Summary

Oljesyre-injeksjon i griser som en modell for akutt Respiratory Distress syndrom

Published: October 26, 2018
doi:

Summary

I denne artikkelen presenterer vi en protokoll for å indusere akutt lungen skade i griser ved central-venøs injeksjon av oljesyre. Dette er en etablert dyr modell for å studere det akutte respiratory distress syndromet (ARDS).

Abstract

Akutt respiratory distress syndrom er en relevant intensivavdelinger sykdom med en forekomst varierer mellom 2,2% og 19% av intensivavdelingen pasienter. Til tross for behandling fremskritt de siste tiårene lide ARDS pasienter fortsatt dødelighet mellom 35 og 40%. Det er fortsatt behov for videre forskning å forbedre resultatet av pasienter som lider av ARDS. Ett problem er at ingen enkelt dyremodell kan etterligne den komplekse pathomechanism av akutt respiratory distress syndrom, men flere modeller finnes for å studere ulike deler av den. Oljesyre injeksjon (OAI)-indusert lungen skade er en veletablert modell for å studere ventilasjon strategier, lunge mekanikk og ventilasjon/perfusjon distribusjon i dyr. OAI fører til alvorlig nedsatt gassutveksling, forverring av lunge mekanikk og avbrudd i alveolo-kapillære barrieren. Ulempen med denne modellen er kontroversielle mekanistisk relevansen av modellen og nødvendigheten for sentrale venøs access, som er utfordrende spesielt i mindre dyr modeller. I Sammendrag, OAI-indusert lunge skade fører til reproduserbar resultater i små og store dyr, og dermed representerer en tilpasset modell for å studere ARDS. Likevel er videre forskning nødvendig for å finne en modell som etterligner alle deler av ARDS og mangler problemene knyttet til de ulike modellene eksisterende i dag.

Introduction

Akutt respiratory distress syndrom (ARDS) er en intensiv pleie syndrom som har vært grundig studert siden første beskrivelsen ca 50 år siden1. Denne forskningen førte til en bedre forståelse av i patofysiologien og forårsaker utvikling av ARDS resulterer i bedre pasientomsorg og utfallet2,3. Likevel dødelighet hos pasienter som lider av ARDS er fortsatt svært høy med ca 35-40%4,5,6. Det faktum at ca 10% av ICU innleggelser og 23% av ICU pasienter som krever mekanisk ventilasjon er ARDS understreker relevansen for videre forskning i dette feltet.

Dyremodeller er mye brukt i forskning for å undersøke pathophysiologic endringer og potensielle behandlingsmetoder for ulike sykdommer. Komplekse ARDS er det ingen enkelt dyremodell å etterligne denne sykdommen, men forskjellige modeller som representerer ulike aspekter7. En veletablert modell er oljesyre injeksjon (OAI)-indusert lungen skade. Denne modellen har blitt brukt i en rekke dyr, inkludert mus8, rotter9, griser10, hundene11og sauer12. Oljesyre er en umettede fettsyrer og vanligste fettsyrer i kroppen av friske mennesker13. Det finnes i human plasma celle membraner og fettvev13. Fysiologisk, er det bundet til albumin mens det er gjennomført gjennom blodet13. Økte nivåer av fettsyrer i blodet er forbundet med ulike patologi og alvorlighetsgraden av noen sykdommer korrelerer med serum fettsyrer nivåer13. Oljesyre ARDS-modellen ble utviklet i et forsøk på å gjengi ARDS forårsaket av lipid embolism sett i traumer pasienter14. Oljesyre har direkte virkninger på medfødte immunsystemet reseptorer i lungene13 og utløsere nøytrofile akkumulering15, inflammatorisk megler produksjon16og celle død13. Fysiologisk induserer oljesyre raskt utvikle hypoksemi, økning i pulmonal arteriell press og akkumulering av ekstravaskulær overvåking av lunge vann. Videre medfører arteriell hypotensjon og hjerteinfarkt depresjon7. Ulempene med denne modellen er nødvendigheten for sentrale venøs tilgang, tvilsom mekanistisk relevansen og potensielle dødelige fremgangen skyldes rask hypoksemi og kardiale depresjon. Fordelen med denne modellen i forhold til andre modeller er brukervennlighet i små og store dyr, gyldig reproduserbarhet av patofysiologiske mekanismer i ARDS, akutt utbruddet av ARDS etter injeksjon av oljesyre, og muligheten til å studere isolert ARDS uten systemisk betennelse som i modeller mange andre sepsis7. I følgende artikkel, vi gir en detaljert beskrivelse av oljesyre-indusert lunge skaden i griser og gi representant data betegner stabiliteten av kompromisser lungefunksjonen. Det finnes forskjellige protokoller for OAI-indusert lungen skade. Protokollen gitt her er kjøpedyktig pålitelig indusere akutt lungen skade.

