set dem studerede bredt i laboratoriet i en bred vifte af områder, i sidste ende sigter mod at styre sygdomme myg kan overføre.

Traditionelt, arboviral kontrol er stærkt afhængig af anvendelsen af insekticider til at reducere mosquito befolkninger. Men der er stigende interesse i tilgange hvor modificerede myg er opdrættet i laboratoriet og derefter frigives i naturlige populationer. Frigivne myg kan være ændret genetisk11,12,13, biologisk14,15, gennem bestråling16, kemisk behandling17,18, eller med kombineret teknikker19 for at undertrykke befolkningerne i myg eller erstatte dem med myg, der er refraktære over for arboviral transmission20.

Wolbachia er bakterier, der i øjeblikket bliver brugt som en biologisk kontrol agent for arboviruses. Flere stammer af Wolbachia blev for nylig introduceret i Ae. aegypti eksperimentelt ved hjælp af embryonale mikroinjektion21,22,23,24. Disse stammer reducere kapaciteten af arboviruses at formidle og replikere i myg, faldende deres transmission potentielle23,25,26,27,28 . Wolbachia infektioner overføres fra mor til afkom, men visse stammer fremkalde sterilitet, når inficerede mænd parre sig med ikke-inficerede hundyr22. Wolbachia-inficerede hanner kan derfor blive frigivet i store mængder til at undertrykke naturlige mosquito befolkninger, som for nylig demonstreret i andre Aedes arter15,29. Da Wolbachia også hæmme arboviral transmission i Ae. aegypti, udgivet myg kan også erstatte indfødte befolkning med dårligere vektorer. Ae. aegypti inficeret eksperimentelt med Wolbachia udgives nu i feltet i flere lande, der anvender denne sidstnævnte tilgang14,30,31.

Wolbachia-baserede tilgange til arboviral kontrol stole på en god forståelse af samspillet mellem Wolbachia, myg og miljø. Wolbachia forekommer naturligt i en bred vifte af insekter, og stammer indføres i myg er forskellige i deres virkninger32. Som ny Wolbachia infektion typer er indført i Ae. aegypti24, er det nødvendigt at karakterisere hver stamme for deres effekt på myg fitness, reproduktion og arboviral interferens under en række betingelser. Streng eksperimenter i laboratoriet er derfor forpligtet til at vurdere mulighederne for Wolbachia stammer til at lykkes i feltet.

Feltet åben udgivelser af Ae. aegypti med Wolbachia infektioner kan ofte kræve tusinder eller titusinder af myg pr. udgivelse zone skal opdrættes hver uge14,30,31. Succesen med indledende udgivelser kan forbedres ved at frigive myg i en stor størrelse for at maksimere deres frugtbarhed33 og parring succes34,35. Myg bør også tilpasses til de betingelser, de vil opleve i feltet, men langsigtede laboratorium opdræt kan forårsage ændringer i adfærd og fysiologi, som kunne påvirke feltet ydeevne36,37, 38.

Vi beskriver en simpel protokol til opdræt af Ae. aegypti i laboratoriet ved hjælp af grundlæggende udstyr. Denne protokol er velegnet til både wild-type og Wolbachia-inficerede myg, hvor sidstnævnte kan kræve særlig opmærksomhed som nogle Wolbachia stammer har betydelige virkninger på myg livshistorie træk39, 40. opdræt betingelserne undgå overbefolkning og konkurrence for mad til at producere myg af en ensartet størrelse, som er afgørende for vektor kompetence og fitness eksperimenter, og sikrer, at myg er sundt for feltet release41 . Vi også tage forholdsregler for at minimere laboratorium tilpasning og indavl ved at reducere selektiv pres og at sikre, at den næste generation er samplet fra en stor, tilfældige swimmingpool. Men laboratoriet miljøer er tydeligt adskiller sig fra marken, og langsigtet vedligeholdelse under afslappede forhold kunne reducere fitness af myg ved udgivelse i felt37,42,43 . Vi krydser derfor hunner fra laboratoriet linjer til field-indsamlede hanner med jævne mellemrum, hvilket resulterer i kolonier, der er genetisk ens for eksperimenterende sammenligninger og der er tilpasset til target field befolkning39. Metoderne, der kræver ikke nogen specialiseret udstyr og kan skaleres til bageste tiere tusinde individer pr. uge for feltet udgivelser. Protokollen også prioriterer fitness af myg inden for og på tværs af generationer, en vigtig overvejelse for insekter til etablering i naturlige populationer. Protokollen er velegnet til de fleste laboratorier, der kræver vedligeholdelse af Ae. aegypti, især for eksperimenterende sammenligninger hvor en ensartet kvalitet af myg og relatability til feltet er vigtigt.

