Summary
Detta protokoll ger en effektiv kollagenasnedbrytningsmetod för isolering av livskraftiga adipocyter och stromala vaskulära fraktions-SVF-celler från humant visceralt fett i en enda process, inklusive metodik för att erhålla högkvalitativt RNA från adipocyter och fenotypifiering av SVF-makrofager genom färgning av flera membranbundna markörer för analys med flödescytometri.
Abstract
Visceral fettvävnad (VAT) är ett aktivt metaboliskt organ som huvudsakligen består av mogna adipocyter och stromala vaskulära fraktionsceller (SVF), som frisätter olika bioaktiva molekyler som styr metaboliska, hormonella och immunprocesser; För närvarande är det oklart hur dessa processer regleras i fettväven. Därför är utvecklingen av metoder som utvärderar varje cellpopulations bidrag till fettvävnadens patofysiologi avgörande. Detta protokoll beskriver isoleringsstegen och ger nödvändiga felsökningsriktlinjer för effektiv isolering av livskraftiga mogna adipocyter och SVF från humana momsbiopsier i en enda process, med hjälp av en kollagenasenzymatisk matsmältningsteknik. Dessutom är protokollet också optimerat för att identifiera makrofagundergrupper och utföra mogen adipocyt-RNA-isolering för genuttrycksstudier, vilket gör det möjligt att utföra studier som dissekerar interaktionen mellan dessa cellpopulationer. Kortfattat tvättas momsbiopsier, mals mekaniskt och smälts för att generera en encellssuspension. Efter centrifugering isoleras mogna adipocyter genom flotation från SVF-pelleten. RNA-extraktionsprotokollet säkerställer ett högt utbyte av totalt RNA (inklusive miRNA) från adipocyter för nedströms uttrycksanalyser. Samtidigt används SVF-celler för att karakterisera makrofagundergrupper (pro- och antiinflammatorisk fenotyp) genom flödescytometrianalys.
Introduction
Vit fettvävnad består inte bara av fettceller eller adipocyter, utan också av en icke-fettcellsfraktion som kallas stromal vaskulär fraktion (SVF), som innehåller en heterogen cellpopulation bestående av makrofager, andra immunceller som regulatoriska T-celler (Tregs) och eosinofiler, preadipocyter och fibroblaster, omgivna av kärl- och bindväv 1,2. Fettvävnad (AT) anses nu vara ett organ som reglerar fysiologiska processer relaterade till metabolism och inflammation genom adipokiner, cytokiner och mikroRNA som produceras och frisätts av olika celler i vävnaden, med autokrina, parakrina och endokrina effekter 3,4. Hos människor omfattar vit fettvävnad den subkutana fettvävnaden (SAT) och den viscerala fettvävnaden (VAT), med viktiga anatomiska, molekylära, cellulära och fysiologiska skillnader mellan dem 2,5. SAT representerar upp till 80 % av humant AT, medan moms ligger i bukhålan, främst i tarmkäxet och omentum, och är metabolisktmer aktiv. Dessutom är moms ett endokrint organ som utsöndrar mediatorer med en betydande inverkan på kroppsvikt, insulinkänslighet, lipidmetabolism och inflammation. Följaktligen leder momsackumulering till bukfetma och fetmarelaterade sjukdomar som typ 2-diabetes, metabolt syndrom, högt blodtryck och risk för hjärt- och kärlsjukdomar, vilket representerar en bättre prediktor för fetmarelaterad dödlighet 6,7,8,9.
Vid homeostatiska förhållanden samarbetar fettceller, makrofager och de andra immuncellerna för att upprätthålla momsmetabolismen genom utsöndring av antiinflammatoriska mediatorer10. En alltför stor momsexpansion främjar dock rekryteringen av aktiverade T-celler, NK-celler och makrofager. Faktum är att i mager moms är förhållandet mellan makrofagerna 5 %, medan detta förhållande stiger upp till 50 % vid fetma, med makrofagpolarisering från antiinflammatorisk till proinflammatorisk fenotyp, vilket genererar en kronisk inflammatorisk miljö10,11.
Som en konsekvens av fetmapandemin har ett häpnadsväckande antal rapporter uppstått som behandlar olika forskningsämnen, inklusive adipocytbiologi, epigenetik, inflammation, endokrina egenskaper och framväxande områden som extracellulära vesiklar, bland annat 8,10,12,13. Men även om momsmiljön definieras av överhörning mellan adipocyter och de bofasta eller anländande makrofagerna, har de flesta studier fokuserat på endast en cellpopulation, och det finns lite information om interaktionen mellan dessa celler i moms och deras patofysiologiska konsekvenser11,14. Dessutom utfördes värdefulla studier som behandlade samspelet mellan adipocyter och makrofager i AT med hjälp av cellinjer, som saknade in vivo-primingförhållandena 11,14,15. En lämplig strategi för att dissekera dessa cellers interaktion eller särskilda bidrag till mervärdesskatt kräver isolering av båda celltyperna från samma fettbiopsi för att utföra in vitro-analyser som så lika som möjligt återspeglar de in vivo-egenskaper som reglerar momsmetabolismen.
Även om de icke-enzymatiska dissociationsmetoderna baserade på mekaniska krafter för att bryta AT säkerställer minimal manipulation, kan dessa metoder inte användas om syftet är att studera SVF-celler, eftersom de har lägre effektivitet i cellåterhämtning och låg cellviabilitet jämfört med enzymatiska metoder, och en större vävnadsvolym behövs16,17. Enzymatisk nedbrytning med kollagenas är en skonsam metod som möjliggör adekvat nedbrytning av kollagen och extracellulära matrisproteiner i fibrösa vävnader såsom WAT18 och används ofta när trypsin är ineffektivt eller skadligt19. Protokollet ger grundläggande felsökningsriktlinjer för effektiv isolering av livskraftiga mogna adipocyter och SVF-celler från humana momsbiopsier i en enda process, med hjälp av en kollagenasenzymatisk nedbrytningsteknik, vilket ger information för att säkerställa höga utbyten (kvantitet, renhet och integritet) av totalt RNA från mogna adipocyter, inklusive mikroRNA, för nedströms uttrycksapplikationer. Samtidigt optimeras protokollet för att identifiera makrofagundergrupper från SVF-celler genom färgning av flera membranbundna markörer för vidare analys med flödescytometri20.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Detta protokoll har godkänts av IRB vid Instituto Nacional de Perinatologia (212250-3210-21002-06-15). Deltagandet var frivilligt och alla inskrivna kvinnor undertecknade formuläret för informerat samtycke.
