Summary
Aqui, descrevemos um método detalhado para edição de genes sem costura em células-tronco pluripotentes humanas usando um plasmídeo doador baseado em piggyBac e o mutante Cas9 nickase. Duas mutações pontuais foram introduzidas no éxon 8 do locus do fator nuclear 4 alfa do hepatócito (HNF4α) em células-tronco embrionárias humanas (hESCs).
Abstract
Endonucleases personalizadas, como as Repetições Palindrômicas Curtas Regularmente Interespaçadas Agrupadas (CRISPR)-Cas9 guiadas por RNA, permitem a edição eficiente do genoma em células de mamíferos. Aqui descrevemos procedimentos detalhados para editar perfeitamente o genoma do locus do fator nuclear 4 alfa do hepatócito (HNF4α) como um exemplo em células-tronco pluripotentes humanas. Combinando um plasmídeo doador à base de piggyBac e o mutante CRISPR-Cas9 nickase em uma seleção genética de duas etapas, demonstramos o direcionamento correto e eficiente do locus HNF4α.
Introduction
As células-tronco pluripotentes humanas (hPSCs) representam uma fonte ilimitada de células somáticas para a pesquisa ou para a clínica1. A segmentação de genes em hPSCs oferece um método poderoso para estudar a função gênica durante a especificação celular e entender os mecanismos da doença. Embora existam métodos eficientes de edição de genoma, modificar genes em hPSCs permanece tecnicamente desafiador. O direcionamento padrão de genes por recombinação homóloga em hPSCs ocorre em baixa frequência ou é mesmo indetectável em alguns genes 2, e o direcionamento de genes estimulado por quebra de fita dupla de DNA (DSB) (denominado edição de genes) é, portanto, necessário nessas células 2,3. Além disso, a transfecção de hPSCs e a subsequente clonagem unicelular não são muito eficientes, embora a apoptose associada a uma única célula possa ser reduzida com o uso do inibidor da proteína quinase associada ao Rho (ROCK)4. Finalmente, as potenciais mutações no alvo e fora do alvo no gene de interesse também podem ser problemáticas. Portanto, um protocolo confiável é essencial para fazer alterações genéticas personalizadas em hPSCs.
A tecnologia CRISPR (Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats) guiada por RNA e a proteína 9 (Cas9) associada à CRISPR são agora uma ferramenta bem estabelecida na edição de genes. O RNA CRISPR transcrito (crRNA) e um RNA transativador (tracrRNA) formam o RNA guia único (sgRNA), que se complexa com a proteína Cas9 permitindo a clivagem específica do gene5. O sistema CRISPR/Cas9 é programável, alterando uma sequência de guia de 20 pb do sgRNA, o que significa que quase qualquer locus que atenda ao requisito de motivo adjacente ao protoespaçador (PAM) pode ser editado. No entanto, o tipo selvagem Cas9 pode tolerar algumas incompatibilidades entre sua sequência de guia e um alvo de DNA, o que pode causar efeitos indesejados fora do alvo. Para melhorar sua especificidade, um mutante nickase (Cas9n) foi desenvolvido. Um Cas9n contendo mutação D10A ou N863A possui apenas um domínio nuclease funcional e, como resultado, só pode cortar o DNA em uma fita. Um par de Cas9n adequadamente espaçado e orientado pode efetivamente induzir DNA DSB e os efeitos fora do alvo são drasticamente reduzidos6. Para garantir uma modificação eficiente do Cas9n, foi demonstrado que dois sgRNA Cas9n devem ser idealmente colocados com um deslocamento de -4 a 20 pb e sempre criar uma saliência de 5'6.
