Summary

Minimaal invasieve embryo transfer en embryo verglazing bij de optimale embryo fase in konijnen model

Published: May 16, 2019
doi:

Summary

Assisted reproductieve technieken (ARTs) worden voortdurend geëvalueerd om de resultaten te verbeteren en de daaraan verbonden Risico’s te verminderen. Dit manuscript beschrijft een minimaal invasieve embryotransfer procedure met een efficiënt cryopreservatie protocol dat het gebruik van konijnen als een ideaal dierlijk model van menselijke voortplanting toelaat.

Abstract

Geassisteerde reproductieve technieken (kunst), zoals in vitro embryocultuur of embryo cryopreservatie, beïnvloeden natuurlijke ontwikkelingspatronen met perinatale en postnatale gevolgen. Om de onschadelijkheid van kunst toepassingen te waarborgen, zijn studies in dierlijke modellen noodzakelijk. Bovendien, als een laatste stap, embryo ontwikkeling studies vereisen evaluatie van hun vermogen om op volledige termijn gezonde nakomelingen te ontwikkelen. Hier, embryotransfer naar de baarmoeder is onmisbaar voor het uitvoeren van een ARTs-gerelateerde experiment.

Het konijn is gebruikt als een modelorganisme om de voortplanting van zoogdieren te bestuderen voor meer dan een eeuw. In aanvulling op haar verwantschap nabijheid van de menselijke soort en de geringe omvang en lage onderhoudskosten, het heeft belangrijke reproductieve kenmerken zoals geïnduceerde ovulatie, een chronologie van de vroege embryonale ontwikkeling vergelijkbaar met de mens en een korte dracht die ons toelaten om de gevolgen van de kunst toepassing gemakkelijk te bestuderen. Bovendien worden kunst (zoals intracytoplasmatische spermainjectie, embryocultuur, of cryopreservatie) toegepast met geschikte efficiency in deze soort.

Met behulp van de laparoscopische embryotransfer techniek en de cryopreservatie protocol gepresenteerd in dit artikel, beschrijven we 1) hoe embryo’s overdracht door middel van een eenvoudige, minimaal invasieve techniek en 2) een effectief protocol voor de lange termijn opslag van konijn embryo’s om tijd-flexibele logistieke capaciteiten te bieden en de mogelijkheid om het monster te vervoeren. De resultaten verkregen na de overdracht van konijn embryo’s in verschillende ontwikkelingsstadia geven aan dat morula is de ideale fase voor konijn embryo herstel en overdracht. Zo is een oviductal embryotransfer vereist, rechtvaardigen de chirurgische procedure. Bovendien, konijn morulae zijn met succes verglaasd en Laparoscopisch overgedragen, waaruit de effectiviteit van de beschreven technieken.

Introduction

Met de doelstellingen van het omzeilen van menselijke onvruchtbaarheid of de verbetering van de verspreiding van vee van hoge genetische waarde en het behoud van dierlijke genetische hulpbronnen, een reeks technieken gezamenlijk genoemd ondersteunde reproductie technologieën, zoals superovulatie, in vitro fertilisatie, embryocultuur, of cryopreservatie, werden ontwikkeld1,2. Momenteel worden hormonale behandelingen gegeven aan de eierstokken te stimuleren en produceren een groot aantal antral ovariële follikels1. Oöcyten verzameld uit deze follikels kunnen worden gerijpt, bevrucht, en ontwikkeld in vitro totdat ze ofwel gecryopreserveerde of overgedragen aan surrogaat moeders3. Echter, tijdens deze behandelingen, gameten en zygoten worden blootgesteld aan een reeks van niet-fysiologische processen die kunnen vereisen embryo aanpassing om te overleven in deze omstandigheden4,5. Deze aanpassing is mogelijk door de vroege embryo-plasticiteit, waardoor embryo veranderingen in genexpressie en ontwikkelings programmering6. Echter, deze wijzigingen kunnen invloed hebben op de daaropvolgende stadia van de ontwikkeling van embryo’s tot volwassenheid, en het is nu algemeen aanvaard dat methoden, timing, cryopreservatie procedure of cultuur voorwaarden tonen verschillende resultaten op embryo Fate7 , 8. Daarom is het gebruik van goed gekenmerkte diermodellen onvermijdelijk om de specifieke geïnduceerde effecten van kunst te verhelderen.