Protocol

Blod fodring af myg på forsøgspersoner blev godkendt af University of Melbourne menneskelige etiske komité (godkendelse #: 0723847). Alle frivillige givet informeret skriftligt samtykke. 1. larve opdræt Bemærk: Myg er afholdt på 26 ± 0,5 ° C og 50-70% relativ luftfugtighed, med en 12:12 h (lys: mørke) lysperiode for denne koloni vedligeholdelsesprotokol. Disse betingelser er svarer til de gennemsnitlige klimaforhold i Cairns, Australien og inden for den optim…

Representative Results

Figur 4 viser suboptimal ernæring indvirkning på udviklingen af Ae. aegypti larver. Når beholdere leveres med 0,25 mg af mad per larve pr. dag eller mindre, udviklingstiden stigninger for både mænd og kvinder, og er mindre synkron end i containere forsynet med 0,5 mg af mad. Hvis tilstrækkelig mad ikke er fastsat i hele varigheden af larve udvikling, kunne det have en negativ indvirkning på vedligeholdelsesplanen. Langsom-udvikle individer er …

Discussion

Efter protokollen præsenteret her for vedligeholdelse af Wolbachia-inficerede Ae. aegypti bør sikre, at sunde myg af en ensartet kvalitet er produceret for eksperimenter og åbne felt udgivelser. I modsætning til andre protokoller, der prioriterer produktion af massive mængder af myg (Se reference57), er metoderne, der fokuseret på at maksimere deres fitness, både inden for generationer ved at gennemføre afslappet opdræt betingelser, og på tværs af generationer ved at m…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi anerkender Heng Lin Yeap, Chris Paton, Petrina Johnson og Clare Doig for deres bidrag til udviklingen af vores koloni vedligeholdelse metoder og tre anonym korrekturlæsere for deres forslag, som bidrog til at forbedre håndskriftet. Vores forskning er understøttet af et program grant og fellowship til AAH fra National Health og Medical Research Council og en oversættelse tilskud fra the Wellcome Trust. PAR er en modtager af en australske regering forskning uddannelse Program Scholarship.