O DSB induzido por Cas9(n)-sgRNA pode ser utilizado para edição de genoma em hPSCs 7,8. Pode criar nocaute de genes através de reparo de junção final não homóloga, ou introduzir modificação genética através de reparo dirigido por homologia (HDR) se um molde de DNA do doador estiver presente. O protocolo aqui descrito utiliza um plasmídeo doador baseado em transposon piggyBac (ou vetor alvo) para HDR, no qual um marcador de resistência a medicamentos é flanqueado pelas repetições invertidas de transposon. A vantagem dessa abordagem inclui triagem eficiente e edição de genes sem costura, como demonstrado primeiramente por Yusa et al.9,10. O de seleção de fármacos permite o enriquecimento de células com o vetor integrado, que são posteriormente rastreadas por PCR de junção para identificar aquelas derivadas por HDR. Além disso, o de seleção de drogas pode ser posicionado para substituir as sequências-alvo para a clivagem Cas9(n), de modo que nenhuma outra quebra de DNA ocorra após o HDR, eliminando assim as mutações "on" do alvo resultantes da reclivagem Cas9(n). Além disso, ao explorar a excisão precisa catalisada pela transposase piggyBac, o marcador de seleção é então extirpado do genoma sem deixar uma cicatriz. Apenas a sequência endógena original de ATT para inserção de piggyBac permanece após a remoção do marcador de seleção de drogas9. Mesmo que os sítios TTAA tenham de ser criados através da introdução de substituições, as hipóteses de perturbação dos elementos regulamentares são reduzidas em comparação com outros métodos10.
Aqui descrevemos procedimentos detalhados para implementar a edição contínua do genoma em hPSCs. Combinando um plasmídeo doador à base de piggyBac e o mutante CRISPR-Cas9 nickase em uma seleção genética de duas etapas, introduzimos duas mutações pontuais predeterminadas no gene11 do fator nuclear de hepatócitos 4 alfa (HNF4α). Essa abordagem é confiável e eficiente, e tem permitido análises aprofundadas dos importantes papéis desempenhados pelo HNF4α na especificação de endodermes e hepatócitos a partir de células-tronco pluripotentes humanas11.
Protocol
1. Projetando e construindo plasmídeos de expressão CRISPR/Cas9n-sgRNA
- Procure por sequências de guia de 20 pb diretamente a montante de qualquer 5'-NGG perto do local a ser modificado. Um par de RNAs de guia única (sgRNAs) é necessário quando a Cas9 nickase (Cas9n) de Streptococcus pyogenes é usada. O par de sgRNAs deve ser capaz de gerar saliências de 5' ao cortar com um deslocamento de -4 a 20 pb6.
- Ordem oligos necessários e vetor pSpCas9n-2A-puro.
- Clone sgRNA no vetor pSpCas9n para co-expressão com Cas9n seguindo o protocolo publicado12.
2. Projetando e construindo um vetor de segmentação baseado em piggyBac
- Baixe a sequência do gene alvo e procure um site TTAA perto do local a ser modificado.
NOTA: A distância entre o site TTAA e o site a ser modificado deve ser a menor possível. Se dentro da sequência de codificação e nenhum sítio TTAA estiver presente dentro de uma distância de 100 pb, é necessário introduzir um fazendo substituições de nucleotídeos sinônimos. - Projetar braços de homologia (AHs) e incorporar mutações pontuais desejadas nos HAs. O comprimento ideal dos AHs deve ser de cerca de 500 - 1200 pb.
NOTA: Recomenda-se introduzir substituições de nucleotídeos sinônimos para mutar a sequência PAM, a fim de evitar uma potencial reclivagem de Cas9n. - Construa o vetor de direcionamento final seguindo um protocolo estabelecido10.
NOTA: No vetor de segmentação usado aqui, um de seleção puro-deltaTK acionado por promotor PGK é flanqueado por repetições invertidas de transposon.
3. Edição genética de células-tronco pluripotentes humanas
- Manter células-tronco pluripotentes humanas (hPSCs) em uma incubadora umidificada a 37 °C e 5% de CO2 em superfícies recombinantes revestidas com laminina 521 (5 μg/mL) em meio mTeSR113. As células devem atingir 70-85% de confluência após 72 horas após uma proporção de divisão de 1:3.
NOTA: Se presente, remova as células espontaneamente diferenciadas antes da mudança diária do meio, aspirando-as suavemente. - No dia da transfecção, revestir poços suficientes de uma placa de 24 poços com 300 μL da solução de laminina 521 (5 μg/mL) a 37 °C por pelo menos 2 h.
- Remova a solução de revestimento suavemente e adicione 300 μL de meio mTeSR1 fresco suplementado com inibidor de 10 μM ROCK a cada poço e, em seguida, coloque a placa de volta na incubadora para receber as células.
NOTA: Não permita que as placas sequem em nenhum momento quando a solução de revestimento de laminina for removida. - Mova as hPSCs de estoque da incubadora, remova o meio gasto e, em seguida, lave as células uma vez usando 1 mL de DPBS estéril 1x.