Protocol

Alle dyreforsøk beskrevet her er godkjent av institusjonelle og statlige dyr omsorg (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Tyskland; godkjenningsnummer G14-1-077) og ble utført i samsvar med retningslinjene i den Europeiske og tyske samfunnet for laboratoriet dyr. Forsøkene ble utført i bedøvet mannlig griser (sus scrofa domestica) 2-3 måneder gammel, på 27-29 kg. 1. anestesi, intubasjon og mekanisk ventilasjon Holde tilbake mat til 6 h før anestesi reduserer risik…

Representative Results

Pão2/FiO2-synker etter fraksjonert oljesyre (figur 1). I presentert studien var 0.185 ± 0,01 ml kg-1 oljesyre nødvendig for induksjon av lungen skade. Alle dyrene viste en svekket oksygenering etter induksjon av lunge skader, med varianter i ytterligere tiden kurs. I dyr 1 og 3 forble på ett nivå med små svingninger; dyr 2 observert en subtil, etterfulgt av en nedgang på slutten, mens dyr 4 viser en konstant vekst. Like…

Discussion

Denne artikkelen beskriver en metode for oljesyre-indusert lungen skade som modell for å studere ulike aspekter av alvorlig ARDS. Det finnes også andre protokoller med forskjellige emulsjoner, ulike injeksjon områder og forskjellige temperaturer den emulsjon23,24,25,26,27,28 ,29. Vår me…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne vil takke Dagmar Dirvonskis utmerket kundestøtte.

Materials

3-way-stopcock blue Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden 394602
3-way-stopcock red Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden 394605
Atracurium Hikma Pharma GmbH , Martinsried 4262659
Canula 20 G Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain 301300
Datex Ohmeda S5 GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland
Desinfection Schülke & Mayr GmbH, Germany 104802
Endotracheal tube Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia 112482
Endotracheal tube introducer Rüsch 5033062
Engström Carestation GE Heathcare, Madison USA
Fentanyl Janssen-Cilag GmbH, Neuss
Gloves Paul Hartmann, Germany 9422131
Incetomat-line 150 cm Fresenius, Kabi Germany GmbH 9004112
Ketamine Hameln Pharmaceuticals GmbH
Laryngoscope Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia 671067-000020
Logical pressure monitoring system Smith- Medical Germany GmbH MX9606
Logicath 7 Fr 3-lumen 30cm Smith- Medical Germany GmbH MXA233x30x70-E
Masimo Radical 7 Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA
Mask for ventilating dogs Henry Schein, Germany 730-246
Neofox Kit Ocean optics Largo, FL USA NEOFOX-KIT-PROBE
Norepinephrine Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH 73016
Oleic acid Applichem GmbH Darmstadt, Germany 1,426,591,611
Original Perfusor syringe 50ml Luer Lock B.Braun Melsungen AG, Germany 8728810F
PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA 744F75
Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideport Arrow international inc. Reading, PA, USA AK-07903
Perfusor FM Braun B.Braun Melsungen AG, Germany 8713820
Potassium chloride Fresenius, Kabi Germany GmbH 6178549
Propofol 2% Fresenius, Kabi Germany GmbH
Saline B.Braun Melsungen AG, Germany
Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem Sonosite Bothell, WA, USA
Stainless Macintosh Size 4 Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia 670000
Sterofundin B.Braun Melsungen AG, Germany
Stresnil 40mg/ml Lilly Germany GmbH, Abteilung Elanco Animal Health
Syringe 10 mL Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain 309110
Syringe 2 mL Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain 300928
Syringe 20 mL Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain 300296
Syringe 5 mL Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain 309050
venous catheter 22G B.Braun Melsungen AG, Germany 4269110S-01