Materials

Wild type Aedes aegypti Collected from field locations in Queensland, Australia, see Yeap and others39 for details
w Mel-infected Aedes aegypti Provided by Monash University. Refer to Walker and others23 for information on the strain
w AlbB-infected Aedes aegypti Provided by Monash University. Refer to Xi and others21 for information on the strain
w MelPop-infected Aedes aegypti Provided by Monash University. Refer to McMeniman and others22 for information on the strain
Instant dried yeast Lowan Stimulates egg hatching. Found in general grocery stores. Other brands may be used
5 L plastic tub Quadrant Q110950 Used for hatching and rearing larvae. Other products may be used
Fish Food (Tetramin Tropical Tablets) Tetra 16152 Provided to larvae as a source of food. Web address: https://www.amazon.com/Tetra-16152-TetraMin-Tropical-10-93-Ounce/dp/B00025Z6SE
Plastic containers Used for rearing larvae. Any plastic container above 500 mL should be suitable
Glass pipette Used for transferring larvae and pupae between containers. Web address: https://www.aliexpress.com/item/10Pcs-Durable-Long-Glass-Experiment-Medical-Pipette-Dropper-Transfer-Pipette-Lab-Supplies-With-Red-Rubber-Cap/32704471109.html?spm=2114.40010308.4.2.py4Kez
Clicker counter RS Pro 710-5212 Used to assist in the counting of larvae, pupae and eggs. Web address: http://au.rs-online.com/web/p/products/7105212/?grossPrice=Y
Rearing trays Gratnells Used for rearing larvae. Web address: http://www.gratnells.com
Nylon mesh Used to transfer larvae and pupae to containers of fresh water. Other brands may be used. Web address: https://www.spotlightstores.com/fabrics-yarn/specialty-apparel-fabrics/nettings-tulles/nylon-netting/p/BP80046941001-white
Cages BugDorm DP1000 Houses adult mosquitoes. Alternative products may be used. Web address: http://bugdorm.megaview.com.tw/bugdorm-1-insect-rearing-cage-30x30x30-cm-pack-of-one-p-29.html
35 mL plastic cup Huhtamaki AA272225 Used to provide water or sucrose to adult mosquitoes. Other brands may be used
35 mL plastic cup lid Huhtamaki GB030005 Used to provide sucrose to adult mosquitoes. Other brands may be used
Cotton wool Cutisoft 71841-13 Moist cotton wool is provided as a source of water to adults. Other brands may be used
White Sugar Provided as a source of sugar to adult mosquitoes. Found in general grocery stores
Rope M Recht Accessories C323C/W Used to provide sucrose solution to adults. Other brands may be used. Web address: https://mrecht.com.au/haberdashery/braids-cords-and-tapes/cords/plaited-cord/cotton/
Plastic cup (large) Used as an oviposition container. Any plastic cup that holds 100 mL of water should be suitable
Sandpaper Norton Master Painters CE015962 Provided as an oviposition substrate. Alternative products may be used, but we use this brand because it is relatively odorless. Lighter colors are used for contrast with eggs. Web address: https://www.bolt.com.au/115mm-36m-master-painters-bulk-roll-p80-medium-p-9396.html
Filter paper Whatman 1001-150 Used as an alternative oviposition substrate. Other brands may be used
Latex gloves SemperGuard Z560979 Prevents mosquito bites on hands when blood feeding. Other brands may be used. Web address: http://www.sempermed.com/en/products/detail/semperguardR_latex_puderfrei_innercoated/
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Mayer, S. V., Tesh, R. B., Vasilakis, N. The emergence of arthropod-borne viral diseases: A global prospective on dengue, chikungunya and zika fevers. Acta Trop. 166, 155-163 (2017).
  2. Campbell, L. P., et al. Climate change influences on global distributions of dengue and chikungunya virus vectors. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 370 (1665), (2015).
  3. Kraemer, M. U., et al. The global distribution of the arbovirus vectors Aedes aegypti and Ae. albopictus. eLife. 4, (2015).