- Adicionar 1 mL de reagente de dissociação celular suave a cada poço de uma placa de 6 poços e incubar a 37 °C por 6-8 min para dissociar as células.
NOTA: Bata suavemente na placa e verifique se as células podem se desprender facilmente para decidir se a digestão é longa o suficiente. - Pipete suavemente para cima e para baixo usando uma ponta P1000 para levantar todas as hPSCs.
- Terminar a dissociação adicionando 2 mL de meio mTeSR1 fresco suplementado com inibidor de ROCK de 10 μM (Y-27632) à suspensão celular.
- Misture bem e transfira a suspensão de célula única para um tubo de 50 mL e centrifugar a 200 x g por 3 min à temperatura ambiente.
- Remova o sobrenadante e ressuspenda bem as células em meio mTeSR1 fresco de 2 mL suplementado com inibidor de ROCK de 10 μM.
- Conte as células viáveis usando um hemocitômetro. Use Trypan Blue para manchar e excluir células mortas.
- Transfira 8 x 10 5 a 1 x 106 células vivas para um tubo de1,5 mL para cada reação de nucleofeção e centrifugar a 200 x g por 3 min. Em seguida, aspirar cuidadosamente o sobrenadante.
- Misture 3 μg dos plasmídeos de expressão Cas9n-sgRNA emparelhados e 5 μg de plasmídeo vetorial alvo em 100 μL de solução/suplemento de nucleofeção mista do kit de nucleofeção de células-tronco humanas. Use o plasmídeo de controle GFP do kit e prepare uma mistura de plasmídeos de controle GFP também.
NOTA: É importante fazer uma preparação máxima de todos os plasmídeos para reduzir a contaminação por endotoxinas antes da nucleofecção. A concentração dos plasmídeos deve ser de aproximadamente 1 μg/μL. - Use a mistura de DNA (volume ~111 μL) para ressuspender as células preparadas e transferi-las para uma cubeta de eletroporação (fornecida com o kit de nucleofeção), evitando bolhas.
- Eletroporate as células usando o dispositivo de nucleofeção, selecionando as condições otimizadas para células-tronco pluripotentes humanas.
NOTA: Se estiver usando o kit de nucleofeção para células-tronco pluripotentes humanas pela primeira vez, é necessário testar o programa de eletroporação e escolher o mais eficiente. - Adicionar imediatamente 500 μL de meio fresco e quente a 37 °C mTeSR1 suplementado com inibidor de ROCK de 10 μM às células eletroporosas. Transferir a mistura para 2 poços de uma placa de 24 poços preparada a partir das etapas 3.2 e 3.3.
- Coloque rapidamente a placa de volta à incubadora de 37 °C/5% de CO2 e permita que as células se recuperem.
- 12-16 h depois, mude o meio de manutenção celular. Se as células estabeleceram contato célula-célula, retire o inibidor de ROCK, se não, continue suplementando o meio com o inibidor.
- Entre 24-48 h, verifique a eficiência da nucleofeção examinando a expressão de GFP nas células de controle. As células GFP positivas devem ser de pelo menos 30%.
- 48 h após a nucleofecção, comece a selecionar as células suplementando o meio mTeSR1 com 1 μg/mL de puromicina.
- 72 h após a nucleofecção, complementar o meio mTeSR1 com 0,5 μg/mL de puromicina. Se a confluência celular for inferior a 30%, complemente também o meio com inibidor de ROCK de 10 μM.
- 4-6 dias após a nucleofecção, passagem das células resistentes à puromicina para placas de 10-15 x 96 poços na concentração de 0,8 células / poço.
NOTA: É essencial complementar o meio com inibidor de ROCK de 10 μM e puromicina de 0,5 μg/mL. - Manter essas células a 37 °C/10% de CO2 durante 10-12 dias para formar colónias de células únicas. Recarga média uma vez 7 dias após a semeadura.
NOTA: O aumento do nível de CO2 ajuda as hPSCs individuais a formar colônias a partir de nossa experiência. - Marque os poços contendo uma única colônia e substitua o meio por um meio mTeSR1 fresco contendo 0,5 μg/mL de puromicina, mas sem inibidor de ROCK.
