Summary
Stammzellen werden kontinuierlich als mögliche Behandlungen für Personen mit Myokardschäden untersucht, jedoch kann ihre verminderte Lebensfähigkeit und Retention im verletzten Gewebe ihre langfristige Wirksamkeit beeinträchtigen. In diesem Manuskript beschreiben wir eine alternative Methode zur Stammzellabgabe in einem murinen Modell der Ischämie-Reperfusionsverletzung.
Abstract
Es besteht ein erhebliches Interesse an der Verwendung von Stammzellen (SCs) zur Wiederherstellung der Herzfunktion bei Personen mit Myokardverletzungen. Am häufigsten wird die Herzstammzelltherapie untersucht, indem SCs gleichzeitig mit der Induktion von Myokardverletzungen geliefert werden. Dieser Ansatz weist jedoch zwei wesentliche Einschränkungen auf: Die frühe feindliche pro-inflammatorische ischämische Umgebung kann das Überleben transplantierter SCs beeinflussen, und er stellt nicht das subakute Infarktszenario dar, in dem SCs wahrscheinlich verwendet werden. Hier beschreiben wir eine zweiteilige Reihe von chirurgischen Verfahren zur Induktion von Ischämie-Reperfusionsverletzungen und zur Abgabe von mesenchymalen Stammzellen (MSCs). Diese Methode der Stammzellverabreichung kann für die längere Lebensfähigkeit und Retention um beschädigtes Gewebe ermöglichen, indem die anfängliche Immunantwort umgangen wird. Ein Modell der Ischämie-Reperfusionsverletzung wurde bei Mäusen induziert, begleitet von der Abgabe von mesenchymalen Stammzellen (3,0 x 105), die das Reportergen Firefly Luciferase unter dem konstitutiv exprimierbaren CMV-Promotor, intramyokardiär 7 Tage später, stabil ausdrückten. Die Tiere wurden mittels Ultraschall und biolumineszierender Bildgebung zur Bestätigung von Verletzungen bzw. Injektion von Zellen abgebildet. Wichtig ist, dass bei der Durchführung dieses Zwei-Prozedur-Ansatzes für die SC-Bereitstellung keine zusätzliche Komplikationsrate vorhanden war. Diese Methode der Stammzellverabreichung, zusammen mit der Verwendung von hochmodernen Reportergenen, kann die In-vivo-Studie über die Lebensfähigkeit und Retention transplantierter SCs in einer Situation chronischer Ischämie ermöglichen, die häufig klinisch gesehen wird, und gleichzeitig die anfängliche pro-entzündliche Reaktion umgehen. Zusammenfassend haben wir ein Protokoll für die verzögerte Abgabe von Stammzellen in das Myokard erstellt, das als potenzieller neuer Ansatz zur Förderung der Regeneration des geschädigten Gewebes eingesetzt werden kann.
Introduction
Herz-Kreislauf-Erkrankungen sind nach wie vor die häufigste Ursache für Morbidität und Mortalität weltweit. Es wurde festgestellt, dass kardiale ischämische Ereignisse die Gesamtfunktion des Myokards und der umgebenden Zellen1beeinträchtigen. Nur ̴0,45-1,0% der Kardiomyozyten regenerieren sich jedes Jahr nach Myokardschäden2. Trotz der wachsenden Nachfrage und der inhärenten Fokussierung auf die Entwicklung von Behandlungen, Therapien zur Unterstützung bei der Regeneration von verletztem Gewebe waren schwierig zu etablieren und erfordern noch weitere Optimierung3,4,5. Stammzelltherapien wurden als alternativer Weg eingeführt, um geschädigtes Gewebe nach einem ischämischen Ereignis zu verjüngen; die Weiterentwicklung dieser Therapien wurde jedoch durch das begrenzte Überleben und die Retention der Zellen in einen verletzten Bereich in Frage gestellt6.
