Summary

Lunge fiksering under konstant tryk for evaluering af emfysem i mus

Published: September 26, 2019
doi:

Summary

Præsenteret her er en nyttig protokol for lunge fiksering, der skaber en stabil tilstand for histologisk evaluering af lunge prøver fra en musemodel af emfysem. Den største fordel ved denne model er, at det kan fastsætte mange lunger med samme konstante tryk uden lungekollaps eller deflation.

Abstract

Emfysem er et signifikant træk ved kronisk obstruktiv lungesygdom (KOL). Undersøgelser, der involverer en emphysematous musemodel, kræver optimal lunge fiksering for at producere pålidelige histologiske prøver af lungerne. På grund af arten af Lundens strukturelle sammensætning, som hovedsagelig består af luft og væv, der er en risiko for, at det kollapser eller presses under fikserings processen. Forskellige lunge fikserings metoder findes, som hver har sine egne fordele og ulemper. Den lunge fikserings metode præsenteret her udnytter konstant tryk for at muliggøre optimal vævs evaluering for undersøgelser ved hjælp af en emphysematous mus lunge model. Den største fordel er, at det kan fastsætte mange lunger med samme tilstand på én gang. Lunge prøver er fremstillet af kroniske cigaretrøg-udsatte mus. Lunge fiksering udføres ved hjælp af specialiseret udstyr, der muliggør produktion af konstant tryk. Dette konstante tryk opretholder lungerne i en forholdsvis oppustet tilstand. Således, denne metode genererer en histologisk prøve af lungerne, der er egnet til at evaluere cigaretrøg-induceret mild emfysem.

Introduction

COPD er en af de førende verdensomspændende dødsårsager1. Cigaretrøg er den vigtigste årsag til KOL, men mekanismerne i patogenesen forbliver ufuldstændigt defineret. COPD udviser to hovedkarakteristika, herunder progressiv begrænsning af luftstrømmen og en unormal inflammatorisk reaktion i lungerne. Emphysematous lidelse forekommer hyppigt i lungerne hos KOL-patienter2. De patologiske fund af emfysem er karakteriseret ved alveolær væg ødelæggelse3. Flere dyrearter er blevet anvendt til at frembringe COPD-modeller in vivo (dvs. hunde, marsvin, aber og gnavere)4. Men, musen er blevet den mest almindeligt anvendte i opbygningen af COPD modeller. Dette har mange fordele, herunder dens lave omkostninger, evne til at blive genetisk modificeret, omfattende genomisk information tilgængelighed, tilgængelighed af antistoffer, og evnen til at bruge en række muse stammer5. I øjeblikket er der ingen musemodel, der kan efterligne de fulde funktioner i human COPD; således skal de enkelte forskere vælge, hvilken model der er mest egnet til den specifikke KOL forskning6. Den emphysematous musemodel er en af mange COPD musemodeller, der i øjeblikket er tilgængelige. Yderligere modeller omfatter eksacerbations musemodel, systemisk Co-morbiditeter model, og COPD følsomhed model7.

Den emphysematous musemodel kan genereres af flere typer af eksogene agenter, herunder kemiske agenser og cigaretrøg eksponering4. Kemisk eksponering (f. eks. til elastase) producerer en alvorlig type emfysem, mens cigaretrøg resulterer i mild emfysem8,9. Cigaretrøg menes at være den vigtigste årsag til patogenesen af KOL; Derfor er valget af cigaretrøg som et middel til at skabe en COPD musemodel er rimelig10. Mange undersøgelser har brugt cigaretrøg til at skabe emfysem i musen. For eksempel, Nikula et al. held skabt en emphysematous musemodel fra B6C3F1 hunmus ved at udsætte dem for cigaretrøg i 7 eller 13 måneder11. Vi har også etableret en emphysematous musemodel via senescens markør protein/SMP-30 KO-mus12. Det er afgørende at udføre en lunge fiksering metode, der kan korrekt visualisere denne milde emfysem model ved cigaretrøg eksponering.

Der er etableret forskellige metoder til lunge fiksering13. Men, der er ingen guld standardmetode til lunge væv fiksering til evaluering af emfysem14. Flere undersøgelser fra dette laboratorium har vist, at fikserings systemet præsenteret her er nyttigt ved at skabe en stabil tilstand for evaluering af emfysem12,15,16,17,18. Den største fordel ved det nuværende system er, at det kan fastsætte mange lunger med samme tilstand på én gang uden lungekollaps eller deflation. Det nuværende lunge fikseringssystem bruger noget særligt udstyr, der gør det muligt at oppustet lunge prøver ved et passende konstant tryk i en given periode. Dette specialudstyr består af tre dele, herunder en nedre beholder, øvre beholder og pumpe. Lunge prøver anbringes i den nedre beholder, der er forbundet med tryk fastgørings midler, hvilket resulterer i en 25 cmH2O trykforskel i niveauet af agenter mellem øvre og nedre beholdere19.