NOTA: A partir deste ponto, as células serão cultivadas sob 37 °C/5% de CO2. - Dois dias depois, troque de meio para poços contendo colônias indiferenciadas. Complemente o meio com inibidor de ROCK de 10 μM e puromicina de 0,5 μg/mL.
NOTA: Em alguns poços, as células podem ter se diferenciado e precisam ser descartadas. - Use pontas de pipeta P2 para raspar as colônias suavemente. Transfira a suspensão celular derivada de uma colônia para 2 novos poços em placas separadas de 96 poços e use um para genotipagem e um para manutenção.
NOTA: É importante manter cuidadosamente as colônias e manter o nível de diferenciação espontânea ao mínimo. - Retirar a placa que contém células para genotipagem quando a confluência na maioria dos poços atingir 50% ou mais. Despeje o meio gasto e, em seguida, lave as células uma vez com DPBS.
- Lise bem as células usando tampão de lise de Bradley e isole o DNA genômico de cada poço na placa seguindo o protocolo associado (https://mcmanuslab.ucsf.edu/protocol/dna-isolation-es-cells-96-well-plate).
- Utilizar um método de PCR de junção de três primers para genótipo os braços de homologia esquerdo e direito de forma independente10.
NOTA: Um esquema mostrando o método de PCR é apresentado na Figura 2. - Envie os produtos de PCR de junção para ambos os braços de homologia de 4-5 colônias para sequenciamento de Sanger e obtenha as sequências.
NOTA: O resultado do sequenciamento de 2 colônias estabelecidas é mostrado na Figura 3A. - Mantenha as colônias com o genótipo correto e descarte o resto.
- Expanda as colônias corretas sob seleção contínua de puromicina e congele-as o mais cedo possível.
4. Remoção do transposon das células-tronco pluripotentes humanas visadas
- Manter uma colônia com genótipo correto sob seleção de puromicina de 0,5 μg/mL.
- Nucleofect 8 x 10 5 a 1 x 106 células com5 μg de transposase hiperativa (pCMV-hiPBase) conforme descrito acima (Secção 3, passos 3.4-3.18). Realize uma nucleofeção de controle de GFP em paralelo.
NOTA: A puromicina deve ser removida do meio mTeSR1 imediatamente após a nucleofecção destas células. - Crescer e rastrear células com o de seleção puro-deltaTK removido seguindo os procedimentos publicados10.
NOTA: É importante seguir os procedimentos originais cuidadosamente. FIAU, ou 1-(2-desoxi-2-fluoro-β-d-arabinofuranosil)-5-iodouracil), foi usado como um análogo da timidina para a seleção negativa baseada em timidina quinase derivada do vírus Herpes simplex (HSV-tk). - Sequencie a região modificada para confirmar a remoção do transposon.
NOTA: O resultado do sequenciamento de 3 colônias estabelecidas é mostrado na Figura 3B. - Mantenha as colônias com o genótipo correto e expanda para uso posterior.
- Realizar caracterização dos marcadores de pluripotência nas colônias escolhidas antes de utilizá-los para posterior análise.
NOTA: A caracterização de duas colônias estabelecidas é mostrada na Figura 4.
Representative Results
Segmentação da estratégia de knock-in baseada em vetores
O gene do fator nuclear de hepatócitos 4 alfa (HNF4α) foi escolhido para a edição do genoma direcionado para introduzir duas mutações pontuais no éxon 8. Um par de Cas9n-sgRNA com deslocamento de 11 pb foi projetado perto do local a ser modificado. O vetor de direcionamento baseado em piggyBac funcionou como o modelo de reparo direcionado por homologia para introduzir as mutações pontuais desejadas. Um 967 bp 5'-HA e um 1142 bp 3'-HA incorporando substituições nucleotídicas sinônimas ou as mutações pontuais desejadas foram amplificados e clonados no vetor alvo final. O local de inserção do piggyBac estava a 16 pb e a 22 pb das duas mutações pontuais desejadas. Colônias contendo o de seleção puro-deltaTK foram selecionadas com puromicina na primeira rodada. Uma vez que o de seleção foi removido por excisão da transposase na segunda rodada, o local alvo foi modificado perfeitamente com apenas as mutações pontuais desejadas incorporadas no gene (Figura 1).