  4. Carvalho, B. M., Rangel, E. F., Vale, M. M. Evaluation of the impacts of climate change on disease vectors through ecological niche modelling. Bull Entomol Res. , 1-12 (2016).
  5. Scott, T. W., et al. Longitudinal studies of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) in Thailand and Puerto Rico: population dynamics. J Med Ent. 37 (1), 77-88 (2000).
  6. Cheong, W. Preferred Aedes aegypti larval habitats in urban areas. Bull World Health Organ. 36 (4), 586-589 (1967).
  7. Barker-Hudson, P., Jones, R., Kay, B. H. Categorization of domestic breeding habitats of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) in Northern Queensland, Australia. J Med Ent. 25 (3), 178-182 (1988).
  8. Watson, T. M., Marshall, K., Kay, B. H. Colonization and laboratory biology of Aedes notoscriptus from Brisbane, Australia. J Am Mosq Control Assoc. 16 (2), 138-142 (2000).
  9. Williges, E., et al. Laboratory colonization of Aedes japonicus japonicus. J Am Mosq Control Assoc. 24 (4), 591-593 (2008).
  10. Munstermann, L. E. . The Molecular Biology of Insect Disease Vectors. , 13-20 (1997).
  11. McDonald, P., Hausermann, W., Lorimer, N. Sterility introduced by release of genetically altered males to a domestic population of Aedes aegypti at the Kenya coast. Am J Trop Med Hyg. 26 (3), 553-561 (1977).
  12. Rai, K., Grover, K., Suguna, S. Genetic manipulation of Aedes aegypti: incorporation and maintenance of a genetic marker and a chromosomal translocation in natural populations. Bull World Health Organ. 48 (1), 49-56 (1973).
  13. Harris, A. F., et al. Field performance of engineered male mosquitoes. Nature Biotechnol. 29 (11), 1034-1037 (2011).
  14. Hoffmann, A. A., et al. Successful establishment of Wolbachia in Aedes populations to suppress dengue transmission. Nature. 476 (7361), 454-457 (2011).
  15. O’Connor, L., et al. Open release of male mosquitoes infected with a Wolbachia biopesticide: field performance and infection containment. PLoS Negl Trop Dis. 6 (11), e1797 (2012).
  16. Morlan, H. B. Field tests with sexually sterile males for control of Aedes aegypti. Mosquito news. 22 (3), 295-300 (1962).
  17. Grover, K. K., et al. Field experiments on the competitiveness of males carrying genetic control systems for Aedes aegypti. Entomol Exp Appl. 20 (1), 8-18 (1976).
  18. Seawright, J., Kaiser, P., Dame, D. Mating competitiveness of chemosterilized hybrid males of Aedes aegypti (L.) in field tests. Mosq News. 37 (4), 615-619 (1977).
  19. Zhang, D., Lees, R. S., Xi, Z., Gilles, J. R., Bourtzis, K. Combining the sterile insect technique with Wolbachia-based approaches: II- a safer approach to Aedes albopictus population suppression programmes, designed to minimize the consequences of inadvertent female release. PloS One. 10 (8), e0135194 (2015).
  20. McGraw, E. A., O’Neill, S. L. Beyond insecticides: new thinking on an ancient problem. Nature Rev Microbiol. 11 (3), 181-193 (2013).
  21. Xi, Z., Khoo, C. C., Dobson, S. L. Wolbachia establishment and invasion in an Aedes aegypti laboratory population. Science. 310 (5746), 326-328 (2005).
  22. McMeniman, C. J., et al. Stable introduction of a life-shortening Wolbachia infection into the mosquito Aedes aegypti. Science. 323 (5910), 141-144 (2009).
  23. Walker, T., et al. The wMel Wolbachia strain blocks dengue and invades caged Aedes aegypti populations. Nature. 476 (7361), 450-453 (2011).
  24. Joubert, D. A., et al. Establishment of a Wolbachia superinfection in Aedes aegypti mosquitoes as a ppotential approach for future resistance management. PLoS Pathog. 12 (2), e1005434 (2016).
  25. Ferguson, N. M., et al. Modeling the impact on virus transmission of Wolbachia-mediated blocking of dengue virus infection of Aedes aegypti. Sci Transl Med. 7 (279), 279ra237 (2015).
  26. Aliota, M. T., Peinado, S. A., Velez, I. D., Osorio, J. E. The wMel strain of Wolbachia Reduces Transmission of Zika virus by Aedes aegypti. Sci Rep. 6, 28792 (2016).
