Summary

Presentazione di un Gene Knockout direttamente nello stadio Amastigote di Trypanosoma cruzi Utilizzando il sistema CRISPR/Cas9

Published: July 31, 2019
doi:

Summary

Qui, descriviamo un protocollo per introdurre un knockout genico nell’amastigote extracellulare di Trypanosoma cruzi, usando il sistema CRISPR/Cas9. Il fenotipo della crescita può essere seguito sia dal conteggio cellulare della coltura degli amastigote axenico, sia dalla proliferazione degli amastigoti intracellulari dopo l’invasione delle cellule ospiti.

Abstract

Trypanosoma cruzi è un parassita protozoo patogeno che causa la malattia di Chagas principalmente in America Latina. Al fine di identificare un nuovo bersaglio farmacologico contro T. cruzi, è importante convalidare l’essenzialità del gene bersaglio nello stadio dei mammiferi del parassita, l’amastigote. Gli amastigoti di T. cruzi si replicano all’interno della cellula ospite; quindi, è difficile condurre un esperimento ad eliminazione diretta senza passare attraverso altre fasi di sviluppo. Recentemente, il nostro gruppo ha segnalato una condizione di crescita in cui l’amastigote può replicare axenically per un massimo di 10 giorni senza perdere le sue proprietà amastigote-like. Utilizzando questa coltura amastigote ascia temporale, abbiamo introdotto con successo i gRNA direttamente nell’amastigote che esprime Cas9 per causare eliminazioni genetiche e analizzato i loro fenotipi esclusivamente nella fase di amastigote. In questo rapporto, descriviamo un protocollo dettagliato per produrre amastigoti extracellulari derivati in vitro e per utilizzare la coltura ascia in un esperimento di knockout mediato da CRISPR/Cas9. Il fenotipo di crescita degli amastigoti knockout può essere valutato sia dai conteggi cellulari della coltura axenica, sia dalla replicazione dell’amastigote intracellulare dopo l’invasione delle cellule ospiti. Questo metodo bypassa la differenziazione dello stadio parassita normalmente coinvolto nella produzione di un amastigote transgenico o knockout. L’utilizzo della cultura amastigote ascia temporale ha il potenziale per espandere la libertà sperimentale di studi specifici dello stadio in T. cruzi.

Introduction

Trypanosoma cruzi è l’agente causale della malattia di Chagas, prevalente principalmente in America Latina1. T. cruzi ha fasi del ciclo di vita distintive mentre viaggia tra un vettore di insetti e un ospite di mammiferi2. T. cruzi si replica come un epimastigote nel midgut di un insetto di triatomina succhiasangue e si differenzia in una trypomastigote metaciclica infettiva nel suo intestino posteriore prima di essere depositato su un ospite umano o animale. Una volta che il trypomastigote entra nel corpo ospite attraverso il sito del morso o attraverso una membrana mucosa, il parassita invade una cellula ospite e si trasforma in una forma rotonda senza flagelli chiamata amastigote. L’amastigote si replica all’interno della cellula ospite e alla fine si differenzia in trypostigote, che esce dalla cellula ospite ed entra nel flusso sanguigno per infettare un’altra cellula ospite.

Dal momento che gli agenti chemioterapici attualmente disponibili, benznidazolo e nifurtimox, causano effetti collaterali negativi e sono inefficaci nella fase cronica della malattia3, è di grande interesse identificare nuovi bersagli farmacologici contro T. cruzi. Negli ultimi anni, il sistema CRISPR/Cas9 è diventato un potente strumento per eseguire efficacemente l’abbattimento genico in T. cruzi, sia per trasfezione di plasmide separate o singole contenenti gRNA e Cas94, con espressione stabile di Cas9 e successiva introduzione di gRNA5,6,7 o modello di trascrizione di gRNA8, o per elettroporazione del complesso gRNA/Cas9 RNP preformato7,9. Questo progresso tecnologico è molto previsto per accelerare la ricerca sul target farmacologico nella malattia di Chagas.

Per procedere con lo sviluppo del farmaco, è fondamentale convalidare l’essenzialità del gene bersaglio o l’efficacia dei composti candidati al farmaco nell’amastigote di T. cruzi, in quanto è la fase di replicazione del parassita nell’ospite dei mammiferi. Tuttavia, questo è un compito impegnativo, perché gli amastigoti non possono essere manipolati direttamente a causa della presenza di una cellula ospite ostruttiva. In Leishmania, un parassita protozoo strettamente imparentato con T. cruzi, è stato sviluppato un metodo di coltura amastigote axenico ed è stato utilizzato nei prelievi di farmaci10,11,12, 13.Sebbene vi siano alcune discrepanze nella suscettibilità ai composti tra amastigoti axenici e amastigoti intracellulari14, la capacità di mantenere comunque la cultura ascia fornisce preziosi strumenti sperimentali per studiare la biologia di base della fase clinicamente rilevante della Leishmania15,16. Nel caso di T. cruzi, le pubblicazioni riguardanti la presenza di amastigotes extracellulari naturali (EA)17 e la produzione in vitro di EA17,18,19 risalgono a decenni fa. Inoltre, EA è noto per avere una capacità infettiva20, anche se inferiore a quella di trypomastigote, e il meccanismo di invasione dell’ospite amastigote è stato chiarito negli ultimi anni (rivisto da Bonfim-Melo et al.21). Tuttavia, a differenza della Leishmania, EA non era stato utilizzato come strumento sperimentale in T. cruzi, soprattutto perché EA era stato considerato come un parassita intracellulare obbligato, e quindi non era stato considerato come “forma replicativa” in un pratico senso.