1. Insamling av visceral fettvävnad
- Erhålla momsbiopsier genom partiell omentektomi under kejsarsnitt från friska vuxna kvinnor med singelgraviditeter utan förlossning.
- Efter livmoderstängning och hemostas, fortsätt med att identifiera större omentum och förläng det på en våt kompress. Den exponerade momsen är moms.
- Lokalisera det största blodkärlet och spåra en imaginär linje på 7 x 5 cm till den större omentumbasen.
- Identifiera en avaskulär zon och använd Kelly-pincett för att borra den yttre sidan av momsen.
- Använd Ochsner-pincett för att klämma fast den proximala och distala sidan i zonen där moms borrades och använd Metzenbaum-sax för att klippa vävnaden.
- Knyt ihop den större buken med svart siden nummer 1.
- Ta bort Ochsner-pincetten och utvärdera hemostasen.
- Lägg momsbiopsin i en steril behållare och transportera den omedelbart till laboratoriet.
2. Enzymatisk nedbrytning av visceral fettvävnad och isolering av mogna adipocyter och stromala vaskulära fraktionsceller
- Väg momsbiopsin och skölj med 1x PBS pH 7,4.
- Klipp 4 g moms och använd en sax för att mala vävnaden i små bitar i en dissektionsbricka.
- Överför mald moms till ett sterilt 50 ml centrifugrör, tillsätt 20 ml PBS och skaka försiktigt för att ta bort överskottet av röda blodkroppar.
- Kassera PBS och upprepa proceduren två gånger.
- Överför momsen till ett nytt sterilt 50 ml centrifugrör och tillsätt 25 ml digestionslösning (0,25 % kollagenas typ II, 5 mM glukos, 1,5 % albumin i PBS).
- Inkubera vid 37 °C i 60 minuter i en orbital shaker vid 125 varv per minut.
- Filtrera den upplösta vävnaden genom tre lager gasväv till ett nytt sterilt 50 ml centrifugrör.
- Centrifugera vid 200 x g i 5 minuter vid 4 °C.
- Två faser erhålls, en övre fas som motsvarar mogna adipocyter, medan SFV-celler stannar kvar i pelleten. Överför försiktigt de mogna adipocyterna till ett nytt sterilt 50 ml centrifugrör med hjälp av en överföringspipett.
- Tillsätt 20 ml kall PBS, skaka försiktigt och centrifugera vid 200 x g i 5 minuter vid 4 °C.
- Kassera PBS och upprepa proceduren två gånger.
- Använd en överföringspipett för att försiktigt överföra de mogna adipocyterna till ett 1.5 ml DNase-RNase-fritt mikrocentrifugrör.
- Centrifugera vid 200 x g i 1 minut vid 4 °C och ta bort överflödig PBS med en P200-mikropipett. Upprepa detta steg om det behövs.
- Överför försiktigt 300 μL mogen adipocytsuspension till ett 1,5 ml DNase-RNasfritt mikrocentrifugrör. Förvara mogna adipocyter vid -80 °C tills RNA extraheras.
OBS: Adipocyter bildar inte en pellet. - När fettcellerna har separerats (steg 2.9), aspirera det mesta av uppslutningslösningen med en överföringspipett och behåll SVF-pelleten i botten av röret.
- Överför pelleten med SVF-celler till ett nytt 50 ml centrifugrör med hjälp av en överföringspipett.
- Tvätta cellpelleten försiktigt, suspendera i 20 ml kall 1x PBS genom att pipettera upp och ner.
- Centrifugera vid 800 x g i 5 minuter vid 4 °C och kassera supernatanten snabbt genom dekantering.
- Utför en andra tvätt genom att upprepa steg 2.17 och 2.18.
- Tillsätt 5 ml lysbuffert för röda blodkroppar i jämvikt med rumstemperatur (RT) till SVF-pelleten och suspendera genom upprepad pipettering. Virvla inte.
- Inkubera i 5 minuter vid RT och centrifugera i 5 minuter vid 800 x g. Ta försiktigt bort supernatanten med hjälp av en överföringspipett och kassera den på rätt sätt.
- För att neutralisera lyseringsbufferten, tillsätt 10 ml kall 1x PBS och blanda försiktigt tills cellpelleten sönderdelas.
- Centrifugera vid 800 x g i 5 minuter för att få SVF-pellets och kassera PBS. En vit pellet ska vara synlig i botten av röret.
- Återsuspendera celler i 5 ml 1x PBS vid RT genom upprepad pipettering och filtrera genom tre lager gasväv till ett nytt 50 ml koniskt rör. Därefter kommer dessa celler att användas för karakterisering av makrofagsubpopulationer genom flödescytometri.
3. RNA-extraktion från mogna adipocyter
- Förbered ett rent område med RNase-dekontamineringsspray för att undvika RNA-nedbrytning. Använd en uppsättning pipetter som är reserverade för RNA-procedurer. Alla rör och spetsar som används ska vara RNase-fria.
- Tina den mogna adipocytsuspensionen (avsnitt 2.14) vid 4 °C om den förvarats till -80 °C.
OBS: Undvik flera frys-upptiningscykler. - Lysera cellerna genom att tillsätta 1 000 μl syra-guanidinium-fenolbaserat reagens och blanda noggrant med en P1000-mikropipett för att homogenisera.
- Inkubera i 5 minuter vid RT för att öka dissociationen av nukleoproteinkomplex.
- Centrifugera celllysatet i 5 minuter vid 12 000 x g vid RT. Tre faser kommer att erhållas: en övre fas (gul) som motsvarar fettcellslipider, en mellanfas (rosa) som motsvarar nukleinsyror och en pellet (cellulärt skräp).
- Ta försiktigt bort lipidskiktet med hjälp av en P200-mikropipett.
- Överför mellanfasen till ett nytt 2 ml rör, undvik lipidrester och pellets som stör (cirka 700 μL).
4. Rening av totalt RNA, inklusive mikroRNA
OBS: En kolonnbaserad total RNA-reningsmetod används för att erhålla totalt RNA av hög kvalitet.
- Tillsätt en lika stor volym etanol (95–100 %) till provet från punkt 3.7, ca 700 μL, och blanda för hand och vänd röret i 10 s.