  27. van den Hurk, A. F., et al. Impact of Wolbachia on infection with chikungunya and yellow fever viruses in the mosquito vector Aedes aegypti. PLoS Negl Trop Dis. 6 (11), e1892 (2012).
  28. Moreira, L. A., et al. A Wolbachia symbiont in Aedes aegypti limits infection with dengue, Chikungunya, and Plasmodium. Cell. 139 (7), 1268-1278 (2009).
  29. Mains, J. W., Brelsfoard, C. L., Rose, R. I., Dobson, S. L. Female Adult Aedes albopictus Suppression by Wolbachia-Infected Male Mosquitoes. Sci Rep. 6, 33846 (2016).
  30. Nguyen, T. H., et al. Field evaluation of the establishment potential of wmelpop Wolbachia in Australia and Vietnam for dengue control. Parasit Vectors. 8, 563 (2015).
  31. Garcia Gde, A., Dos Santos, L. M., Villela, D. A., Maciel-de-Freitas, R. Using Wolbachia releases to estimate Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) population size and survival. PloS One. 11 (8), e0160196 (2016).
  32. Hoffmann, A. A., Ross, P. A., Rašić, G. Wolbachia strains for disease control: ecological and evolutionary considerations. Evol Appl. 8 (8), 751-768 (2015).
  33. Briegel, H. Metabolic relationship between female body size, reserves, and fecundity of Aedes aegypti. J Insect Physiol. 36 (3), 165-172 (1990).
  34. Ponlawat, A., Harrington, L. C. Factors associated with male mating success of the dengue vector mosquito, Aedes aegypti. Am J Trop Med Hyg. 80 (3), 395-400 (2009).
  35. Segoli, M., Hoffmann, A. A., Lloyd, J., Omodei, G. J., Ritchie, S. A. The effect of virus-blocking Wolbachia on male competitiveness of the dengue vector mosquito, Aedes aegypti. PLoS Negl Trop Dis. 8 (12), e3294 (2014).
  36. Imam, H., Zarnigar, G., Sofi, A., Seikh, The basic rules and methods of mosquito rearing (Aedes aegypti). Trop Parasitol. 4 (1), 53-55 (2014).
  37. Spitzen, J., Takken, W. Malaria mosquito rearing-maintaining quality and quantity of laboratory-reared insects. Proc Neth Entomol Soc Meet. 16, 95-100 (2005).
  38. Lorenz, L., Beaty, B. J., Aitken, T. H. G., Wallis, G. P., Tabachnick, W. J. The effect of colonization upon Aedes aegypti susceptibility to oral infection with Yellow Fever virus. Am J Trop Med Hyg. 33 (4), 690-694 (1984).
  39. Yeap, H. L., et al. Dynamics of the "popcorn" Wolbachia infection in outbred Aedes aegypti informs prospects for mosquito vector control. Genetics. 187 (2), 583-595 (2011).
  40. Turley, A. P., Moreira, L. A., O’Neill, S. L., McGraw, E. A. Wolbachia infection reduces blood-feeding success in the dengue fever mosquito, Aedes aegypti. PLoS Negl Trop Dis. 3 (9), e516 (2009).
  41. Yeap, H. L., Endersby, N. M., Johnson, P. H., Ritchie, S. A., Hoffmann, A. A. Body size and wing shape measurements as quality indicators of Aedes aegypti mosquitoes destined for field release. Am J Trop Med Hyg. 89 (1), 78-92 (2013).
  42. Leftwich, P. T., Bolton, M., Chapman, T. Evolutionary biology and genetic techniques for insect control. Evol Appl. 9 (16), 212-230 (2016).
  43. Calkins, C., Parker, A. . Sterile Insect Technique. , 269-296 (2005).
  44. Tun-Lin, W., Burkot, T., Kay, B. Effects of temperature and larval diet on development rates and survival of the dengue vector Aedes aegypti in north Queensland, Australia. Med Vet Entomol. 14 (1), 31-37 (2000).
  45. Richardson, K., Hoffmann, A. A., Johnson, P., Ritchie, S., Kearney, M. R. Thermal sensitivity of Aedes aegypti from Australia: empirical data and prediction of effects on distribution. J Med Ent. 48 (4), 914-923 (2011).
  46. Richardson, K. M., Hoffmann, A. A., Johnson, P., Ritchie, S. R., Kearney, M. R. A replicated comparison of breeding-container suitability for the dengue vector Aedes aegypti in tropical and temperate Australia. Austral Ecol. 38 (2), 219-229 (2013).
  47. Ross, P. A., et al. Wolbachia infections in Aedes aegypti differ markedly in their response to cyclical heat stress. PLoS Pathog. 13 (1), e1006006 (2017).