Recentemente, il nostro gruppo ha proposto di utilizzare EA di T. cruzi come cultura axenica temporale22. Gli amastigotes del ceppo T. cruzi Tulahuen possono replicarsi senza cellule ospiti nel mezzo LIT a 37 gradi centigradi per un massimo di 10 giorni senza un grave deterioramento o perdita di proprietà simili ad amastigote. Durante il periodo di crescita senza ospiti, EA è stata utilizzata con successo per l’espressione genica esogena mediante elettroporazione convenzionale, l’analisi della titolazione dei farmaci con composti tributo e il knockout mediato da CRISPR/Cas9 seguito dal monitoraggio del fenotipo della crescita. In questo rapporto, descriviamo il protocollo dettagliato per produrre EA derivato in vitro e per utilizzare l’amastigote ascia negli esperimenti con knockout.

Protocol

NOT:</ Una panoramica dell’intero flusso sperimentale è illustrata nella Figura 1. Figura 1: Panoramica dell’esperimento a eliminazione diretta tramite EA. I trypomastigoti derivati dalla coltura dei tessuti vengono raccolti e differenziati in EA. gRNA viene trafitto in amastigoti che esprimono Cas9 per elet…

Representative Results

Isolamento dei trypostigotes con la procedura di swim-out Per raccogliere nuove prove da contaminanti vecchi EA con procedura di nuoto fuori, pellet cellulari devono essere incubati almeno per 1 h. Incubare i pellet per più di 2 h non aumenta significativamente il numero di trypostigotes nuotare nella soluzione ( Figura 2B). In questo particolare esperimento, la percentuale di trypomastigote nella miscela iniziale era del 38% e la percentuale dop…

Discussion

Abbiamo dimostrato che la cultura ascia di T. cruzi amastigotes può essere utilizzata nel knockout genico mediato da CRISPR/Cas9, elettropolando gRNA direttamente nell’EA che esprime Cas9. In questo modo, l’essenzialità del gene bersaglio specificamente nella fase amastigote può essere valutata senza passare attraverso altre fasi di sviluppo.

Un altro aspetto benefico della trasfezione dell’amastigote è la convenienza nel test di un gran numero di geni bersaglio. Una volta stabili…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato supportato in parte da JSPS KAKENHI Grant numero 18K15141 a Y.T.

Materials

20% formalin solution FUJIFILM Wako Pure Chemical 068-03863 fixing cells
25 cm2 double seal cap culture flask AGC Techno Glass 3100-025
75 cm2 double seal cap culture flask AGC Techno Glass 3110-075
All-in One Fluorescence Microscope Keyence BZ-X710
Alt-R CRISPR-Cas9 crRNA (for Control) IDT custom made target sequence = GGACGGCACCTTCATCTACAAGG
Alt-R CRISPR-Cas9 crRNA (for TcCGM1) IDT custom made target sequence = TAGCCGCGATGGAGAGTTTATGG
Alt-R CRISPR-Cas9 crRNA (for TcPAR1) IDT custom made target sequence = CGTGGAGAACGCCATTGCCACGG
Alt-R CRISPR-Cas9 tracrRNA IDT 1072532 to anneal with crRNA
Amaxa Nucleofector device LONZA AAN-1001 electroporation
Basic Parasite Nucleofector Kit 2 LONZA VMI-1021 electroporation
BSA Sigma-Aldrich A3294 component of the medium for in-vitro amastigogenesis
Burker-Turk disposable hemocytometer Watson 177-212C cell counting
Coster 12-well Clear TC-Treated Multiple Well Plates Corning 3513
DMEM FUJIFILM Wako Pure Chemical 044-29765 culture medium
Fetal bovine serum, Defined Hyclone SH30070.03 heat-inactivate before use
G-418 Sulfate Solution FUJIFILM Wako Pure Chemical 077-06433 selection of transformant
Hemin chloride Sigma-Aldrich H-5533 component of LIT medium
Hoechst 33342 Thermo Fisher Scientific H3570 staining of nuclei
Liver infusion broth, Difco Becton Dickinson 226920 component of LIT medium
MES FUJIFILM Wako Pure Chemical 349-01623 component of the medium for in-vitro amastigogenesis
PBS (–) FUJIFILM Wako Pure Chemical 166-23555
Propidium Iodide Sigma-Aldrich P4864-10ML staining of dead cells
RPMI 1646 Sigma-Aldrich R8758 medium for metacyclogenesis

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Cite This Article
Akutsu, Y., Doi, M., Furukawa, K., Takagi, Y. Introducing a Gene Knockout Directly Into the Amastigote Stage of Trypanosoma cruzi Using the CRISPR/Cas9 System. J. Vis. Exp. (149), e59962, doi:10.3791/59962 (2019).

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