Die Mikroumgebung des Herzens nach einem ischämischen Ereignis kann als hypoxisch, prooxidativ und pro-inflammator charakterisiert werden, was feindliche Bedingungen für therapeutische Stammzellen darstellt, um sich zum Überleben anzupassen7,8. Als Immunantwort nach Verletzungen ausgelöst wird, versuchen naive Lymphozyten, Makrophagen, Neutrophilen und Mastzellen, den Schaden zu reparieren, indem sie sterbende Zellen entfernen und den Prozess für die Gewebeumgestaltungmodulieren 9,10,11. Innerhalb der ersten 3 Tage nach der Ischämie ist die Entzündung auf ihrem Höhepunkt mit der Freisetzung von pro-inflammatorischen Zytokinen mit einer hohen Anzahl von Neutrophilen und Monozyten im Bereich10,12. Nach 7 Tagen hat ein Großteil der Entzündung nachgelassen und der Übergang zu reparativen Zellen beginnt und geht weiter, bis die Umgestaltungskaskade abgeschlossen ist, etwa 14 Tage bei Mäusen13. Unsere chirurgische Methode ist ein möglicher alternativer Ansatz für die Einführung von Biologika in das Myokard, um die angeborene Immunantwort nach einer Angeborenen-Reperfusionsverletzung zu umgehen. Gleichzeitig wird es für die Untersuchung von Behandlungen in einem Zustand der subakuten/chronischen Ischämie ermöglichen, bei der es verschiedene Variablen im Vergleich zu akutem Myokardinfarkt zu berücksichtigen gibt.
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Protocol
Die Experimente wurden an weiblichen C57BL/6-Mäusen im Alter von 10-12 Wochen und 20-25 g Körpergewicht durchgeführt. Alle tierischen Verfahren entsprachen den Standards des Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (Institute of Laboratory Animal Resources, National Academy of Sciences, Bethesda, MD, USA) und wurden vom Mayo Clinic College of Medicine Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) genehmigt.
1. Vorbereitung und Intubation
- Autoklaven Sie alle chirurgischen Instrumente vor der Operation. Wenn mehrere Operationen in einer Sitzung durchgeführt werden sollen, reinigen Sie die Instrumente nach jedem Tier und sterilisieren Sie sie mit einem heißen Perlensterilisator.
- Anästhetisieren Sie die Mäuse mit 3,5-4% Isofluran bei 1 L/minO2 in einer Induktionskammer.
- Buprenorphin SR 1 mg/kg (analgetisch) subkutan verabreichen, das Tier wiegen und das Gewicht in das Beatmungsgerät eintragen.
- Rasieren Sie die linke Seite der Brust vom Brustbein auf das Niveau der Schulter und wenden Sie Enthaarungscreme an, um überschüssiges Fell zu entfernen.
- Für das Ischämie-Reperfusionsverfahren den positiven Endexiratoriumsdruck (PEEP) auf dem Beatmungsgerät bei 2cmH2O. Für die verzögerte Injektion von Zellen Verfahren ändern Sie das PEEP auf 3cmH2O Lungenkollaps zu verhindern.
- Intubieren Sie das Tier mit einem 20 G Endotrachealrohr, übertragen Sie es auf ein kontrolliertes Heizkissen, um eine Körpertemperatur von 35-37 °C zu halten.
- Legen Sie die Maus auf ein Beatmungsgerät in seitlicher Recumbency mit Schädelende auf der linken seite und kaudalen Ende auf der rechten Seite.
- Halten Sie die Anästhesie bei 2-2,5% Isofluran bei 1 L/minO2 für den Rest des Verfahrens aufrecht.
- Schrubben Sie den chirurgischen Bereich abwechselnd zwischen Povidon-Jod und Alkoholtupfer dreimal und wenden Sie ophthalmologische Salbe auf beide Augen an.
2. Ischemia-Reperfusionsverletzung
- Mit einem #10 Klingenskalpell machen einen vertikalen Schnitt 2,5 mm rechts von der linken Nippel im Sichtfeld.
- Mit einer Schere durchschneiden Sie die oberflächlichen Muskelschichten, bis die interkostalen Muskeln und Rippen sichtbar sind.