- Överför 700 μl av blandningen till en kolonn som sätts in i ett uppsamlingsrör, centrifugera och kassera genomströmningen.
- Ladda om kolumnen och upprepa steg 4.2.
- Överför kolonnen till ett nytt uppsamlingsrör.
- Tillsätt 400 μl förtvättsbuffert till kolonnen och centrifugera. Kassera genomströmningen och upprepa detta steg.
- Tillsätt 700 μl tvättbuffert till kolonnen och centrifugera i 2 minuter.
- Överför kolonnen försiktigt till ett nukleasfritt rör.
- Tillsätt 50 μl nukleasfritt vatten direkt till kolonnmatrisen och eluera RNA genom centrifugering. Bered alikvoter på 10 μl med hjälp av 200 μL mikrofugerör.
- Lägg omedelbart alikvoter på is och använd en av dem för att bestämma RNA-koncentration och renhet.
- Bered en alikvot på 5 μl totalt RNA justerat till 100 ng/μl för att mäta RNA-integritet och mikroRNA-koncentration.
- Förvaras vid -80 °C fram till användning.
5. Bestämning av mogen adipocyt-RNA-koncentration, renhet och integritet; Analys av mikroRNA-kvantifiering
OBS: RNA-koncentration och renhetsbestämningar utförs med hjälp av en UV-Vis-spektrofotometer; RNA-integritet och miRNA-kvantifiering utförs med hjälp av en RNA-kvalitetskontrollanalysator.
- Tvätta provläsaren med vatten av molekylär kvalitet och torka av.
- Ladda 2 μL elueringsvatten (blankt), ändra inställningen till RNA och klicka på knappen Tom .
- Ladda 2 μL sample och klicka på knappen Mät .
- När avläsningen är klar, registrera A260/A280- och A260/A230-förhållandena samt mängden RNA (ng/μL) (figur 1A).
OBS: RNA med OD260/OD280 och OD260/OD230-förhållande runt 2,0 anses vara rent. - Mät RNA-integritetsnumret (RIN) med hjälp av ett RNA-integritetskit enligt tillverkarens instruktioner (figur 1B).
OBS: Ett RIN = 10 motsvarar intakt RNA, medan ett RIN ≤ 3.0 indikerar ett starkt nedbrutet RNA. För expressionsmikroarrayer eller RT-qPCR, använd RNA med RIN ≥ 6.0. - Använd ett litet RNA-kit för att bestämma koncentrationen och procentandelen mikroRNA, enligt tillverkarens instruktioner (Figur 1C).
OBS: För att undvika överskattning av små och mikro-RNA, använd RNA-prover med RIN ≥ 6.0.
6. Antal och viabilitet av stromala vaskulära fraktionsceller
- Späd 10 μl SVF-cellsuspension (avsnitt 2.24) till 90 μl 0,4 % trypanblå lösning (slutlig spädning 1:10) och applicera 10 μl på en standardhemocytometer.
- Räkna de livsdugliga cellerna noggrant, med undantag för de döda cellerna, i fyra rutor i hörnet av räknekammaren.
- Bestäm cellkoncentrationen i den ursprungliga suspensionen: Cellkoncentration = totalt cellantal/4 x utspädningsfaktor (10) x 10 000 = celler/ml
- För att beräkna det erhållna cellutbytet (celler per gram vävnad) multipliceras den cellulära koncentrationen med den ursprungliga totala provvolymen (i ml) och divideras med vikten av den smälta vävnaden (i gram).
- Beräkna cellviabiliteten som procentandelen levande celler enligt följande: % viabilitet = (antal livsdugliga celler / totalt antal celler) x 100.
7. Karakterisering av makrofagundergrupper från stromal vaskulär fraktion
- Överför totalt 1 x 106 SVF-celler/ml till ett 5 ml rundbottnat polypropenprovrör för flödescytometri och pelletsceller genom centrifugering vid 800 x g i 5 minuter vid 4 °C.
- Virvla försiktigt för att lossa pelleten och återsuspendera cellerna i 100 μL 1x PBS vid RT.
- Tillsätt en i förväg titrerad optimal koncentration av varje fluorokromkonjugerad monoklonal antikropp som är specifik för ett cellyteantigen. Blanda försiktigt och inkubera i 15 min i mörker vid RT.
- Tillsätt ett överskott av kallt 1 x PBS (≈ 1 ml) och centrifugera SVF vid 400 x g i 5 minuter vid 4 °C.
- Kassera supernatanter snabbt genom dekantering. Var försiktig så att du inte stör pelleten.
- Tillsätt 500 μL 1x lyseringslösning och inkubera 15 minuter vid RT, skydda rören från direkt ljus.
- Avlägsna lösningen efter centrifugering vid 400 x g i 5 minuter vid 4 °C och förvara vid 2–8 °C i mörker tills data samlas in.
- Virvla cellerna noggrant vid låg hastighet för att minska aggregeringen innan du förvärvar.
- Återsuspendera SVF-pelleten i 5 ml mantelvätska vid RT och filtrera sedan genom tre lager gasväv till ett nytt 5 ml polypropenprovrör med rund botten före analys med flödescytometri, för att minska igensättning av cellsorterarlinjerna.
- Virvla varje rör kort före analys.
- Hämta data från de prover som är av intresse. För flödesanalys räknar du minst 10 000 händelser.
OBS: Om du använder en cellsorteringsflödescytometer, separera makrofagerna för applicering i efterföljande studier.
8. Strategi för grind
- Plotta höjden eller bredden mot området för Forward Scatter (FSC) för att bestämma singlettpopulationen (figur 2A).
- Markera celler som plottar området för Side Scatter (SSC) mot FSC och kassera det cellulära skräpet (figur 2B).
- Från utvalda celler identifieras de populationer som uttrycker CD45 som hematopoetiska celler (Figur 2C) och CD45/CD14 dubbelpositiva celler som makrofager (Figur 2D).
- Från CD45+/CD14+ makrofager, detektera negativa och positiva HLA-DR-celler (figur 2E).
OBS: Inkludera kompensationskontrollerna för antikroppspanelen och justera spektralöverlappningen på en flerfärgad flödescytometer som är lämplig för panelen. Vi utför flödescytometrianalys med hjälp av en cytometer utrustad med tre lasrar (405 nm violett laser, 488 nm blå laser och 640 nm röd laser) och detektorer för de angivna fluorokromerna.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Detta protokoll beskriver en enzymatisk metod som använder kollagenasnedbrytning följt av differentiell centrifugering för att i en enda process isolera livsdugliga mogna adipocyter och SVF-celler från momsbiopsier erhållna från friska gravida kvinnor efter partiell omentektomi. I det här fallet använder vi adipocyterna för RNA-extraktion och SVF för makrofagfenotypning.