  48. Gjullin, C., Hegarty, C., Bollen, W. The necessity of a low oxygen concentration for the hatching of Aedes mosquito eggs. J Cell Physiol. 17 (2), 193-202 (1941).
  49. Axford, J. K., Ross, P. A., Yeap, H. L., Callahan, A. G., Hoffmann, A. A. Fitness of wAlbB Wolbachia infection in Aedes aegypti: parameter estimates in an outcrossed background and potential for population invasion. Am J Trop Med Hyg. 94 (3), 507-516 (2016).
  50. Degner, E. C., Harrington, L. C. Polyandry depends on postmating time interval in the dengue vector Aedes aegypti. Am J Trop Med Hyg. 94 (4), 780-785 (2016).
  51. Bentley, M. D., Day, J. F. Chemical ecology and behavioral aspects of mosquito oviposition. Ann Rev Entomol. 34 (1), 401-421 (1989).
  52. Wong, J., Stoddard, S. T., Astete, H., Morrison, A. C., Scott, T. W. Oviposition site selection by the dengue vector Aedes aegypti and its implications for dengue control. PLoS Negl Trop Dis. 5 (4), e1015 (2011).
  53. Meola, R. The influence of temperature and humidity on embryonic longevity in Aedes aegypti. Ann Entomol Soc Am. 57 (4), 468-472 (1964).
  54. Faull, K. J., Williams, C. R. Intraspecific variation in desiccation survival time of Aedes aegypti (L.) mosquito eggs of Australian origin. J Vector Ecol. 40 (2), 292-300 (2015).
  55. McMeniman, C. J., O’Neill, S. L. A virulent Wolbachia infection decreases the viability of the dengue vector Aedes aegypti during periods of embryonic quiescence. PLoS Negl Trop Dis. 4 (7), e748 (2010).
  56. Ross, P. A., Endersby, N. M., Hoffmann, A. A. Costs of three Wolbachia infections on the survival of Aedes aegypti larvae under starvation conditions. PLoS Negl Trop Dis. 10 (1), e0004320 (2016).
  57. Carvalho, D. O., et al. Mass production of genetically modified Aedes aegypti for field releases in Brazil. J Vis Exp. (83), e3579 (2014).
  58. Benedict, M. The first releases of transgenic mosquitoes: an argument for the sterile insect technique. Trends Parasitol. 19 (8), 349-355 (2003).
  59. Lee, S. F., White, V. L., Weeks, A. R., Hoffmann, A. A., Endersby, N. M. High-throughput PCR assays to monitor Wolbachia infection in the dengue mosquito (Aedes aegypti) and Drosophila simulans. Appl Environ Microbiol. 78 (13), 4740-4743 (2012).
  60. Corbin, C., Heyworth, E. R., Ferrari, J., Hurst, G. D. Heritable symbionts in a world of varying temperature. Heredity. 118 (1), 10-20 (2017).
  61. Day, J. F., Edman, J. D. Mosquito engorgement on normally defensive hosts depends on host activity patterns. J Med Ent. 21 (6), 732-740 (1984).
  62. Gonzales, K. K., Hansen, I. A. Artificial diets for mosquitoes. Int J Environ Res Public Health. 13 (12), (2016).
  63. McMeniman, C. J., Hughes, G. L., O’Neill, S. L. A Wolbachia symbiont in Aedes aegypti disrupts mosquito egg development to a greater extent when mosquitoes feed on nonhuman versus human blood. J Med Ent. 48 (1), 76-84 (2011).
  64. Caragata, E. P., Rances, E., O’Neill, S. L., McGraw, E. A. Competition for amino acids between Wolbachia and the mosquito host, Aedes aegypti. Microb Ecol. 67 (1), 205-218 (2014).
  65. Suh, E., Fu, Y., Mercer, D. R., Dobson, S. L. Interaction of Wolbachia and bloodmeal type in artificially infected Aedes albopictus (Diptera: Culicidae). J Med Entomol. , (2016).
  66. Thangamani, S., Huang, J., Hart, C. E., Guzman, H., Tesh, R. B. Vertical transmission of Zika virus in Aedes aegypti mosquitoes. Am J Trop Med Hyg. 95 (5), 1169-1173 (2016).

Tags

Aedes AegyptiWolbachiaMosquito RearingDisease ControlVector ControlPopulation MaintenanceTemperatureHumidityNutritionLarvaePupaeAdult EmergenceSugar SolutionVector Species
check_url/56124?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Ross, P. A., Axford, J. K., Richardson, K. M., Endersby-Harshman, N. M., Hoffmann, A. A. Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia. J. Vis. Exp. (126), e56124, doi:10.3791/56124 (2017).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image