- Beim Heben der Rippen und des umgebenden Gewebes durchschneiden Sie den interkostalen Raum zwischen der 4. und 5. Rippe, und legen Sie dann den Augenlid-Retraktor in den offenen Raum ein.
- Ziehen Sie das Perikard mit gekrümmten Zangen zurück, bewegen Sie die Lunge nach oben und aus dem Blickfeld.
- Visualisieren Sie die Arterie LAD und gehen Sie mit einer 9-0 Nylon-Naht durch das Myokard unter der Arterie 2,5 mm distal zur linken Ohrmuschel und binden Sie einen lockeren quadratischen Knoten.
- 1 cm Polyethylenschläuche schneiden und in den losen Knoten legen.
- Sichern Sie die Naht um den Schlauch, bestätigen Ischämie, dann nach 35 min loslassen.
HINWEIS: Bestätigen Sie Ischämie durch Pallor und ventrikuläre Arrhythmie. - Nach dem Lösen der Ligation und dem Entfernen der Schläuche, warten Sie 5 min, um die Reperfusion des Myokards zu bestätigen.
- Legen Sie ein 24 G I.V. Katheterrohr in die Brusthöhle einen interkostalen Raum rechts von der Öffnung.
- Schließen Sie den interkostalen Schnitt mit einer 6-0 resorbierbaren Naht in einem einfachen unterbrochenen Muster.
- Schließen Sie die Muskelschicht mit einer 6-0 resorbierbaren Naht in einem kontinuierlichen Nahtmuster.
- Nach dem Schließen der oberflächlichen Muskelschicht, entfernen Sie das Brustrohr, während Sie die Luft aus der Brusthöhle mit einer 1 ml Tuberkulinspritze zurückziehen.
- Schließen Sie den Hautschnitt mit einer 6-0 resorbierbaren Naht in einem kontinuierlichen horizontalen Matratzenmuster
HINWEIS: Nylonnähte und ein diskontinuierliches Nahtmuster können auch für die Hautschicht verwendet werden. - 1,5 ml warme Salin subkutan verabreichen und dreifach antibiotische Salbe auf die Einschnittstelle auftragen, um eine Infektion zu verhindern.
- Isofluran ausschalten und das Tier auf 100%O2 durch das Beatmungsgerät atmen lassen, bis es ohne Hilfe kontinuierlich atmen kann.
- Übertragen Sie die Maus in einen bettläktfreien Käfig oder einen Käfig mit überdachtem Bett (Papiertuch oder Drap) auf einem warmen Pad mit einer Temperatur von 35-37 °C, bis sie vollständig wiederhergestellt ist.
3. Maus mesenchymale Stammzelllieferung
HINWEIS: Der Für das Verfahren verwendete Mäusestamm ist eine Inzuchtlinie und gilt als genetisch identisch. Die mesenchymalen Stammzellen wurden von Tieren desselben Stammes gewonnen, und durch Protokolldesign wurde die Immunsuppression nicht induziert1.
- Führen Sie die Vorbereitungs- und Intubationsschritte wie zuvor für das erste Verfahren aus.
- Entfernen Sie die Naht aus der Hautschicht mit Schere und Zange.
- Mit einem #10 Skalpell, machen Einen Schnitt an der gleichen Stelle wie die vorherige Operation.
- Verwenden Sie weiterhin das Skalpell, um Narbengewebe zu durchschneiden, bis Muskelschicht Naht sichtbar ist
- Mit der Schere und Zange entfernen Sie die Naht und schneiden Sie die Muskelschicht auf.
- Visualisieren und entfernen Sie die Nähte, die die Rippen zusammenhalten, und schneiden Sie den Interkostalmuskel aus dem vorherigen Schnitt weiter.
HINWEIS: Die Lunge kann an der Brustwand haften haben, wenn dies geschieht, verwenden Sie stumpfe oder gekrümmte Zangen, um sie sorgfältig zu trennen und loszulassen. - Legen Sie den Augenlid-Retraktor in den interkostalen Raum und lokalisieren Sie den Bereich der vorherigen Ligation.