Edição genética em células-tronco pluripotentes humanas
Para a triagem de células corretamente direcionadas, foi utilizado um método de três PCR baseado em primer para genotipagem (Figura 2). O sequenciamento de Sanger foi realizado para confirmar os resultados da PCR (Figura 3A). Após a retirada do de seleção, a região modificada foi sequenciada novamente para confirmar a correta introdução das mutações pontuais desejadas (Figura 3B).
Estabelecimento de colônias e caracterização de células-tronco pluripotentes humanas editadas
Colônias com o genótipo correto foram selecionadas e expandidas conforme necessário. As colônias estabelecidas precisam ser caracterizadas antes de serem usadas para análises posteriores. As células editadas possuem a mesma morfologia que as células parentais (Figura 4A). Eles também expressam marcadores representativos de células-tronco pluripotentes humanas, incluindo fatores de transcrição NANOG e OCT4 (Figura 4 B), bem como marcadores de superfície celular SSEA4 e TRA-1-60 (Figura 4C).
Figura 1: Visando a estratégia de knock-in baseada em vetores11. Um par de plasmídeos de expressão de Cas9n-sgRNA foi usado para induzir a quebra de fita dupla de DNA no éxon 8 do gene HNF4α. Um vetor alvo com de seleção foi usado para introduzir mutações pontuais predeterminadas localizadas a 16 pb e 22 pb de distância. Este de seleção estava contido no transposon piggyBac , consistindo de um marcador de seleção positivo-negativo (puro-deltaTK) acionado por um promotor constitutivamente ativo (PGK). Através da via de reparo dirigida por homologia, as células-alvo incorporaram o de seleção. A excisão de transposon mediada pela transposase resulta em uma modificação contínua com apenas as mutações pontuais presentes. Cruz vermelha indica a localização das mutações pontuais desejadas. AH = braço de homologia; PB = piggyBac; PM = mutação pontual. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Método de PCR baseado em três primers. Para rastrear células-alvo de genes, a genotipagem baseada em PCR foi usada. Três primers, LA-F1, -R1 e -R2 foram utilizados para amplificar a região do braço de homologia esquerda. Independentemente, RA-F1, -F2 e -R1 foram utilizados para amplificar a região do braço de homologia direita. Com base no resultado da eletroforese em gel, as células não direcionadas e as células heterozigotas e homozigotas foram distinguidas umas das outras. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Resultados do sequenciamento de células geneticamente modificadas11. Os produtos de PCR de dois clones foram sequenciados e confirmada a inserção correta do de seleção no locus alvo (A). As repetições terminais invertidas piggyBac (ITR) de 5' e 3' foram ladeadas pelas repetições diretas TTAA. Três clones foram sequenciados após a excisão do transposon (B). Um par de Cas9n-sgRNA com deslocamento de 11 pb foi usado para introduzir a quebra de fita dupla de DNA. Duas mutações pontuais predeterminadas (A a G e A a C) foram introduzidas no gene. Uma mutação sinônima foi introduzida para mutar o motivo protoespaçador-adjacente (PAM), e outra para criar o sítio TTAA necessário para a excisão do piggyBac . Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Caracterização de células-tronco pluripotentes humanas editadas. Morfologia de duas linhagens celulares editadas e das células parentais (A), barra de escala = 100 μm. A expressão dos marcadores pluripotentes de células-tronco NANOG e OCT4 examinados por imunocoloração (B, barra de escala = 50 μm), além de SSEA4 e TRA-1-60 por citometria de fluxo (C) em duas linhagens celulares modificadas e nas células parentais. A IgG foi utilizada como controle negativo. DAPI foi usado para corar o núcleo. As porcentagens foram calculadas como a média de três experimentos independentes. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Discussion
O protocolo aqui descrito pode ser usado para introduzir mutações pontuais predeterminadas em um locus endógeno em hPSCs. A combinação de um vetor alvo à base de piggyBac e plasmídeos de expressão CRISPR/Cas9n pareados mostrou-se confiável e eficiente11. Após a edição do gene HNF4α, 12 dos 43 clones analisados foram corretamente direcionados, conforme determinado pela triagem de PCR de junção. Especificamente, a eficiência de direcionamento bialélico foi de cerca de 21% (9/43) e a eficiência de direcionamento monoalélico foi de cerca de 7% (3/43).
