Summary

Immunfluorescerende farvning til visualisering af heterochromatin associerede proteiner i Drosophila Spytkirtler

Published: August 21, 2021
doi:

Summary

Denne protokol har til formål at visualisere heterochromatin aggregater i Drosophila polytene celler.

Abstract

Visualisering af heterochromatin aggregater ved immunostaining kan være udfordrende. Mange pattedyr komponenter af kromatin er bevaret i Drosophila melanogaster. Derfor er det en fremragende model til at studere heterochromatindannelse og vedligeholdelse. Polyteniserede celler, som dem, der findes i spytkirtler af tredje instar D. melanogaster larver, giver et glimrende værktøj til at observere kromatin forstærket næsten tusind gange og har gjort det muligt for forskere at studere ændringer i fordelingen af heterochromatin i kernen. Selv om observationen af heterochromatinkomponenter kan udføres direkte i polytenkromosompræparater, kan lokaliseringen af nogle proteiner ændres ved behandlingens sværhedsgrad. Derfor supplerer den direkte visualisering af heterochromatin i celler denne type undersøgelse. I denne protokol beskriver vi de immunostainingteknikker, der anvendes til dette væv, brugen af sekundære fluorescerende antistoffer og konfokal mikroskopi for at observere disse heterochromatinaggregater med større præcision og detaljer.

Introduction

Siden de tidlige undersøgelser af Emil Heitz1, heterochromatin er blevet betragtet som en vigtig regulator af cellulære processer som genekspression, meiotisk og mitotisk adskillelse af kromosomer og opretholdelse af genomstabilitet2,3,4.

Heterochromatin er hovedsageligt opdelt i to typer: konstituerende heterochromatin, der karakteristisk definerer gentagne sekvenser, og transponerbare elementer, der er til stede på specifikke kromosomsteder såsom telomerer og centromerer. Denne type heterochromatin defineres hovedsageligt epigentisk ved specifikke histonemærker såsom di eller tri-methylering af lysin 9 af histone H3 (H3K9me3) og binding af Heterochromatinproteinet 1a (HP1a)5,6. På den anden side lokaliserer fakultets heterochromatin gennem kromosomets arme og består hovedsageligt af udviklingst bragt til tavshed gener7,8. Immunostaining af heterochromatinblokke i metafaseceller eller observation af heterochromatinaggregater i interfaseceller har afsløret meget lys i forståelsen af dannelsen og funktionen af heterokromatiske regioner9.

Brugen af Drosophila som modelsystem har gjort det muligt at udvikle vigtige værktøjer til at studere heterochromatin uden brug af elektronmikroskopi10. Siden beskrivelsen af positionseffektvariation og opdagelsen af heterochromatin-associerede proteiner, såsom HP1a, og histone postoversættelsesændringer, har mange grupper udviklet flere immunohistokemiske teknikker, der tillader visualisering af disse heterokromatiske regioner10,11.

Disse teknikker er baseret på brugen af specifikke antistoffer, der genkender heterochromatin-associerede proteiner eller histonemærker. For hver celletype og antistof skal fikserings- og gennemtrængningsbetingelserne bestemmes empirisk. Forholdene kan også variere, hvis der anvendes yderligere mekaniske processer såsom squashteknikker. I denne protokol beskriver vi brugen af Drosophila spytkirtler til at studere heterokromatisk foci. Spytkirtler har polyteniserede celler, der indeholder mere end 1.000 kopier af genomet, hvilket giver et forstærket billede af de fleste af kromatinfunktionerne, med undtagelse af satellit-DNA og nogle heterokromatiske regioner, der er under replikeret. Ikke desto mindre visualiseres heterochromatinområder let i polytene kromosompræparater, men squashteknikkerne kan undertiden forstyrre karakteristiske chromatin-bundne komplekser eller chromatinarkitekturen. Derfor kan immunolocalisering af proteiner i hele spytkirtelvæv overgå disse uønskede virkninger. Vi har brugt denne protokol til at opdage flere chromatinbundne proteiner, og vi har vist, at denne protokol kombineret med mutante Drosophila-bestande kan bruges til at studere heterochromatinforstyrrelser12.