- Laden Sie die mesenchymalen Stammzellen (3,0 x 105), die in 20 L PBS aufgehängt sind, in eine 30 G Insulinspritze, biegen Sie die Nadel bei Bedarf leicht, damit der richtige Winkel injiziert werden kann.
HINWEIS: Mesenchymale Stammzellen (MSCs) wurden aus dem Fettgewebe von 4-6 Wochen alten C56BL/6-Mäusen isoliert. Frühe Durchgangszellen (p3) wurden mit einem Vektor transduziert, der das Galleifferase-Gen unter dem CMV-Promotor ausdrückte, um eine In-vivo-Zelllebensfähigkeitsüberwachung zu ermöglichen. Adipose-abgeleitete Maus MSC waren durch Durchflusszytometrie gekennzeichnet und die Zellen waren positiv für CD44, CD29, CD90 und CD105, aber negativ für den hämatopoetischen Marker CD4514. Vor der Injektion wurden MSCs für mindestens einen Durchgang kultiviert, um den Verlust von Zellen durch den Auftauprozess zu vermeiden. - Bewegen Sie sich in Richtung von der Spitze in Richtung der Basis des Herzens setzen Sie die Spritze in den Peri-Infarkt-Bereich, bis die Nadelöffnung vollständig innerhalb des Myokards ist.
- Sobald im Inneren langsam injizieren die Zellen in das Myokard, warten Sie 3 s, dann entfernen Sie die Nadel.
- Beobachten Sie das Herz 3 min lang genau, um sicherzustellen, dass keine abnormalen Reaktionen auf die Zellen wie Kammerflimmern auftreten.
- Legen Sie ein 24 G IV Katheterrohr in die Brusthöhle einen interkostalen Raum rechts von der Öffnung.
- Schließen Sie die Interkostal-, Muskel- und Hautschichten und entfernen Sie das Brustrohr nach der gleichen Methode wie das erste Verfahren.
- 1,5 ml warme Salin subkutan verabreichen und dreifach antibiotische Salbe auf die Einschnittstelle auftragen, um eine Infektion zu verhindern.
- Isofluran ausschalten und das Tier durch das Beatmungsgerät auf 100%O2 atmen lassen, bis es ohne Hilfe kontinuierlich atmen kann.
- Übertragen Sie die Maus in einen bettläktfreien Käfig oder einen Käfig mit überdachtem Bett (Papiertuch oder Drap) auf einem warmen Pad mit einer Temperatur von 35-37 °C, bis sie vollständig wiederhergestellt ist.
4. Postoperative Pflege nach beiden Verfahren
- Beobachten Sie das Tier kontinuierlich, bis spontane Atmung, Brustbekehr und normale Bewegung etabliert ist.
- Weiter Beobachtung alle 15-30 min für mindestens 3 h am Tag der Operation.
- Überprüfen Sie die Mäuse auf Wunddehiszenz oder abnorme Schmerzen einmal täglich für 5 Tage, dann 2-3 mal wöchentlich.
- Wenn das Tier nach 72 h nach der Op Anzeichen von Schmerzen (d.h. gewölbter Rücken, minimale Bewegung, Grimassen oder schroffes Fell) zeigt, stellen Sie eine zusätzliche Dosis des Buprenorphin SR-Analgetikums zur Verfügung.