De eerste gedocumenteerde levende geboorte als gevolg van de overdracht van zoogdier embryo’s vond plaats in 18909. Vandaag, embryotransfer (ET) naar een surrogaat vrouwtje is een cruciale stap in het bestuderen van de kunst-geïnduceerde effecten tijdens de pre-implantatie op de daaropvolgende embryo ontwikkeling stadia10. ET de technieken hangen van de grootte en de anatomische structuur van elk dier af. In het geval van grote dierlijke modellen, is het mogelijk geweest om ET door transcervicale niet-chirurgische ET technieken uit te voeren, maar in kleiner-grootte soorten katheterisatie van de cervix is complexer en de chirurgische technieken worden vaak gebruikt11. Echter, chirurgische ET kan leiden tot bloedingen die implantatie en embryo ontwikkeling kunnen schaden, als het bloed kan binnenvallen de baarmoeder lumen, waardoor embryo Death10. Transcervicale niet-chirurgische et technieken worden nog steeds toegepast bij mensen, bavianen, runderen, varkens en muizen12,13,14,15,16,17, maar chirurgische ETS worden nog steeds gebruikt in soorten zoals geiten, schapen of andere dieren die extra moeilijkheden veroorzaken10,18,19,20,21, zoals konijnen (twee onafhankelijke cervices) of muizen (kleine grootte). Niettemin, chirurgische overdracht methoden hebben de neiging geleidelijk te zijn vervangen door minder invasieve methoden. Endoscopie werd gebruikt voor de overdracht van embryo’s, bijvoorbeeld bij konijnen, varkens en kleine herkauwers18,19,20. Deze minimaal invasieve endoscopie methoden kunnen worden gebruikt voor de overdracht van embryo’s in de ampulla via de infundibulum, die essentieel is bij konijnen en heeft aangetoond gunstige effecten in sommige soorten20. Dit is gebaseerd op het belang van de juiste dialoog tussen embryo en moeder tijdens vroege embryonale stadia in de eileider. Zoals hierboven vermeld, het embryo remodeling dat plaatsvindt in konijnen tijdens de embryo migratie door de eileider is van essentieel belang voor het bereiken van embryo’s kunnen inplanteren22,23.

Grotere dierlijke modellen, zoals runderen, zijn interessant, omdat de biochemische en pre-implantatie functies zijn vergelijkbaar met die in de menselijke soort24. Nochtans, zijn de grote dieren te duur om in inleidende proeven te gebruiken, en de knaagdieren worden beschouwd als een ideaal model (76% modelorganismen zijn knaagdieren) voor laboratoriumonderzoek25. Niettemin, het konijn model biedt een aantal voordelen ten opzichte van knaagdieren in reproductieve studies, zoals sommige reproductieve biologische processen tentoongesteld door de mens zijn meer vergelijkbaar in konijnen dan die in muizen. De mens en de konijnen presenteren een gelijkaardige chronologische embryonale genoom activering, gastrulation en hemochorial placenta structuur. Bovendien is het gebruiken van konijnen het mogelijk om de nauwkeurige timing van bemesting en zwangerschapsstadia te kennen toe te schrijven aan hun veroorzaakte ovulatie25. Konijn levenscycli zijn kort, de voltooiing van de zwangerschap in 31 dagen en het bereiken van de puberteit op ongeveer 4-5 maanden; het dier is gemakkelijk te hanteren vanwege zijn volgzaam en niet-agressief gedrag, en het onderhoud is zeer zuinig in vergelijking met de kosten van grotere dieren. Bovendien is het van cruciaal belang te vermelden dat konijnen hebben een duplex baarmoeder met twee onafhankelijke baarmoederhals11,25. Dit plaatst het konijn in een preferentiële positie, aangezien de embryo’s van de verschillende experimentele groepen in het zelfde dier, maar in een verschillende baarmoeder hoorn kunnen worden overgebracht. Dit stelt ons in staat om zowel experimentele effecten te vergelijken, het verminderen van de moeder factor van de resultaten.

Vandaag, niet-chirurgische ET methoden zijn niet in gebruik in konijn. Sommige studies uitgevoerd in de late jaren ‘ 90 met behulp van een transcervicale et techniek resulteerde in lage leverings percentages variërend van 5,5% tot 20,0%11,26 versus 50-65% door chirurgische methoden, waaronder de laparoscopie procedure beschreven door Besenfelder en brem18. De lage slaagpercentages van deze niet-chirurgische ET methoden in konijnen samenvallen met het ontbreken van de noodzakelijke embryo remodeling in de eileider, die wordt vermeden in transcervicale ET. Hier beschrijven we een effectieve minimaal invasieve laparoscopische ET procedure met behulp van konijnen als een modelorganisme. Deze techniek biedt een model voor verder voortplantings onderzoek bij grote dieren en mensen.