Protocol

Følgende metoder er blevet godkendt af Udvalget for dyrepasning og-brug i Juntendo University School of Medicine. Retningslinjerne for korrekt gennemførelse af dyreforsøg, videnskabelige råd i Japan, juni 1, 2006 blev fulgt. Der er tre vigtigste trin i denne metode: 1) mus dissektion, 2) lunge exsanguination, og 3) fiksering af lungevævet bistået af specialiseret udstyr. Typisk behandles lunge prøver til nedstøbning efter 48 h fiksering12,15,<s…

Representative Results

Som beskrevet tidligere, kan det specialiserede udstyr, som genererer forlænget konstant tryk, opdeles i tre dele (figur 3A). Den nederste del er det punkt, hvor lunge prøven skal indsættes (figur 4A). Lungerne er forbundet via en kanyle (20 G) til spidsen af formalin flow ved hjælp af en trevejs stophane (figur 4B). Der dannes tryk fra de forskellige overflade niveauer af fastg…

Discussion

Fikserings proceduren for gnavere lunger præsenteret her er ikke roman; Dette system har dog flere fordele. For det første kan det løse mange lunger (maksimum på 20) med samme tilstand på én gang. Foreningen af toksikologisk patologi hedder det, at trykket for tyngdekraften instillation varierer fra 22 – 25 cmH2O22. Flere undersøgelser har især udført lunge fiksering ved et tryk på 25 CMH2O13,19,</sup…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbejde blev delvist støttet af JSPS KAKENHI Grant nummer 26461199 (T. Sato) og instituttet for miljø-og kønsspecifik medicin, Juntendo University Graduate School of Medicine, Tilskudsnummer E2920 (T. Sato). Funder havde ingen rolle i udformningen af de nuværende metoder og i at skrive manuskriptet.

Materials

10% formalin (formalin neutral buffer solution) Wako 060-01667
Bent forceps Hammacher HSC187-11
Cannula, size 20G Terumo SR-FS2032
Cannula, size 22G Terumo SR-OT2225C Cannula to exsanguinate lung
Forceps Hammacher HSC184-10
Kimtowel Nippon Paper Crecia (Kimberly Clark) 61000
Kimwipe Nippon Paper Crecia (Kimberly Clark) 62011
Lower container (acrylic glass material) Tokyo Science Custom-made Pressure equipment component
Roller pump Nissin Scientific Corp NRP-75 Pump machine to exsanguinate lung
Roller pump RP-2000 Eyela (Tokyo Rikakikai Co. Ltd) 160200 Pressure equipment pump
Silicone tube Ø 9 mm Sansyo 94-0479 Pressure equipment component
Somnopentyl (64.8 mg/mL) Kyoritsu Seiyaku SOM02-YA1312 Pentobarbital Sodium
Surgical scissor Hammacher HSB014-11
Suture thread, size 0 Nescosuture GA01SW
Syringe, 1 mL Terumo SS-01T
Syringe, 1 ml with needle Terumo SS-01T2613S
Syringe, 10 mL Terumo SS-10ESZ
Three-way stopcock Terumo TS-TR1K01
Upper container (acrylic glass material) Tokyo Science Custom-made Pressure equipment component