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Representative Results
Die Ischemia-Reperfusionsverletzung wurde bei Mäusen am 0. Tag induziert, gefolgt von einem postoperativen Echokardiogramm und Elektrokardiogramm am Tag vor der Stammzellimplantation. Ultraschall- und Elektrokardiogrammanalyse bestätigt infarktundund verringerte ventrikuläre Kontraktilfunktion (Abbildung 1A-D). Eine weitere Untersuchung der Daten zeigte, dass die Auswurffraktion und die fraktionale Verkürzung bei Mäusen, die ischämische Verletzungen erhielten, verringert wurden, während die enddiastolischen und systolischen Volumina zunahmen (Tabelle 1). Im Vergleich zu einem normalen Mausherz (Abbildung 2A) zeigte die Masson Trichrome Färbung des Myokardgewebes 7 Tage nach der Verletzung (Abbildung 2B) eine erhöhte Kollagenablagerung und Verdünnung der linken ventrikulären Wand. Das zweite Verfahren wurde 7 Tage nach der Verletzung durchgeführt; Mäuseerhielten wurden eine intramyokardiale Injektion mesenchymaler Stammzellen (3,0 x 105 in 20 L PBS) verabreicht, die das Reportergen Firefly luciferase unter dem konstitutiv exprimierbaren CMV-Promotor stabil ausdrückten. Die biolumineszierende Bildgebung (BLI) dieser Mäuse wurde am Tag nach der Stammzellimplantation zur Bestätigung einer erfolgreichen Injektion abgeschlossen. Die erfolgreiche Lieferung von MSCs wird durch das BLI-Signal veranschaulicht, verglichen mit Mäusen, die eine Ischämie-Reperfusionsverletzung induziert hatten, aber keine MSCs erhielten (Abbildungen 3A,B). Dieses duale interventionelle Verfahren hatte eine Zermürbungsrate von 22 %, ähnlich wie bei Tieren, die msCs im akuten Szenario erhielten.
Abbildung 1: Bildgebung der Herzfunktion von Mäusen. Ultraschallanalyse der Maus an der Grundlinie (A) zeigt eine gleichmäßige Kontraktion des linken Ventrikels Myokard im Vergleich zu einer Maus nach Einer Ischämie-Reperfusionsverletzung (B), die eine verminderte ventrikuläre Bewegung zeigt. Im Vergleich zum Basiselektrokardiogramm einer normalen Maus (C) gibt es signifikante Verschiebungen im ST-Segment einer Maus mit Ischämie-Reperfusionsverletzung (D), was auf eine Abnahme der ventrikulären Funktion hindeutet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
| EF% | FS% | EDV (l) | ESV (l) | SV (l) | |
| Basislinie | 74,19 bis 1,2 | 44,67 bis 2 | 23,8 bis 3,6 | 6,14 bis 0,98 | 17,68 bis 2,7 |
| Post-IR | 43,9 bis 3,8 | 30,65 bis 3,8 | 33,88 bis 4,4 | 18,11 bis 1,4 | 15,74 bis 3,2 |
Tabelle 1: Echokardiographie-Analyse. Variablen werden als Mittelwert - Standardfehler des Mittelwerts ausgedrückt. EF: Ejection Fraction, FS: Fractional Shortening, EDV: End-Diastolic Volume, ESV: End-Systolic Volume, SV: Stroke Volume.
Abbildung 2: Histologische Färbung von Herzgewebe. Massons Trichrome Färbung des Myokards in normaler Maus (A) zeigt keine Verletzung des Herzgewebes, während die Maus mit Ischämie-Reperfusionsverletzung (B) eine erhöhte Kollagenablagerung und Ausdünnung im Myokard des linken Ventrikels zeigt, was die Bestimmung eines erfolgreichen Infarkts unterstützt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: In-vivo-Biolumineszenz-Bildgebung. Eine Maus mit Ischämie-Reperfusionsverletzung, die keine intramyokardiale Injektion von Stammzellen erhielt, zeigte kein biolumineszierendes Signal(A). Eine Maus mit Ischämie-Reperfusionsverletzung, die eine verzögerte Injektion von mesenchymalen Stammzellen (CMV-FLUC) erhielt, zeigte eine signifikante Menge an Signal (B). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Über 85 Millionen Menschen weltweit sind von Herz-Kreislauf-Erkrankungen betroffen3. Die hohe Prävalenz dieser ischämischen Ereignisse rechtfertigt die Weiterentwicklung und Erweiterung alternativer Therapien zur Förderung der Regeneration von geschädigtem Gewebe. Traditionelle Methoden nutzen das Ischämie-Reperfusionsverfahren in einer akuten Umgebung mit anschließender Verabreichung von Therapeutika1. Entzündungsreaktionen sind auf ihrem Höhepunkt zwischen 3-4 Tagen Postdierung eines herzischen ischämischen Ereignisses, mit Infiltration von Neutrophilen, Makrophagen, und erhöhte Zytokin-Signalisierung10,12. Nach dieser Periode der abgestorbenen Zelldegregation beginnt die primäre Immunantwort abzuklingen und in die Umbauphasen13überzusteigen. Darüber hinaus ist es wichtig, dass die Behandlungen innerhalb des gleichen Szenarios untersucht werden, wie es im klinischen Umfeld dargestellt wird. In diesem Manuskript zeigen wir repräsentative Ergebnisse von ischämischen Mäusen, um die Machbarkeit und Sicherheit des doppelten chirurgischen Eingriffs mit verzögerter Injektion von MSCs zu demonstrieren. Wir glauben, dass dieser Ansatz nicht nur für Myokard-Ischämie-Tiermodelle verwendet werden kann, sondern auch für Tiermodelle von Krankheiten, bei denen Entzündungen eine entscheidende Rolle spielen können, was den Erfolg von therapeutischen Strategien verändert, die Biologika wie Zell- oder Arzneimitteltherapien beinhalten.