Omdat de konijnen een bijzonder smal tijdvenster voor embryo implantatie hebben, vereist ET in deze soort een hoge graad van synchronie tussen de ontwikkelingsfase van het embryo in ET en de fysiologische status van de ontvanger27. In sommige gevallen, na een reproductieve behandeling die embryo ontwikkeling (zoals in vitro cultuur) vertraagt of het endometrium ontvankelijkheid (zoals superovulatie behandelingen) verandert, is er geen synchronie tussen het embryo en de moeder baarmoeder. Deze situaties kunnen een negatieve invloed hebben op het resultaat. Om te reageren in deze context, beschrijven we een effectief konijn morula verglazing protocol dat ons in staat stelt te pauzeren, organiseren en hervatten van de experimenten. Dit proces is logistiek wenselijk voor reproductieve studies en geeft ons de capaciteit voor lange termijn opslag van embryo’s, waardoor hun vervoer. De laparoscopische procedure en cryopreservatie strategieën zorgen voor een betere planning van studies met minder dieren. Onze methodologie biedt dus hygiënische en economische voordelen en voldoet aan het concept van de 3V (vervanging, reductie en verfijning) van dier onderzoek met als doel de menselijke behandeling van proefdieren te verbeteren. Aldus, met deze methodes, vormen de konijnen een ideaal modelorganisme voor in vivo reproductieve analyses.

Protocol

Alle in deze studie gebruikte experimentele procedures werden uitgevoerd overeenkomstig richtlijn 2010/63/EU-EEG voor dierproeven en werden door het ethische Comité voor experimenten met dieren van de Universitat Politècnica de València beoordeeld en goedgekeurd. Spanje (onderzoek code: 2015/VSC/PEA/00170). XGD, FMJ, MPVC en JSV heeft een autorisatie certificaat afgegeven door de regering van Valencia om te experimenteren op dieren. XGD is gemachtigd om in situ toezicht te houden op het welzijn en de verzorging van de…

Representative Results

Minimaal invasieve laparoscopische overdracht van verse of verglaasd embryo’s plaatst het konijn onder de beste modeldieren voor reproductieve studies. Tabel 1 toont de resultaten van Fresh et in verschillende ontwikkelingsstadia (Figuur 4) van overgebrachte embryo’s. De overlevingskans bij de geboorte (percentage van de embryo’s die resulteren in een pup) bleek de werkzaamheid van de laparoscopische techniek beschreven in dit document. De ho…

Discussion

Sinds het eerste gedocumenteerde levende geboorte geval van overgebrachte embryo’s9, zijn deze techniek en de konijn soorten essentieel in reproductieve studies geworden. Daarnaast vereisen embryo-onderzoek met manipulatie, productie, cryopreservatie, enz. , als laatste stap de evaluatie van de embryo capaciteit voor het opwekken van gezonde nakomelingen op volle termijn. Daarom is embryotransfer techniek onmisbaar13,28. In de loo…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd ondersteund door fondsen van het ministerie van economie en concurrentievermogen van Spanje (AGL2017-85162-c2-1-R) en Generalitat Valencia Research Programme (PrometeoII 2014/036). Engelse tekstversie herzien door N. Macowan English language service