References

  1. Vogelmeier, C. F., et al. Global strategy for the diagnosis, management, and prevention of chronic obstructive lung disease 2017 report. GOLD Executive Summary. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (5), 557-582 (2017).
  2. Pauwels, R. A., Rabe, K. F. Burden and clinical features of chronic obstructive pulmonary disease (COPD). Lancet. 364 (9434), 613-620 (2004).
  3. Spurzem, J. R., Rennard, S. I. Pathogenesis of COPD. Seminars in Respiratory and Critical Care Medicine. 26 (2), 142-153 (2005).
  4. Vlahos, R., Bozinovski, S., Gualano, R. C., Ernst, M., Anderson, G. P. Modelling COPD in mice. Pulmonary Pharmacology and Therapeutics. 19 (1), 12-17 (2006).
  5. Vlahos, R., Bozinovski, S. Recent advances in pre-clinical mouse models of COPD. Clinical Science (Lond). 126 (4), 253-265 (2014).
  6. Stevenson, C. S., Belvisi, M. G. Preclinical animal models of asthma and chronic obstructive pulmonary disease. Expert Review of Respiratory Medicine. 2 (5), 631-643 (2008).
  7. Stevenson, C. S., Birrell, M. A. Moving towards a new generation of animal models for asthma and COPD with improved clinical relevance. Pharmacology and Therapeutics. 130 (2), 93-105 (2011).
  8. Vandivier, R. W., Ghosh, M. Understanding the Relevance of the Mouse Cigarette Smoke Model of COPD: Peering through the Smoke. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 57 (1), 3-4 (2017).
  9. Wright, J. L., Cosio, M., Churg, A. Animal models of chronic obstructive pulmonary disease. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (1), L1-L15 (2008).
  10. Rennard, S. I., Togo, S., Holz, O. Cigarette smoke inhibits alveolar repair: a mechanism for the development of emphysema. Proceedings of the American Thoracic Society. 3 (8), 703-708 (2006).
  11. Nikula, K. J., et al. A mouse model of cigarette smoke-induced emphysema. Chest. 117, 246S-247S (2000).
  12. Sato, T., et al. Senescence marker protein-30 protects mice lungs from oxidative stress, aging, and smoking. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 174 (5), 530-537 (2006).
  13. Braber, S., Verheijden, K. A., Henricks, P. A., Kraneveld, A. D., Folkerts, G. A comparison of fixation methods on lung morphology in a murine model of emphysema. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 299 (6), L843-L851 (2010).
  14. Hsia, C. C., et al. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 181 (4), 394-418 (2010).
  15. Kasagi, S., et al. Tomato juice prevents senescence-accelerated mouse P1 strain from developing emphysema induced by chronic exposure to tobacco smoke. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 290 (2), L396-L404 (2006).
  16. Koike, K., et al. Complete lack of vitamin C intake generates pulmonary emphysema in senescence marker protein-30 knockout mice. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 298 (6), L784-L792 (2010).
  17. Koike, K., et al. Vitamin C prevents cigarette smoke-induced pulmonary emphysema in mice and provides pulmonary restoration. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 50 (2), 347-357 (2014).
  18. Suzuki, Y., et al. Hydrogen-rich pure water prevents cigarette smoke-induced pulmonary emphysema in SMP30 knockout mice. Biochemical and Biophysical Research Communications. 492 (1), 74-81 (2017).
  19. Saad, M., Ruwanpura, S. M. Tissue Processing for Stereological Analyses of Lung Structure in Chronic Obstructive Pulmonary Disease. Methods in Molecular Biology. 1725, 155-162 (2018).
  20. Thurlbeck, W. M. The internal surface area of nonemphysematous lungs. The American Review of Respiratory Disease. 95 (5), 765-773 (1967).
  21. Saetta, M., et al. Destructive index: a measurement of lung parenchymal destruction in smokers. The American Review of Respiratory Disease. 131 (5), 764-769 (1985).
  22. Renne, R., et al. Recommendation of optimal method for formalin fixation of rodent lungs in routine toxicology studies. Toxicologic Pathology. 29 (5), 587-589 (2001).
  23. Schneider, J. P., Ochs, M. Alterations of mouse lung tissue dimensions during processing for morphometry: a comparison of methods. American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 306 (4), L341-L350 (2014).
  24. Wright, J. L. Relationship of pulmonary arterial pressure and airflow obstruction to emphysema. Journal of Applied Physiology. 74 (3), 1320-1324 (1993).
  25. Wright, J. L., Churg, A. Cigarette smoke causes physiologic and morphologic changes of emphysema in the guinea pig. The American Review of Respiratory Disease. 142 (6 Pt 1), 1422-1428 (1990).
  26. Thurlbeck, W. M. Internal surface area and other measurements in emphysema. Thorax. 22 (6), 483-496 (1967).
  27. Wright, J. L., et al. Airway remodeling in the smoke exposed guinea pig model. Inhalation Toxicology. 19 (11), 915-923 (2007).
  28. Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research. Journal of Visualized Experiments. (102), e52964 (2015).
  29. Roos, A. B., Berg, T., Ahlgren, K. M., Grunewald, J., Nord, M. A method for generating pulmonary neutrophilia using aerosolized lipopolysaccharide. Journal of Visualized Experiments. (94), (2014).
  30. Laucho-Contreras, M. E., Taylor, K. L., Mahadeva, R., Boukedes, S. S., Owen, C. A. Automated measurement of pulmonary emphysema and small airway remodeling in cigarette smoke-exposed mice. Journal of Visualized Experiments. (95), 52236 (2015).
  31. Nakanishi, Y., et al. Clarithromycin prevents smoke-induced emphysema in mice. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 179 (4), 271-278 (2009).
  32. Maeno, T., et al. CD8+ T Cells are required for inflammation and destruction in cigarette smoke-induced emphysema in mice. Journal of Immunology. 178 (12), 8090-8096 (2007).
  33. Sato, M., et al. Optimal fixation for total preanalytic phase evaluation in pathology laboratories: a comprehensive study including immunohistochemistry, DNA, and mRNA assays. Pathology International. 64 (5), 209-216 (2014).
check_url/58197?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Karasutani, K., Baskoro, H., Sato, T., Arano, N., Suzuki, Y., Mitsui, A., Shimada, N., Kodama, Y., Seyama, K., Fukuchi, Y., Takahashi, K. Lung Fixation under Constant Pressure for Evaluation of Emphysema in Mice. J. Vis. Exp. (151), e58197, doi:10.3791/58197 (2019).

View Video