Daher beschreiben wir in diesem Manuskript eine chirurgische Methode zur Abgabe von Stammzellen in einen subakuten Infarkt, 7-10 Tage nach induzierender Ischämie-Reperfusionsverletzung bei Mäusen. Diese Technik wird bei der Untersuchung der Lebensfähigkeit von Stammzellen und der Biologie im Zusammenhang mit verschiedenen Stadien der Immunantwort und in der subakuten/chronischen Phase des ischämischen Krankheitsprozesses nützlich sein. Murine Modelle sind ideale Themen für diese Methode der Studie in Bezug auf Reproduzierbarkeit und Bequemlichkeit, aber sie können einige Nachteile tragen. Die Größe des Tieres rechtfertigt ein gewisses Maß an chirurgischer Geschicklichkeit, obwohl diese Eingriffe in der Praxis erfolgreich abgeschlossen werden können.
Um die in diesem Manuskript vorgestellten Verfahren durchzuführen, ist es wichtig, einige wichtige Schritte und Beobachtungen zu beachten, die für den erfolgreichen Abschluss dieser Operationen unerlässlich sind. Ein kritischer Schritt des ersten Verfahrens ist die Ligation der linken vorderen absteigenden Herzkranzgefäße (LAD) und die Platzierung von Polyethylenschläuchen, um eine vorübergehende Ischämie des Myokards zu erreichen. Die Verwendung von sterilen verjüngten Spitzenwattabstrichen, um Druck auf das Herzgewebe distal zum Atrium zu setzen, ermöglicht eine verbesserte Abgrenzung des LAD. Sobald der Schlauch an Ort und Stelle ist und die Naht fest gesichert ist, ist die Beobachtung von Arrhythmie und Pallor des Gewebes wichtig, um eine erfolgreiche Induktion der Ischämie zu bestimmen. Die Periode der Ischämie und die anschließende Reperfusion, sobald die Naht freigesetzt wird, ist wichtig für die Konsistenz der Verletzung über mehrere Tiere. Darüber hinaus muss während des zweiten beschriebenen Verfahrens die Injektion von mesenchymalen Stammzellen mit horizontalen Bewegungen in distaler bis proximaler Richtung durchgeführt werden. Aufgrund der daraus resultierenden Fibrose aus dem ersten Verfahren ist ein signifikanter, aber stetiger Druck erforderlich, um die Nadel einzufügen, gefolgt von einer langsamen konsistenten Injektion der Zellen, um Schock zu verhindern. Schließlich wird die Bereitstellung von kontinuierlicher Wärme und zusätzlichen subkutanen Flüssigkeiten vor dem Aufwachen von Mäusen aus anästhesie, Wärmeverlust und Hilfe beim Ersatz von Blutverlust während der Verfahren, sowie die allgemeine Erholung des Tieres zu verhindern.