Materials

Bovine Serum Albumin (BSA) VWR 332
Buprenorphine hydrochloride Alvet Escartí 626 To be ordered by a licensed veterinarian.
Buserelin Acetate Sigma Aldrich B3303
Clorhexidine digluconate soap Alvet Escartí 0265DCCJ500B
Clorhexidine digluconate solution Alvet Escartí 0265DCCA500B
CO2 Air Liquide 99921 CO2 N48.
CO2 Incubator Fisher scientific 15385194
Dimethyl Sulfoxide Sigma Aldrich W387509
Dulbecco’s phosphate-buffered saline (DPBS) Sigma Aldrich D5773 Without calcium chloride.
Electric razor Oster Golden A5 078005-140-002
Endoscope camera Optomic Spain S.A OP-714
Endoscope trocar with silicone leaflet valve Karl Storz Endoscopia Ibérica S.A. 30114GK Lightweight trocar model.
Enrofloxacin Alvet Escartí 9993046 To be ordered by a licensed veterinarian.
Epicraneal needle 23G Alvet Escartí 514056353 Smaller needles can be also used.
Epidural catheter Vygon corporate 187.10
Epidural needle Vygon corporate 187.10
Ethylene Glycol Sigma Aldrich 102466-M
Eye ointment Alvet Escartí 5273
Ketamine hydrochloride Alvet Escartí 184 To be ordered by a licensed veterinarian.
Laparoscopy equipment Karl Storz Endoscopia Ibérica S.A. 26003 AA Hopkins® Laparoscope, 0º-mm straight-viewing laparoscope, 30-cm length, 5-mm working channel.
Light source Optomic Spain S.A Fibrolux 250
Liquid Nitrogen Air Liquide P1505XXX
Mechanical CO2 insufflator Karl Storz Endoscopia Ibérica S.A. Endoflator®
Meloxicam Alvet Escartí 9993501 To be ordered by a licensed veterinarian.
Petri dishes, 35-mm Sigma Aldrich CLS430165-500EA
Plastic dressing (Nobecutan) IBOR medica 7140028
Plastic Straw 0.25 mL IMV – technologies 6431
Povidone iodide solution Alvet Escartí 02656DPYS500S
Scissors ROBOZ RS-5880 Any regular surgical grade steel small straight scissors will work.
Silicone tube for insufflator Karl Storz Endoscopia Ibérica S.A. 20400040
Stereomicroscope Leica MZ16F There are cheaper options such as Leica MZ8 or Nikon SMZ-10 or SMZ-2B, to name a few.
Sterile Gloves Alvet Escartí 087GL010075
Sterile gown Alvet Escartí 12261501
Sterile mask Alvet Escartí 058B15924B
Straw Plug IMV – technologies 6431
Sucrose Sigma Aldrich S7903
Syringe, 1-mL Fisher scientific 11750425
Syringe, 5-mL Fisher scientific 11773313
Urinary catheter IMV – technologies 17722
Waterbath RAYPA BAE-4
Xylazine Alvet Escartí 525225 To be ordered by a licensed veterinarian.
Rabbits Universitat Politècnica de València Line A Other maternal lines, such as Line V or Line HP can be used.