Protocol

1. Tredje instar larver kultur Forbered 1 liter standardmedier ved at tilsætte 100 g gær, 100 g uraffineret hele rørsukker, 16 g agar, 10 ml propionsyre og 14 g gelatine. Opløs alle ingredienser undtagen gær i 800 mL vand fra hanen og derefter opløse gær. Autoklave straks i 30 minutter. Lad derefter mediet køle ned til 60 °C og tilsæt propionsyre til en endelig koncentration 0,01%. Lad flasken stå, indtil gelatinen er dannet. For at optimere 3o instar larverkulturen ska…

Representative Results

Repræsentative resultater af HP1a immunostaining i Drosophila spytkirtler er vist i figur 1. Et positivt resultat er at observere et omdrejningspunkt (figur 1a) (heterokromatisk aggregat eller kondensat). Et negativt resultat er intet signal eller et spredt signal. Nogle gange kan der observeres et dobbelt signal, det vil sige med et dobbeltpunkt (Figur 1c), men det forekommer normalt i mindre mængder. <p class="jove_…

Discussion

Den cellulære funktion af eukaryote organismer kan definere 3D-strukturen i kernen, som understøttes af interaktioner mellem forskellige proteiner med kromatin og forskellige molekyler, herunder RNA. I de sidste tre år har de biologiske kondensater, der har haft relevans, herunder heterochromatin, taget en grundlæggende rolle i bestemmelsen af faseadskillelse, der fremmer den særskilte nukleare rumlige organisering af aktiv og undertrykkende chromatin 16,17<…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi takker Marco Antonio Rosales Vega og Abel Segura for at tage nogle af de konfokale billeder, Carmen Muñoz for medieforberedelse og Dr. Arturo Pimentel, M.C. Andrés Saralegui og Dr. Chris Wood fra LMNA for at få råd om brugen af mikroskoperne.

Materials

1.5 mL microcentrifuge tubes Axygen MCT-150-C 11351904 brand not critical
16% formaldehyde Thermo Scientific 28908
AF1 Citifluor Ted pella 19470 25 mL
BSA, Molecular Biology Grade Roche 10735078001 brand not critical
Complete, protease inhibitors Ultra EDTA-free
protease inhibitors
Merck 5892953001
Coverslip Corning CLS285022-200EA 22×22, brand not critical
DTT Sigma d9779 brand not critical
EDTA Sigma E5134 brand not critical
EGTA brand not critical
Glass slide Gold seal 3011 brand not critical
H3BO3 Baker 0084-01 brand not critical
H3K9me3 Abcam 8889
HP1a Hybridoma Bank C1A9 Product Form Concentrate 0.1 mL
KCl Baker 3040-01 brand not critical
Methanol Baker 9070-03 brand not critical
NaCl Sigma 71376 brand not critical
NaOH brand not critical
PIPES brand not critical
Rotator Thermo Scientific 13-687-12Q  Labquake Tube Shaker
Thermo Mixer C Eppendorf 13527550 SmartBlock 1.5 mL
Tris Milipore 648311 brand not critical
Triton X-100 Sigma T8787 100 mL, brand not critical
β-mercaptoethanol Bio-Rad 1610710 25 mL, brand not critical