RNA-extraktionsprotokollet gjorde det möjligt att erhålla RNA med tillräcklig renhet, hög integritet och mikroRNA från mogna adipocyter (figur 1). RNA-integriteten bedömd av en RNA-kvalitetskontrollanalysator resulterade i utmärkta värden för proverna av adipocyter isolerade med protokollet (RIN = 9,7).
Det totala antalet kärnförsedda celler som fanns i VAT-SVF var cirka 2,8 x 106 celler/gram moms (2,8 x 106 ± 1,7 x 106), med 64 % viabilitet (63,9 ± 2,0) med hjälp av trypanblå uteslutningstestet. SVF-celler märktes med fluoroforkonjugerade primära antikroppar för att identifiera och karakterisera AT-makrofager genom fluorescensaktiverad cellsorteringsanalys. Flödescytometrianalys genererar diagram som visar olika cellpopulationer baserat på cellulära markörer (Figur 2). Till en början, genom att plotta Forward Scatter-area (FSC-A) vs Forward Scatter-height (FSC-H), kunde cellaggregat enkelt elimineras från analysen (Figur 2A). Därefter uteslöts cellulärt skräp genom att styra cellerna baserat på korrekt storlek och komplexitet med hjälp av Forward Scatter-area (FSC-A) och Side Scatter-area (SSC-A) (Figur 2B). För att analysera makrofager var det inte nödvändigt att utesluta andra immunceller. Först selekterades monocyt-/makrofaglinjeceller med hjälp av CD45- och CD14-markörer (Figur 2C,D). Därefter separerades de dubbla positiva CD45/CD14-cellerna baserat på makrofagmarkörens HLA-DR-uttryck, där två undergrupper av makrofager identifierades: HLA-DR- och HLA-DR+ (figur 2E).
Figur 1: RNA-kvalitetskontroll från mogna fettceller. A) RNA-koncentration, förhållandet 260/280 och 260/230. (B) Analys av integritet. Elektroferogram, gelbild och RNA-integritetsnummer erhölls med hjälp av en RNA-kvalitetskontrollanalysator och ett RNA-analysatorkit; (C) Kvantifiering av mikroRNA. Elektroferogram, gelbild och mikroRNA-procent erhölls med hjälp av en RNA-kvalitetskontrollanalysator och ett litet RNA-kit. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Identifiering av makrofager från visceral fettvävnad. Representativa flödescytometridiagram av stromala vaskulära fraktionsmakrofager isolerade från visceral fettvävnad som samlats in under ett kejsarsnitt med kollagenasnedbrytning. (A) Identifiering av singlets med hjälp av en grind med hjälp av en grind med FSC-A (Forward Scatter-area) och FSC-höjd (FSC-H) för att ta bort dubbletter. (B) En andra grind med Forward Scatter-area (FSC-A) jämfört med Side Scatter-area (SSC-A) användes för att eliminera skräp baserat på storlek och densitet. (C,D) SSC-A vs CD45 gate identifierade celler från hematopoetiskt ursprung, och SSC-A vs CD14 gate identifierade makrofager. (E) Totalt antal CD45+/CD14+-makrofager reglerades baserat på HLA-DR-markör och två undergrupper av makrofager identifierades: HLA-DR- och HLA-DR+. Diagrammen illustrerar representativa data från enskilda ämnen. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Moms spelar en avgörande roll i metabolisk reglering och inflammation. Ett ökat intresse för fettcellernas och immuncellernas roll i den kroniska inflammation som är förknippad med fetma har lett till utvecklingen av olika tekniker för att separera SVF och fettceller som finns i AT. De flesta tekniker gör det dock inte möjligt att erhålla dessa två olika uppsättningar av celler som är livskraftiga för nedströmstillämpningar från samma momsbiopsi i en enda procedur, vilket kan vara avgörande för studier av interaktioner mellan adipocyter och SVF-celler. Därför implementerade vi detta protokoll som ger en detaljerad beskrivning för att isolera livskraftiga mogna adipocyter och SVF-celler som finns i en momsbiopsi. Den skiljer sig från tidigare rapporter när det gäller tidpunkten för vävnadsnedbrytning och kollagenaskoncentration, samt tid och hastighet för centrifugering för cellseparation, vilket möjliggör adekvata adipocyt-RNA-utbyten och detaljerad karakterisering av makrofagundergrupper.
En stor mängd enzymatiska och icke-enzymatiska isoleringstekniker för AT-härledda celler har föreslagits, med olika effekter på de biologiska egenskaperna och funktionella egenskaperna hos isolerade celler 17,21,22,23,24, så det är nödvändigt att välja den lämpligaste strategin enligt det eftersträvade målet. Ofta uppnås mogna adipocyter och SVF-isolering från fettvävnad med hjälp av vävnadsdissociationsenzymer 25,26,27. Även om olika enzymer kan användas för att dissociera AT, kvarstår den enzymatiska nedbrytningen med kollagenas som guldstandarden för att smälta denna vävnad27,28. Eftersom moms består av en mjuk matris kan den lätt smältas med kollagenas typ II. Denna procedur undviker felaktig vävnadsdissociation eftersom detta enzym stör den extracellulära matrisens ursprungliga kollagen och frigör många fler celler från det fibrösa stromat, med en försumbar inverkan på cellviabilitet, cellutbyte och klusterdifferentieringsuttryck 19,27,28,29.