References

  1. Ashbaugh, D. G., Bigelow, D. B., Petty, T. L., Levine, B. E. Acute respiratory distress in adults. The Lancet. 2 (7511), 319-323 (1967).
  2. Brower, R. G., et al. Ventilation with lower tidal volumes as compared with traditional tidal volumes for acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. The New England Journal of Medicine. 342 (18), 1301-1308 (2000).
  3. Briel, M., et al. Higher vs lower positive end-expiratory pressure in patients with acute lung injury and acute respiratory distress syndrome: systematic review and meta-analysis. JAMA. 303 (9), 865-873 (2010).
  4. Bellani, G., et al. Epidemiology, Patterns of Care, and Mortality for Patients With Acute Respiratory Distress Syndrome in Intensive Care Units in 50 Countries. JAMA. 315 (8), 788-800 (2016).
  5. Chiumello, D., et al. Respiratory support in patients with acute respiratory distress syndrome: an expert opinion. Critical Care. 21 (1), 240 (2017).
  6. Barnes, T., Zochios, V., Parhar, K. Re-examining Permissive Hypercapnia in ARDS: A Narrative Review. Chest. , (2017).
  7. Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (3), 379-399 (2008).
  8. Kobayashi, K., et al. Thromboxane A2 exacerbates acute lung injury via promoting edema formation. Scientific Reports. 6, 32109 (2016).
  9. Tian, X., Liu, Z., Yu, T., Yang, H., Feng, L. Ghrelin ameliorates acute lung injury induced by oleic acid via inhibition of endoplasmic reticulum stress. Life Sciences. , (2017).
  10. Kamuf, J., et al. Endexpiratory lung volume measurement correlates with the ventilation/perfusion mismatch in lung injured pigs. Respiratory Research. 18 (1), 101 (2017).
  11. Du, G., Wang, S., Li, Z., Liu, J. Sevoflurane Posttreatment Attenuates Lung Injury Induced by Oleic Acid in Dogs. Anesthesia & Analgesia. 124 (5), 1555-1563 (2017).
  12. Prat, N. J., et al. Low-Dose Heparin Anticoagulation During Extracorporeal Life Support for Acute Respiratory Distress Syndrome in Conscious Sheep. Shock. 44 (6), 560-568 (2015).
  13. Goncalves-de-Albuquerque, C. F., Silva, A. R., Burth, P., Castro-Faria, M. V., Castro-Faria-Neto, H. C. Acute Respiratory Distress Syndrome: Role of Oleic Acid-Triggered Lung Injury and Inflammation. Mediators of Inflammation. 2015, (2015).
  14. Schuster, D. P. ARDS: clinical lessons from the oleic acid model of acute lung injury. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 149 (1), 245-260 (1994).
  15. Goncalves-de-Albuquerque, C. F., et al. Oleic acid induces lung injury in mice through activation of the ERK pathway. Mediators of Inflammation. 2012, 956509 (2012).
  16. Ballard-Croft, C., Wang, D., Sumpter, L. R., Zhou, X., Zwischenberger, J. B. Large-animal models of acute respiratory distress syndrome. The Annals of Thoracic Surgery. 93 (4), 1331-1339 (2012).
  17. O’Driscoll, B. R., et al. BTS guideline for oxygen use in adults in healthcare and emergency settings. Thorax. 72, 90 (2017).
  18. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments. (52), 2652 (2011).
  19. Russ, M., et al. Lavage-induced Surfactant Depletion in Pigs As a Model of the Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS). Journal of Visualized Experiments. (115), 53610 (2016).
  20. Brower, R. G., et al. Higher versus lower positive end-expiratory pressures in patients with the acute respiratory distress syndrome. The New England Journal of Medicine. 351 (4), 327-336 (2004).
  21. Hartmann, E. K., et al. Influence of respiratory rate and end-expiratory pressure variation on cyclic alveolar recruitment in an experimental lung injury model. Critical Care. 16 (1), (2012).
  22. Hartmann, E. K., et al. Inhalation therapy with the synthetic TIP-like peptide AP318 attenuates pulmonary inflammation in a porcine sepsis model. BMC Pulmonary Medicine. 15, 7 (2015).
  23. Julien, M., Hoeffel, J. M., Flick, M. R. Oleic acid lung injury in sheep. Journal of Applied Physiology. 60 (2), 433-440 (1986).
  24. Wiener-Kronish, J. P., et al. Relationship of pleural effusions to increased permeability pulmonary edema in anesthetized sheep. Journal of Clinical Investigation. 82 (4), 1422-1429 (1988).
  25. Yahagi, N., et al. Low molecular weight dextran attenuates increase in extravascular lung water caused by ARDS. American Journal of Emergency Medicine. 18 (2), 180-183 (2000).
  26. Eiermann, G. J., Dickey, B. F., Thrall, R. S. Polymorphonuclear leukocyte participation in acute oleic-acid-induced lung injury. The American Review of Respiratory Disease. 128 (5), 845-850 (1983).
  27. Townsley, M. I., Lim, E. H., Sahawneh, T. M., Song, W. Interaction of chemical and high vascular pressure injury in isolated canine lung. Journal of Applied Physiology. 69 (5), 1657-1664 (1990).
  28. Young, J. S., et al. Sodium nitroprusside mitigates oleic acid-induced acute lung injury. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (1), 224-227 (2000).
  29. Katz, S. A., et al. Catalase pretreatment attenuates oleic acid-induced edema in isolated rabbit lung. Journal of Applied Physiology. 65 (3), 1301-1306 (1988).
  30. El-Haddad, H., Jang, H., Chen, W., Soubani, A. O. Effect of ARDS Severity and Etiology on Short-Term Outcomes. Respiratory Care. 62 (9), 1178-1185 (2017).
  31. Wang, H. M., Bodenstein, M., Markstaller, K. Overview of the pathology of three widely used animal models of acute lung injury. European Surgical Research. 40 (4), 305-316 (2008).
check_url/57783?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Kamuf, J., Garcia-Bardon, A., Ziebart, A., Thomas, R., Rümmler, R., Möllmann, C., Hartmann, E. K. Oleic Acid-Injection in Pigs As a Model for Acute Respiratory Distress Syndrome. J. Vis. Exp. (140), e57783, doi:10.3791/57783 (2018).

View Video