References

  1. Berger, F. Emil Heitz, a true epigenetics pioneer. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 20 (10), 572 (2019).
  2. Irick, H. A new function for heterochromatin. Chromosoma. 103 (1), 1-3 (1994).
  3. Kasinathan, B., et al. Innovation of heterochromatin functions drives rapid evolution of essential ZAD-ZNF genes in Drosophila. Elife. , 1-31 (2020).
  4. Lifschytz, E., Hareven, D. Heterochromatin markers: Arrangement of obligatory heterochromatin, histone genes and multisite gene families in the interphase nucleus of D. melanogaster. Chromosoma. 86 (4), 443-455 (1982).
  5. Eissenberg, J. C., Elgin, S. C. R. HP1a: A structural chromosomal protein regulating transcription. Trends in Genetics. 30 (3), 103-110 (2014).
  6. Lee, Y. C. G., et al. Pericentromeric heterochromatin is hierarchically organized and spatially contacts H3K9me2 islands in euchromatin. PLoS Genetics. 16 (3), 1-27 (2020).
  7. Koryakov, D. E., et al. The SUUR protein is involved in binding of SU (VAR)3-9 and methylation of H3K9 and H3K27 in chromosomes of Drosophila melanogaster. Chromosome Research. 19 (2), 235-249 (2011).
  8. Cao, R., et al. Role of Histone H3 Lysine 27 Methylation in Polycomb-Group Silencing. Science. 298 (5595), 1039 (2002).
  9. Hines, K. A., et al. Domains of heterochromatin protein 1 required for Drosophila melanogaster heterochromatin spreading. Genetics. 182 (4), 967-977 (2009).
  10. Elgin, S. C. R., Reuter, G. Position-effect variegation, heterochromatin formation, and gene silencing in Drosophila. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 5 (8), 1-26 (2013).
  11. Eissenberg, J. C., Elgin, S. C. R. HP1a: A structural chromosomal protein regulating transcription. Trends in Genetics. 30 (3), 103-110 (2014).
  12. Meyer-Nava, S., Torres, A., Zurita, M., Valadez-graham, V. Molecular effects of dADD1 misexpression in chromatin organization and transcription. BMC Molecular and Cell Biology. 2, 1-17 (2020).
  13. Tennessen, J. M., Thummel, C. S. Coordinating growth and maturation – Insights from drosophila. Current Biology. 21 (18), 750-757 (2011).
  14. Cai, W., Jin, Y., Girton, J., Johansen, J., Johansen, K. M. Preparation of drosophila polytene chromosome squashes for antibody labeling. Journal of Visualized Experiments. (36), 1-4 (2010).
  15. Bainbridge, S. P., Bownes, M. Staging the metamorphosis of Drosophila melanogaster. Journal of Embryology and Experimental Morphology. 66 (1967), 57-80 (1981).
  16. Larson, A. G., et al. Liquid droplet formation by HP1α suggests a role for phase separation in heterochromatin. Nature. 547 (7662), 236-240 (2017).
  17. Larson, A. G., Narlikar, G. J. The Role of Phase Separation in Heterochromatin Formation, Function, and Regulation. Biochemistry. 57 (17), 2540-2548 (2018).
  18. Keenen, M. M., Larson, A. G., Narlikar, G. J. Visualization and Quantitation of Phase-Separated Droplet Formation by Human HP1α. Methods in Enzymology. , (2018).
  19. Lu, B. Y., Emtage, P. C., Duyf, B. J., Hilliker, a. J., Eissenberg, J. C. Heterochromatin protein 1 is required for the normal expression of two heterochromatin genes in Drosophila. Genetics. 155 (2), 699-708 (2000).
  20. Marsano, R. M., Giordano, E., Messina, G., Dimitri, P. A New Portrait of Constitutive Heterochromatin: Lessons from Drosophila melanogaster. Trends in Genetics. , (2019).
  21. Strom, A. R., et al. Phase separation drives heterochromatin domain formation. Nature. 547 (7662), 241-245 (2017).
  22. Sanulli, S., et al. HP1 reshapes nucleosome core to promote phase separation of heterochromatin. Nature. 575 (7782), 390-394 (2019).
  23. Dialynas, G., Delabaere, L., Chiolo, I. Arp2/3 and Unc45 maintain heterochromatin stability in Drosophila polytene chromosomes. Experimental Biology and Medicine. 244 (15), 1362-1371 (2019).
  24. Kolesnikova, T. D., et al. Induced decondensation of heterochromatin in drosophila melanogaster polytene chromosomes under condition of ectopic expression of the supressor of underreplication gene. Fly. 5 (3), 181-190 (2011).
  25. Bettinger, J. C., Lee, K., Rougvie, A. E. Stage-specific accumulation of the terminal differentiation factor LIN-29 during Caenorhabditis elegans development. Development. 122 (8), 2517-2527 (1996).
  26. Messina, G., et al. Yeti, an essential Drosophila melanogaster gene, encodes a protein required for chromatin organization. Journal of Cell Science. 127 (11), 2577-2588 (2014).
  27. Aguilar-Fuentes, J., et al. p8/TTDA overexpression enhances UV-irradiation resistance and suppresses TFIIH mutations in a Drosophila trichothiodystrophy model. PLOS Genetics. 4 (11), 1-9 (2008).
  28. Reynaud, E., Lomeli, H., Vazquez, M., Zurita, M. The Drosophila melanogaster Homologue of the Xeroderma Pigmentosum D Gene Product Is Located in Euchromatic Regions and Has a Dynamic Response to UV Light-induced Lesions in Polytene Chromosomes. Molecular Biology of the Cell. 10 (4), 1191-1203 (1999).
  29. Farkaš, R., Mechler, B. M. The timing of Drosophila salivary gland apoptosis displays an I (2)gl-dose response. Cell Death & Differentiation. 7 (1), 89-101 (2000).
  30. Zhang, P., Spradling, A. C. The Drosophila salivary gland chromocenter contains highly polytenized subdomains of mitotic heterochromatin. Genetics. 139 (2), 659-670 (1995).
  31. Stormo, B. M., Fox, D. T. Polyteny: still a giant player in chromosome research. Chromosome Research. 25 (3-4), 201-214 (2017).
check_url/62408?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Meyer-Nava, S., Zurita, M., Valadez-Graham, V. Immunofluorescent Staining for Visualization of Heterochromatin Associated Proteins in Drosophila Salivary Glands. J. Vis. Exp. (174), e62408, doi:10.3791/62408 (2021).

View Video