När det gäller enzymatisk nedbrytning är det också viktigt att ta hänsyn till enzymkoncentrationen, nedbrytningsperioden samt centrifugeringsparametrarna för att utforma ett lämpligt protokoll för isolering av mogna adipocyter och SVF-celler från moms eftersom dessa faktorer kan påverka cellfenotyp, återhämtning och viabilitet i den slutliga cellsuspensionen27,29. Användningen av kollagenas som ett proteolytiskt enzym är idealisk vid låg koncentration [intervall 0,075 % till 0,3 % (vikt/volym)], med en inkubationstid på mindre än 2 timmar, så de fenotypiska och funktionella SVF-egenskaperna såsom spridningshastighet, differentieringskapacitet och frekvens av specifika cellulära linjer, förblir oförändrade30,31. Vi använder en maximal matsmältningsperiod på 60 minuter och 0,25 % kollagenas, vilket minskar koncentrationen och längden på kollagenasexponeringen för att få en försumbar inverkan på cellulär viabilitet och SVF-cellers ytmarköruttryck, vilket undviker skeva resultat i flödescytometrianalysen. Vi inkluderar också skonsamma centrifugeringssteg och kortare centrifugeringstider på 200 g/5 min för att förbättra cellåterhämtningen under fettcellsseparation, vilket representerar en fördel för protokollet, eftersom långa och intensiva centrifugeringsperioder [över 400 g/1 min] ökar adipocyternas död, vilket begränsar cellutbytet 32,33,34. Den SVF-cellulära återhämtningen som uppnås genom det kollagenasbaserade matsmältningsprotokollet liknar de typiska utbytena på 2–6 x 106 celler/g AT som rapporterats i litteraturen, medan SVF-viabiliteten på 63,9 ± 2,0 är måttligt lägre än det lägsta föreslagna tröskelvärdet på 70 %–80 % för dessa typer av celler 35,36,37,38. Detta beror sannolikt på att vi inte använder odlingsmedia för att återsuspendera SVF-cellerna som standardprotokoll, eftersom vi karakteriserar makrofagpopulationen genom deras ytmarkörer, och det har rapporterats att dessa celler uppvisar anmärkningsvärd plasticitet som svar på miljöförhållanden, till och med ändrar deras fenotyp 39,40,41.
Dessutom är det också viktigt att nämna att de gravida kvinnor som ingår i detta protokoll som momsdonatorer var friska, utan kliniska tecken på metabola komorbiditeter, normal viktökning under graviditeten, medelålder 20–25 år och normalt pregestationellt Body Mass Index (BMI 18,5–24,9 kg/m2; n = 7), eftersom vissa författare har beskrivit att olika donatorer, ålder, BMI och kön eller etnicitet har en inverkan på cellantalet och uttrycket av SFV-ytmarkörer 42,43,44.
Å andra sidan kräver analys av genuttrycksprofiler rimliga mängder intakt RNA, men dess isolering från mogna adipocyter är särskilt svår eftersom dessa celler har ett högre lipidinnehåll och i vissa fall är cellantalet lågt 45,46,47,48. Vi optimerade en RNA-isoleringsprocedur från mogna adipocyter baserat på en standardmetod för guanidinisotiocyanat/fenol49,50, och implementerade enkla steg som gör det möjligt att eliminera lipider och cellulärt skräp. Efter provberedning gör kolonnbaserad RNA-extraktion det möjligt för oss att få ett DNA-fritt RNA av hög kvalitet, inklusive mikroRNA, vilket är ganska ovanligt för AT-prover. Renhets- och integritetsverifieringen av dessa RNA genom en mikrofluidikbaserad RNA-kvalitetskontrollanalysator säkerställer att isolerad RNA-kvalitet är lämplig för nedströmsapplikationer såsom RT-qPCR-analyser och expressionsmikroarrayer.
Förutom de fördelar som nämnts tidigare, tillåter AT-matsmältning med kollagenas att frigöra adipocyter och bosatta immunceller samtidigt, vilket upprätthåller integriteten hos cellytereceptorer; Detta är ett viktigt faktum under SVF-cellisolering för att få tillförlitliga och tolkningsbara flödescytometridata27. Dessutom tenderar celler isolerade från lipidladdade vävnader som moms att vara mer benägna att aggregera, vilket minskar det sorterade cellutbytet och ökar autofluorescensen51. I protokollet minimeras bakgrundsfluorescensen genom eliminering av dessa cellaggregat genom filtrering genom tre lager gasväv före sortering och deras uteslutning med den beskrivna gating-strategin, vilket förbättrar provkvaliteten för cellsortering.
Tidigare studier har genomförts för att identifiera de celler som finns i SVF med hjälp av en enda uppsättning CD-markörer som är karakteristiska för dessa celler 52,53,54,55,56,57,58,59. För en mer djupgående karakterisering av makrofagsubtyper i moms-SVF kategoriserade vi dessa celler efter uttryck av specifika cellytemarkörer. Enligt CD45- och CD14-marköruttryck som används för att identifiera monocyt-/makrofaglinjeceller i VAT60, fann vi att denna vävnad består av en typisk CD45+CD14+ makrofagpopulation av hematopoetiskt ursprung. Med hjälp av samma protokoll kunde vi i en tidigare studie karakterisera makrofagpopulationerna M1 (CD11c) och M2 (CD163 och CD206)20.
Makrofagfenotypningen inom AT har kategoriserats som ett spektrum från proinflammatoriska makrofager (klassiskt aktiverade-M1) till antiinflammatoriska makrofager (alternativt aktiverade-M2) beroende på närvaron av olika aktiveringsmarkörer på dess yta 61,62. HLA-DR-makrofagmarkören återspeglar makrofagaktiveringsgraden63,64 och införlivades i protokollet för att fastställa M1- eller M2-fenotypen: makrofagpopulationer som uttrycker HLA-DR+ är inflammatoriska och HLA-DR- representerar icke-inflammatoriska makrofager. Så, baserat på HLA-DR-marköruttryck, definierades två undergrupper av makrofager: CD45+CD14+HLA-DR- och CD45+CD14+HLA-DR+, som härstammar från cirkulerande monocyter och mer kända som monocythärledda makrofager i fettvävnaden65,66.
Dessutom kvantifierade vi CD11c (M1-markör), såväl som CD163 och CD206 (M2-markör) på varje makrofagsubtyp, och fastställde att AT-makrofager visar alla utvärderade aktiveringsmarkörer på sin membranyta, vilket visar att makrofager som finns i moms från gravida kvinnor har mer komplexa egenskaper än de som beskrivs för de alltför förenklade klassificeringarna av M1- och M2-makrofagpopulationer. Så, genom att tillämpa grundläggande flödescytometri med flerfärgad antikroppspanel och sträng cellreglering blir det möjligt att identifiera och karakterisera makrofagerna från den heterogena poolen av celler i SVF. Den förfinade makrofagfenotypningen som erhålls med protokollet kan vara användbar i studier som utförs för att belysa de dynamiska förändringarna av makrofagpopulationer i AT som leder till störningar i AT-homeostasen.