References

  1. Chen, M., Heilbronn, L. K. The health outcomes of human offspring conceived by assisted reproductive technologies (ART). Journal of Developmental Origins of Health and Disease. 8 (4), 388-402 (2017).
  2. Lavara, R., Baselga, M., Marco-Jiménez, F., Vicente, J. S. Embryo vitrification in rabbits: Consequences for progeny growth. Theriogenology. 84 (5), 674-680 (2015).
  3. Sirard, M. A. The influence of in vitro. fertilization and embryo culture on the embryo epigenetic constituents and the possible consequences in the bovine model. Journal of Developmental Origins of Health and Disease. 8 (4), 411-417 (2017).
  4. Feuer, S. K., Rinaudo, P. F. Physiological, metabolic and transcriptional postnatal phenotypes of in vitro. fertilization (IVF) in the mouse. Journal of Developmental Origins of Health and Disease. 8 (4), 403-410 (2017).
  5. Jiang, Z., et al. Genetic and epigenetic risks of assisted reproduction. Best Practice & Research: Clinical Obstetrics & Gynaecology. 44, 90-104 (2017).
  6. Fleming, T. P., Velazquez, M. A., Eckert, J. J. Embryos, DOHaD and David Barker. Journal of Developmental Origins of Health and Disease. 6 (5), 377-383 (2015).
  7. Sparks, A. E. Human embryo cryopreservation-methods, timing, and other considerations for optimizing an embryo cryopreservation program. Seminars in Reproductive Medicine. 33 (2), 128-144 (2015).
  8. Swain, J. E. Optimal human embryo culture. Seminars in Reproductive Medicine. 33 (2), 103-117 (2015).
  9. Heape, W. Preliminary note on the transplantation and growth of mammalian ova within a uterine foster-mother. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 48, 457-459 (1890).
  10. Bermejo-Alvarez, P., Park, K. E., Telugu, B. P. Utero-tubal embryo transfer and vasectomy in the mouse model. Journal of Visualized Experiments. (84), e51214 (2014).
  11. Kidder, J. D., Roberts, P. J., Simkin, M. E., Foote, R. H., Richmond, M. E. Nonsurgical collection and nonsurgical transfer of preimplantation embryos in the domestic rabbit (Oryctolagus cuniculus) and domestic ferret (Mustela putorius furo). Journal of Reproduction and Fertility. 116 (2), 235-242 (1999).
  12. Tıras, B., Cenksoy, P. O. Practice of embryo transfer: recommendations during and after. Seminars in Reproductive Medicine. 32 (4), 291-296 (2014).
  13. Cui, L., et al. Transcervical embryo transfer in mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 53 (3), 228-231 (2014).
  14. Moreno-Moya, J. M., et al. Complete method to obtain, culture, and transfer mouse blastocysts nonsurgically to study implantation and development. Fertility and Sterility. 101 (3), e13 (2014).
  15. Hasler, J. F. Forty years of embryo transfer in cattle: a review focusing on the journal Theriogenology, the growth of the industry in North America, and personal reminisces. Theriogenology. 81 (1), 152-169 (2014).
  16. Bauer, C. The baboon (Papio sp.) as a model for female reproduction studies. Contraception. 92 (2), 120-123 (2015).
  17. Martinez, E. A., et al. Nonsurgical deep uterine transfer of vitrified, in vivo-derived, porcine embryos is as effective as the default surgical approach. Science Reports. 5, 10587 (2015).
  18. Besenfelder, U., Brem, G. Laparoscopic embryo transfer in rabbits. Journal of Reproduction and Fertility. 99, 53-56 (1993).
  19. Besenfelder, U., Mödl, J., Müller, M., Brem, G. Endoscopic embryo collection and embryo transfer into the oviduct and the uterus of pigs. Theriogenology. 47 (5), 1051-1060 (1997).
  20. Besenfelder, U., Havlicek, V., Kuzmany, A., Brem, G. Endoscopic approaches to manage in vitro and in vivo embryo development: use of the bovine oviduct. Theriogenology. 73 (6), 768-776 (2010).
  21. Fonseca, J. F., et al. Nonsurgical embryo recovery and transfer in sheep and goats. Theriogenology. 86 (1), 144-151 (2016).
  22. Denker, H. W. Structural dynamics and function of early embryonic coats. Cells Tissues Organs. 166, 180-207 (2000).
  23. Marco-Jiménez, F., López-Bejar, M. Detection of glycosylated proteins in rabbit oviductal isthmus and uterine endometrium during early embryo development. Reproduction in Domestic Animals. 48 (6), 967-973 (2013).
  24. Ménézo, Y. J., Hérubel, F. Mouse and bovine models for human IVF. Reproductive BioMedicine Online. 4 (2), 170-175 (2002).
  25. Fischer, B., Chavatte-Palmer, P., Viebahn, C., Navarrete Santos, A., Duranthon, V. Rabbit as a reproductive model for human health. Reproduction. 144 (1), 1-10 (2012).
  26. Besenfelder, U., Strouhal, C., Brem, G. A method for endoscopic embryo collection and transfer in the rabbit. Zentralbl Veterinarmed A. 45 (9), 577-579 (1998).
  27. Daniel, N., Renard, J. P. Embryo transfer in rabbits. Cold Spring Harbor Protocols. 2010 (1), (2010).
  28. Saenz-de-Juano, M. D., et al. Vitrification alters rabbit foetal placenta at transcriptomic and proteomic level. Reproduction. 147 (6), 789-801 (2014).