Após os experimentos de segmentação, é crucial manter a seleção de puromicina para manter o locus alvo acessível à transposase piggyBac durante a primeira rodada de triagem. Isso minimizará o silenciamento do de seleção puro-deltaTK acionado pelo promotor PGK e reduzirá o fundo na segunda rodada de triagem10. Um relatório recente mostrou que o promotor CAG é mais resistente ao silenciamento do que o promotor PGK em hPSCs14. Mudar o promotor para o de seleção poderia, portanto, melhorar este sistema no futuro. Também é importante comparar o número de colônias resistentes de células transfectadas com HIPBase e GFP. Após a remoção bem-sucedida do transposon, deve haver mais colônias sobreviventes das células transfectadas com HIPBase do que GFP. Além da análise por PCR da excisão do transposon, o sequenciamento direto da região modificada é necessário para confirmar a fidelidade da excisão.
Com base na estratégia de vetores de segmentação baseada em transposon piggyBac da Yusa 9,10, os procedimentos detalhados acima se concentraram em melhorar a nucleofeção de hPSCs e a eficiência da clonagem de células únicas. A densidade de semeadura celular foi otimizada para reduzir a probabilidade de formação de colônias heterogêneas. Também empregamos cultura de 10 a 12 dias sob 10% de CO2 para aumentar a produção de colônias para triagem de genótipos. Em nossa experiência, cerca de 20 colônias puderam ser obtidas de cada placa de 96 poços. Embora essa etapa possa levar mais tempo do que outros métodos, ela é confiável e altamente eficiente.
Com base na necessidade, os vetores de segmentação podem ser projetados para introduzir ou corrigir mutações pontuais, para criar linhagens celulares repórteres, bem como a expressão gênica knockout. Em conclusão, a combinação do sistema CRISPR/Cas9(n) e um vetor alvo é uma maneira eficiente de fornecer diferentes tipos de hPSCs geneticamente modificadas.
Disclosures
D.C.H é co-fundador, acionista e diretor da Stemnovate Limited.
Acknowledgments
Agradecemos a Kosuke Yusa por compartilhar os plasmídeos pMCS-AAT_PB-PGKpuroTK e pCMV-hyPBase. Agradecemos a Jia-Yin Yang e Karamjit Singh-Dolt por discussões úteis sobre a edição do genoma. O laboratório D.C.H. é apoiado por um prêmio do Chief Scientist Office (TC/16/37) e da Plataforma de Medicina Regenerativa do Reino Unido (MR/L022974/1). Y.W. foi apoiado por uma bolsa de doutorado financiada pelo Conselho Chinês de Bolsas de Estudo e pela Universidade de Edimburgo.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anti-Human SSEA4 PE | eBioscience | 12-8843-42 | |
| Anti-Human TRA-1-60 PE | eBioscience | 11-0159-42 | |
| DPBS | Thermo Fisher Scientific | 14190144 | |
| DPBS with calcium and magnesium | Thermo Fisher Scientific | 14040133 | |
| FIAU | Moravek | M251 | |
| Gentle cell dissociation reagent | Stem Cell Technologies | 07174 | |
| H9 human embryonic stem cells | WiCell | WA09 | |
| Human NANOG antibody | R&D systems | AF1997 | |
| Human OCT4 antibody | Abcam | AB19857 | |
| Human stem cell Nucleofector kit 1 | Lonza | VPH-5012 | |
| Mouse IgG3 isotype control PE | eBioscience | 12-4742-41 | |
| mTeSR1 medium | Stem Cell Technologies | 85850 | |
| Nucleofector 2b device | Lonza | AAB-1001 | |
| pCMV-hyPBase | Wellcome Trust Sanger Institute | N/A | |
| pMCS-AAT_PBPGKpuroTK | Wellcome Trust Sanger Institute | N/A | |
| pSpCas9n(BB)-2A-Puro (PX462) | Addgene | PX462 | |
| Puromycin dihydrochloride | Thermo Fisher Scientific | A11138-03 | |
| QIAprep spin maxiprep kit | Qiagen | 12162 | |
| QIAprep spin miniprep kit | Qiagen | 27106 | |
| Recombinant laminin 521 | BioLamina | LN521 | |
| Trypan blue solution, 0.4% | Thermo Fisher Scientific | 15250061 | |
| Y-27632(Dihydrochloride) | Millipore | SCM075 |
References
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