Även om detta protokoll utformades för att karakterisera momsmakrofager, kan justeringar som görs i antikroppspanelen utöka dess tillämpningar för att underlätta sortering av andra immunceller som finns i AT, eftersom många fluorescerande antikroppar finns tillgängliga för att identifiera specifika markörer av olika härstamning. Dessutom gör metoden det möjligt att använda cellpopulationer som renats genom cellsortering för eftersorteringsanalyser som DNA/RNA/proteinextraktion eller ex vivo-behandlingar , där cellerna erhålls direkt i ett lämpligt medium med sterilitetstekniker.
Sammanfattningsvis anser vi att protokollet som beskrivs här representerar den mest effektiva avvägningen mellan tid, resurser, cellulärt utbyte och cellviabilitet, förutom att det är mycket effektivt för RNA- och miRNA-extraktion från fettceller och för karakterisering av makrofagpopulationen i AT.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inga intressekonflikter att redovisa.
Acknowledgments
Denna studie finansierades av Instituto Nacional de Perinatologia (bidragsnummer: 3300-11402-01-575-17 och 212250-3210-21002-06-15) och CONACyT, Fondo Sectorial de Investigación en Salud y Seguridad Social (FOSISS) (anslagsnummer 2015-3-2-61661).
Materials
Name | Company | Catalog Number | Comments |
0.2 mL PCR tubes | Axygen | PCR-02-C | RNase, DNase free and nonpyrogenic |
1.5 mL microcentrifuge tubes | Axygen | MCT-150-C | RNase, DNase free and nonpyrogenic |
10 mL serological pipettes | Corning | CLS4101-50EA | Individually plastic wrapped |
10 µL universal pipet tip | Axygen | T-300-L-R | RNase, DNase free and nonpyrogenic |
10 µL universal pipet tip | Axygen | T-300-R-S | RNase, DNase free and nonpyrogenic |
1000 µL universal pipet tip | Axygen | T-1000-B-R | RNase, DNase free and nonpyrogenic |
2.0 mL microcentrifuge tube | Axygen | MCT-200-C | RNase, DNase free and nonpyrogenic |
200 µL universal pipet tip | Axygen | T-200-Y-R | RNase, DNase free and nonpyrogenic |
2100 Bioanalyzer Instrument | Agilent | G2939BA | - |
2101 Bioanalyzer PC | Agilent | G2953CA | 2100 Expert Software pre-installed in PC |
5 ml Round Bottom Polystyrene Test Tube | Corning | 352003 | Snap cap, sterile |
50 mL centrifuge tubes | Corning | CLS430828-100EA | Polipropilene, conical bottom and sterile |
Acid-guanidinium-phenol based reagent | Zymo Research | R2050-1-200 | TRI Reagent or similar |
Agilent RNA 6000 Nano Kit | Agilent | 5067-1511 | - |
Agilent Small RNA Kit | Agilent | 5067-1548 | - |
APC/Cy7 anti-human CD14 Antibody | BioLegend | 325620 | 0.4 mg/106 cells, present on monocytes/macrophages, clone HCD14 |
Baker | - | - | 250 ml, non sterile |
Bovine serum albumin | Sigma-Aldrich | A3912-100G | Heat shock fraction, pH 5.2, ≥96% |
Chip priming station | Agilent | 5065-9951 | - |
Collagenase type II | Gibco | 17101-015 | Powder |
D-(+)-Glucose | Sigma-Aldrich | G8270-100G | Powder |
Direct-zol RNA Miniprep | Zymo Research | R2051 | Supplied with 50 mL TRI reagen |
Dissecting forceps | - | - | Steel, serrated jaws and round ends |
Dissection tray | - | - | Stainless steel |
Ethyl alcohol | Sigma-Aldrich | E7023-500ML | 200 proof, for molecular biology |
FACS Flow Sheath Fluid | BD Biosciences | 342003 | - |
FACS Lysing Solution | BD Biosciences | 349202 | - |
FACSAria III Flow Cytometer/Cell Sorter | BD Biosciences | 648282 | - |
FASCDiva Software | BD Biosciences | 642868 | Software v6.0 pre-installed |
Hemacytometer | Sigma | Z359629-1EA | - |
Manual cell counter | - | - | - |
Mayo dissecting scisors | - | - | Stainless steel |
Microcentrifuge | - | - | Adjustable temperature |
Nanodrop spectrophotometer | Thermo Scientific | ND2000LAPTOP | - |
Orbital shaker | - | - | Adjustable temperature and speed |
P10 variable volume micropipette | Thermo Scientific-Finnpipette | 4642040 | 1 to 10 μL |
P1000 variable volume micropipette | Thermo Scientific-Finnpipette | 4642090 | 100 to 1000 μL |
P2 variable volume micropipette | Thermo Scientific-Finnpipette | 4642010 | 0.2 to 2 μL |
P200 variable volume micropipette | Thermo Scientific-Finnpipette | 4642080 | 20 to 200 μL |
PCR tube storage rack | Axygen | R96PCRFSP | - |
PE/Cy5 anti-human HLA-DR Antibody | BioLegend | 307608 | 0.0625 mg/106 cells, present on macrophages, clone L243 |
PE/Cy7 anti-human CD45 Antibody | BioLegend | 304016 | 0.1 mg/106 cells, present on leukocytes, clone H130 |
Phosphate buffered saline | Sigma-Aldrich | P3813-10PAK | Powder, pH 7.4, for preparing 1 L solutions |
Pipette controller | - | - | - |
Red Blood Cells Lysis Buffer | Roche | 11 814 389 001 | For preferential lysis of red blood cells from human whole blood |
Refrigerated centrifuge | - | - | Whit adapter for 50 mL conical tubes |
Sterile Specimen container | - | - | - |
Transfer pipette | Thermo Scientific-Samco | 204-1S | Sterile |
Trypan Blue | Gibco | 15250-061 | 0.4% Solution |
Tube racks | - | - | For different tube sizes |
Vortex Mini Shaker | Cientifica SENNA | BV101 | - |
References
- Han, S., Sun, H. M., Hwang, K. C., Kim, S. W. Adipose-derived stromal vascular fraction cells: update on clinical utility and efficacy. Critical Reviews in Eukaryotic Gene Expression. 25 (2), 145-152 (2015).
- Ibrahim, M. M. Subcutaneous and visceral adipose tissue: structural and functional differences. Obesity Reviews. 11 (1), 11-18 (2010).