  29. Green, M., Bass, S., Spear, B. A device for the simple and rapid transcervical transfer of mouse embryos eliminates the need for surgery and potential post-operative complications. Biotechniques. 47 (5), 919-924 (2009).
  30. Duan, X., Li, Y., Di, K., Huang, Y., Li, X. A nonsurgical embryo transfer technique in mice. Sheng Wu Gong Cheng Xue Bao. 32 (4), 440-446 (2016).
  31. Denker, H. W., Gerdes, H. J. The dynamic structure of rabbit blastocyst coverings. I. Transformation during regular preimplantation development. Anatomy and Embryology. 157, 15-34 (1979).
  32. Seidel, G. E., Bowen, R. A., Kane, M. T. In vitro fertilization, culture and transfer of rabbit ova. Fertility and Sterility. 27, 861-870 (1976).
  33. Binkerd, P. E., Anderson, G. B. Transfer of cultured rabbit embryos. Gamete Research. 2, 65-73 (1979).
  34. Murakami, H., Imai, H. Successful implantation of in vitro cultured rabbit embryos after uterine transfer: a role for mucin. Molecular Reproduction and Development. 43, 167-170 (1996).
  35. Techakumphu, M., Wintenberger-Torrèsa, S., Sevelleca, C., Ménézo, Y. Survival of rabbit embryos after culture or culture/freezing. Animal Reproduction Science. 13 (3), 221-228 (1987).
  36. Gitzelmann, C. A., et al. Cell-mediated immune response is better preserved by laparoscopy than laparotomy. Surgery. 127 (1), 65-71 (2000).
  37. Huang, S. G., Li, Y. P., Zhang, Q., Redmond, H. P., Wang, J. H., Wang, J. Laparotomy and laparoscopy diversely affect macrophage-associated antimicrobial activity in a murine model. BMC Immunology. 14, 27 (2013).
  38. Marco-Jiménez, F., Jiménez-Trigos, E., Almela-Miralles, V., Vicente, J. S. Development of Cheaper Embryo Vitrification Device Using the Minimum Volume Method. Public Library of Science One. 11 (2), e0148661 (2016).
  39. Marco-Jiménez, F., Jiménez-Trigos, E., Lavara, R., Vicente, J. S. Generation of live offspring from vitrified embryos with synthetic polymers supercool X-1000 and Supercool Z-1000. CryoLetters. 35, 286-292 (2014).
  40. Marco-Jiménez, F., Jiménez-Trigos, E., Lavara, R., Vicente, J. S. Use of cyclodextrins to increase cytoplasmic cholesterol in rabbit embryos and their impact on live KITs derived from vitrified embryos. Cryoletters. 35, 320-326 (2014).
  41. Marco-Jiménez, F., Lavara, R., Jiménez-Trigos, E., Vicente, J. S. In vivo development of vitrified rabbit embryos: Effects of vitrification device, recipient genotype, and asynchrony. Theriogenology. 79 (7), 1124-1129 (2013).
  42. Vicente, J. S., et al. Rabbit morula vitrification reduces early foetal growth and increases losses throughout gestation. Cryobiology. 67, 321-326 (2013).
  43. Viudes-de-Castro, M. P., Marco-Jiménez, F., Cedano-Castro, J. I., Vicente, J. S. Effect of corifollitropin alfa supplemented with or without Lh on ovarian stimulation and embryo viability in rabbit. Theriogenology. 98, 68-74 (2017).
  44. Saenz-de-Juano, M. D., et al. Vitrification alters at transcriptomic and proteomic level rabbit foetal placenta. Reproduction. 147, 789-801 (2014).
  45. Saenz-de-Juano, M. D., Marco-Jimenez, F., Viudes-de-Castro, M. P., Lavara, R., Vicente, J. S. Direct comparison of the effects of slow freezing and vitrification on late blastocyst gene expression, development, implantation and offspring of rabbit morulae. Reproduction in Domestic Animals. 49, 505-511 (2014).
  46. Lavara, R., Baselga, M., Marco-Jiménez, F., Vicente, J. S. Long-term and transgenerational effects of cryopreservation on rabbit embryos. Theriogenology. 81, 988-992 (2014).
  47. Saenz-de-Juano, M. D., Marco-Jiménez, F., Vicente, J. S. Embryo transfer manipulation cause gene expression variation in blastocysts that disrupt implantation and offspring rates at birth in rabbit. European Journal of Obstetrics & Gynecology and Reproductive Biology. 207, 50-55 (2016).
  48. Roque, M., Valle, M., Kostolias, A., Sampaio, M., Geber, S. Freeze-all cycle in reproductive medicine: current perspectives. JBRA Assisted Reproduction. 21 (1), 49-53 (2017).
  49. Tsunoda, Y., Soma, T., Sugie, T. Effect of post-ovulatory age of recipient on survival of frozen-thawed rabbit morulae. Journal of Reproduction and Fertility. 65 (2), 483-487 (1982).
  50. Vanderzwalmen, P., et al. Births after vitrification at morula and blastocyst stages: effect of artificial reduction of the blastocoelic cavity before vitrification. Human Reproduction. 17 (3), 744-751 (2002).
  51. Lavara, R., Baselga, M., Vicente, J. S. Does storage time in LN2 influence survival and pregnancy outcome of vitrified rabbit embryos?. Theriogenology. 76 (4), 652-657 (2011).
check_url/58055?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Garcia-Dominguez, X., Marco-Jimenez, F., Viudes-de-Castro, M. P., Vicente, J. S. Minimally Invasive Embryo Transfer and Embryo Vitrification at the Optimal Embryo Stage in Rabbit Model. J. Vis. Exp. (147), e58055, doi:10.3791/58055 (2019).

View Video