In diesem Manuskript stellen wir ein Protokoll für die Durchführung mehrerer Verfahren als Methode zur Verabreichung von Stammzellen als therapeutische Behandlung in einem murinen Modell der chronischen Ischämie-Reperfusionsverletzung zur Verfügung. Die Nutzung dieser chirurgischen Verfahren bietet einen neuen Ansatz für die Lieferung von Stammzellen in die feindliche ischämische Umgebung nach Verletzungen, um ihre Lebensfähigkeit im Laufe der Zeit zu verbessern. Die Anwendung dieses Ansatzes für die Erforschung der Stammzelltherapie wird andere Studien, die sich auf die Verwendung von SCs in der akuten Umgebung konzentrieren, erheblich ergänzen. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass das beschriebene Protokoll erfolgreich ischämische Verletzungen und die daraus resultierende verzögerte Implantation von Stammzellen zur Verwendung als Modell in präklinischen Studien induzieren kann.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu verraten.
Acknowledgments
nichts.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% NaCl Irrigation, USP | Baxter | 0338-0048-04 | |
| 11x12" Press n' Seal surgical drape, autoclavable | SAI Infusion Technologies | PSS-SD | |
| 24G 3/4" IV catheter tube | Jelco | 4053 | |
| 28G x 1/2" 1mL allergy syringe | BD | 305500 | Injection of analgesic |
| 30G x 1/2" 3/10cc insulin syringe | Ulticare | 08222.0933.56 | Injection of stem cells |
| 6-0 S-29, 12" Vicryl suture | Ethicon | J556G | Intercostal, superficial muscle and skin layer incision closure |
| 9-0 BV100-4, 5" Ethilon suture | Ethicon | 2829G | Ligation of the LAD artery |
| Absorbent underpad | Thermo Fischer Scientific | 14-206-64 | For underneath the animal |
| Alcohol prep pads, 2 ply, medium | Coviden | 6818 | |
| Anti-fog face mask | Halyard | 49235 | |
| Bonn Strabismus scissors, curved, blunt | Fine Science Tools | 14085-09 | |
| Buprenorphine HCL SR LAB 1mg/ml, 5 ml | ZooPharm Pharmacy | Buprenorphine narcotic analgesic formulated in a polymer that slows absorption extending duration of action (72 hours duration of activity). | |
| Castroviejo needle holders, curved | Fine Science Tools | 12061-01 | |
| Curity sterile gauze sponges | Coviden | 397310 | |
| Delicate suture tying forceps, 45 angle bent | Fine Science Tools | 11063-07 | |
| Electric Razor | Wahl | Fur removal | |
| Isoflurane 100 ml | Cardinal Health | PI23238 | Anesthetic |
| Lab coat | |||
| Monoject 1 mL hypodermic syringe | Coviden | 8881501400 | |
| Moria iris forceps, curved, serrated (x2) | Fine Science Tools | 11370-31 | |
| Moria speculum retractor | Fine Science Tools | 17370-53 | |
| Mouse endotracheal intubation kit | Kent Scientific | ||
| Nair depilatory cream | Johnson & Johnson | Fur removal | |
| Optixcare eye lube plus | Aventix | Sterile ocular lubricant | |
| Physiosuite ventilator | Kent Scientific | ||
| PolyE Polyethylene tubing | Harvard Apparatus | 72-0191 | Temporary compression of LAD artery |
| Povidone-iodine swabs | PDI | S41125 | |
| Scalpel, 10-blade | Bard-Parker | 371610 | |
| Sterile 3" cotton tipped applicators | Cardinal Health | C15055-003 | |
| Sterile 6" tapered cotton tip applicators | Puritan | 25-826-5WC | |
| Sterile gloves | Cardinal Health | N8830 | |
| Sterilization pouches | Medline | MPP100525GS | |
| Surgery cap | |||
| Surgical Microscope | Leica | M125 | |
| Suture tying forceps, straight (x2) | Fine Science Tools | 10825-10 | |
| Transpore surgical tape | 3M | 1527-1 | |
| Triple antibiotic ointment | G&W Laboratories | 11-2683ILNC2 | Topical application to prevent infection |
| Vannas-Tübingen Spring Scissors, curved | Fine Science Tools | 15004-08 | |
| Vetflo vaporizer | Kent Scientific |
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