- Barchetta, I., Cimini, F. A., Ciccarelli, G., Baroni, M. G., Cavallo, M. G. Sick fat: the good and the bad of old and new circulating markers of adipose tissue inflammation. Journal of Endocrinological Investigation. 42 (11), 1257-1272 (2019).
- Scheja, L., Heeren, J. The endocrine function of adipose tissues in health and cardiometabolic disease. Nature Reviews Endocrinology. 15 (9), 507-524 (2019).
- Ronquillo, M. D., et al. Different gene expression profiles in subcutaneous and visceral adipose tissues from Mexican patients with obesity. Indian Journal of Medical Research. 149 (5), 616-626 (2019).
- Mittal, B. Subcutaneous adipose tissue and visceral adipose tissue. Indian Journal of Medical Research. 149 (5), 571-573 (2019).
- West-Eberhard, M. J. Nutrition, the visceral immune system, and the evolutionary origins of pathogenic obesity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (3), 723-731 (2019).
- Kaminski, D. A., Randall, T. D. Adaptive immunity and adipose tissue biology. Trends in Immunology. 31 (10), 384-390 (2010).
- Elffers, T. W., et al. Body fat distribution, in particular visceral fat, is associated with cardiometabolic risk factors in obese women. PLoS One. 12 (9), 0185403 (2017).
- Macdougall, C. E., et al. Visceral adipose tissue immune homeostasis is regulated by the crosstalk between adipocytes and dendritic cell subsets. Cell Metabolism. 27 (3), 588-601 (2018).
- Sarvari, A. K., et al. Interaction of differentiated human adipocytes with macrophages leads to trogocytosis and selective IL-6 secretion. Cell Death & Disease. 6 (1), 1613 (2015).
- Gao, X., Salomon, C., Freeman, D. J. Extracellular vesicles from adipose tissue-A potential role in obesity and type 2 diabetes. Frontiers in Endocrinology. 8 (1), Lausanne. 202 (2017).
- Crujeiras, A. B., et al. Genome-wide DNA methylation pattern in visceral adipose tissue differentiates insulin-resistant from insulin-sensitive obese subjects. Translational Research. 178 (1), 13-24 (2016).
- Surmi, B. K., Hasty, A. H. Macrophage infiltration into adipose tissue: initiation, propagation and remodeling. Future Lipidology. 3 (5), 545-556 (2008).
- Suganami, T., Nishida, J., Ogawa, Y. A paracrine loop between adipocytes and macrophages aggravates inflammatory changes: role of free fatty acids and tumor necrosis factor alpha. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 25 (10), 2062-2068 (2005).
- Bellei, B., Migliano, E., Tedesco, M., Caputo, S., Picardo, M. Maximizing non-enzymatic methods for harvesting adipose-derived stem from lipoaspirate: technical considerations and clinical implications for regenerative surgery. Scientific Reports. 7 (1), 10015 (2017).
- Senesi, L., et al. Mechanical and enzymatic procedures to isolate the stromal vascular fraction from adipose tissue: preliminary results. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7 (1), 88 (2019).
- Seaman, S. A., Tannan, S. C., Cao, Y., Peirce, S. M., Lin, K. Y. Differential effects of processing time and duration of collagenase digestion on human and murine fat grafts. Plastic and Reconstructive Surgery. 136 (2), 189-199 (2015).
- Duarte, A. S., Correia, A., Esteves, A. C. Bacterial collagenases - A review. Critical Reviews in Microbiology. 42 (1), 106-126 (2016).
- Bravo-Flores, E., et al. Macrophage populations in visceral adipose tissue from pregnant women: potential role of obesity in maternal inflammation. International Journal of Molecular Sciences. 19 (4), 1074 (2018).
- Conde-Green, A., et al. Shift toward mechanical isolation of adipose-derived stromal vascular fraction: review of upcoming techniques. Plastic and Reconstructive Surgery - Global Open. 4 (9), 1017 (2016).
- Oberbauer, E., et al. Enzymatic and non-enzymatic isolation systems for adipose tissue-derived cells: current state of the art. Cell Regeneration. 4 (7), London, England. 1-14 (2015).
- van Dongen, J. A., et al. Comparison of intraoperative procedures for isolation of clinical grade stromal vascular fraction for regenerative purposes: a systematic review. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 12 (1), 261-274 (2018).
- Winnier, G. E., et al. Isolation of adipose tissue derived regenerative cells from human subcutaneous tissue with or without the use of an enzymatic reagent. PLoS One. 14 (9), 0221457 (2019).
- Gentile, P., Piccinno, M. S., Calabrese, C. Characteristics and potentiality of human adipose-derived stem cells (hASCs) obtained from enzymatic digestion of fat graft. Cells. 8 (3), 282 (2019).
- Hagman, D. K., et al. Characterizing and quantifying leukocyte populations in human adipose tissue: impact of enzymatic tissue processing. Journal of Immunological Methods. 386 (1-2), 50-59 (2012).
- Lockhart, R., Hakakian, C., Aronowitz, J. Tissue dissociation enzymes for adipose stromal vascular fraction cell isolation: a review. Journal of Stem Cell Research & Therapy. 5 (12), 1000321 (2015).
- Condé-Green, A., et al. Comparison between stromal vascular cells' isolation with enzymatic digestion and mechanical processing of aspirated adipose tissue. Plastic and Reconstructive Surgery. 134 (4), 54 (2014).
- Markarian, C. F., et al. Isolation of adipose-derived stem cells: a comparison among different methods. Biotechnology Letters. 36 (4), 693-702 (2014).
- Aguena, M., et al. Optimization of parameters for a more efficient use of adipose-derived stem cells in regenerative medicine therapies. Stem cells international. 2012 (1), 303610 (2012).
- Yang, X. F., et al. High efficient isolation and systematic identification of human adipose-derived mesenchymal stem cells. Journal of Biomedical Science. 18 (1), 59 (2011).
- Conde-Green, A., et al. Effects of centrifugation on cell composition and viability of aspirated adipose tissue processed for transplantation. Aesthetic Surgery Journal. 30 (2), 249-255 (2010).
- Hoareau, L., et al. Effect of centrifugation and washing on adipose graft viability: a new method to improve graft efficiency. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 66 (5), 712-719 (2013).
- Xie, Y., et al. The effect of centrifugation on viability of fat grafts: an evaluation with the glucose transport test. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 63 (3), 482-487 (2010).
- Bourin, P., et al. Stromal cells from the adipose tissue-derived stromal vascular fraction and culture expanded adipose tissue-derived stromal/stem cells: a joint statement of the International Federation for Adipose Therapeutics and Science (IFATS) and the International Society for Cellular Therapy (ISCT). Cytotherapy. 15 (6), 641-648 (2013).
- Kanneganti, T. D., Dixit, V. D.
Immunological complications of obesity. Nature Immunology. 13 (8), 707-712 (2012). - Lee, M. J., Wu, Y., Fried, S. K. Adipose tissue heterogeneity: implication of depot differences in adipose tissue for obesity complications. Molecular Aspects of Medicine. 34 (1), 1-11 (2013).
- Raajendiran, A., Tsiloulis, T., Watt, M. J. Adipose tissue development and the molecular regulation of lipid metabolism. Essays in Biochemistry. 60 (5), 437-450 (2016).
- Rostam, H. M., et al. The impact of surface chemistry modification on macrophage polarisation. Immunobiology. 221 (11), 1237-1246 (2016).
- Chamberlain, L. M., Holt-Casper, D., Gonzalez-Juarrero, M., Grainger, D. W. Extended culture of macrophages from different sources and maturation results in a common M2 phenotype. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 103 (9), 2864-2874 (2015).
- Williams, M. R., Cauvi, D. M., Rivera, I., Hawisher, D., De Maio, A. Changes in macrophage function modulated by the lipid environment. Innate Immunity. 22 (3), 141-151 (2016).
- Baer, P. C., Geiger, H. Adipose-derived mesenchymal stromal/stem cells: tissue localization, characterization, and heterogeneity. Stem Cells International. 2012 (1), 812693 (2012).
- Bajek, A., et al. Does the liposuction method influence the phenotypic characteristic of human adipose-derived stem cells. Bioscience Reports. 35 (3), 00212 (2015).
- van Harmelen, V., et al. Effect of BMI and age on adipose tissue cellularity and differentiation capacity in women. International Journal of Obesity and Related Metabolic Disorders. 27 (8), 889-895 (2003).
- Hemmrich, K., Denecke, B., Paul, N. E., Hoffmeister, D., Pallua, N. RNA isolation from adipose tissue: an optimized procedure for high RNA yield and integrity. Laboratory Medicine. 41 (2), 104-106 (2010).
- Mendez, V., et al. A rapid protocol for purification of total RNA for tissues collected from pigs at a slaughterhouse. Genetics and Molecular Research. 10 (4), 3251-3255 (2011).
- Pena, R. N., Canovas, A., Estany, J. Technical note: Efficient protocol for isolation of total ribonucleic acid from lyophilized fat and muscle pig samples. Journal of Animal Science. 88 (2), 442-445 (2010).
- Pratt, S. L., Burns, T. A., Owens, M. D., Duckett, S. K. Isolation of total RNA and detection procedures for miRNA present in bovine-cultured adipocytes and adipose tissues. Methods in Molecular Biology. 936 (1), 181-194 (2013).
- Cirera, S. Highly efficient method for isolation of total RNA from adipose tissue. BMC Research Notes. 6 (1), 472 (2013).
- Rio, D. C., Ares, M., Hannon, G. J., Nilsen, T. W. Purification of RNA using TRIzol (TRI reagent). Cold Spring Harbor Protocols. 2010 (6), (2010).
- Cho, K. W., Morris, D. L., Lumeng, C. N. Flow cytometry analyses of adipose tissue macrophages. Methods in Enzymology. 537 (1), 297-314 (2014).
- Berry, R., Rodeheffer, M. S. Characterization of the adipocyte cellular lineage in vivo. Nature Cell Biology. 15 (3), 302-308 (2013).
- Jang, Y., et al. Characterization of adipose tissue-derived stromal vascular fraction for clinical application to cartilage regeneration. In Vitro Cellular & Developmental Biology - Animal. 51 (2), 142-150 (2015).
- Nicoletti, G. F., De Francesco, F., D'Andrea, F., Ferraro, G. A. Methods and procedures in adipose stem cells: state of the art and perspective for translation medicine. Journal of Cellular Physiology. 230 (3), 489-495 (2015).
- Palumbo, P., et al. Methods of isolation, characterization and expansion of human adipose-derived stem cells (ASCs): an overview. International Journal of Molecular Sciences. 19 (7), 1897 (2018).
- Raposio, E., Bertozzi, N. How to isolate a ready-to-use adipose-derived stem cells pellet for clinical application. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 21 (18), 4252-4260 (2017).
- Silva, K. R., et al. Characterization of stromal vascular fraction and adipose stem cells from subcutaneous, preperitoneal and visceral morbidly obese human adipose tissue depots. PLoS One. 12 (3), 0174115 (2017).
- Wankhade, U. D., Shen, M., Kolhe, R., Fulzele, S. Advances in adipose-derived stem cells isolation, characterization, and application in regenerative tissue engineering. Stem Cells International. 2016 (1), 3206807 (2016).
- Zavan, B., et al. Persistence of CD34 stem marker in human lipoma: searching for cancer stem cells. International Journal of Biological Sciences. 11 (10), 1127-1139 (2015).
- Dey, A., Allen, J., Hankey-Giblin, P. A. Ontogeny and polarization of macrophages in inflammation: blood monocytes versus tissue macrophages. Frontiers in Immunology. 5 (1), 683 (2014).
- Liddiard, K., Taylor, P. R. Understanding local macrophage phenotypes in disease: shape-shifting macrophages. Nature Medicine. 21 (2), 119-120 (2015).
- Prieur, X., et al. Differential lipid partitioning between adipocytes and tissue macrophages modulates macrophage lipotoxicity and M2/M1 polarization in obese mice. Diabetes. 60 (3), 797-809 (2011).
- Wang, H., et al. CD68(+)HLA-DR(+) M1-like macrophages promote motility of HCC cells via NF-kappaB/FAK pathway. Cancer Letters. 345 (1), 91-99 (2014).
- Yamamoto, Y., et al. Decreased human leukocyte antigen-DR expression in the lipid raft by peritoneal macrophages from women with endometriosis. Fertility and Sterility. 89 (1), 52-59 (2008).
- Italiani, P., Boraschi, D. From monocytes to M1/M2 macrophages: phenotypical vs. functional differentiation. Frontiers in Immunology. 5 (1), 514 (2014).
- Perdiguero, E. G., Geissmann, F. The development and maintenance of resident macrophages. Nature Immunology. 17 (1), 2-8 (2016).