JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Biology

Måling af fotofysiologi af vedhæftet fase af colacium sp. ved hjælp af et Cuvette-Type Fast Repetition Rate Fluorometer

Published: November 12, 2021
doi:
10.3791/63108
, , ,
1Lake Biwa Branch Office,National Institute for Environmental Studies, 2Center for Regional Environmental Research,National Institute for Environmental Studies, 3Graduate School of Human Development and Environment,Kobe University, 4Lake Biwa Environmental Research Institute

Summary

Fluorometer med hurtig gentagelseshastighed (FRRf) er en gavnlig metode til måling af fotosystem II fotofysiologi og primær produktivitet. Her beskriver vi en protokol til måling af PSII-fotofysiologi af epizoisk alge, Colacium sp. på substrat zooplankton ved hjælp af kuvette-type FRRf.

Abstract

Fluorometer med hurtig gentagelseshastighed (FRRf) er en gavnlig metode til måling af fotosystem II (PSII) fotofysiologi og primær produktivitet. Selvom FRRf kan måle PSII-absorptionstværsnit (σ PSII), maksimal fotokemisk effektivitet (Fv / Fm), effektiv fotokemisk effektivitet (Fq ′/Fm′) og ikke-fotokemisk slukning (NPQNSV) for forskellige eukaryote alger og cyanobakterier, har næsten alle FRRf-undersøgelser til dato fokuseret på fytoplankton. Her beskriver protokollen, hvordan man måler PSII-fotofysiologi af en epizoisk alge Colacium sp. Ehrenberg 1834 (Euglenophyta), i sin vedhæftede fase (knyttet til zooplankton), ved hjælp af kuvette-type FRRf. For det første estimerede vi virkningerne af substrat zooplankton (Scapholeberis mucronata O.F. Müller 1776, Cladocera, Daphniidae) på baseline fluorescens og σ PSII, Fv / Fm, Fq ‘/ Fm‘ og NPQNSV af planktonisk Colacium sp. For at validere denne metode registrerede vi fotofysiologiske målinger af vedhæftet Colacium sp. på S. mucronata og sammenlignede disse resultater med dets planktoniske stadium. Repræsentative resultater viste, hvordan protokollen kunne bestemme virkningerne af calcium (Ca) og mangan (Mn) på Colacium sp. fotofysiologi og identificere de forskellige virkninger af Mn-berigelse mellem vedhæftede og planktoniske stadier. Endelig diskuterer vi tilpasningsevnen af denne protokol til andre perifytiske alger.

Introduction

Klorofylvariabel fluorescens er et nyttigt værktøj til måling af algefotosystem II (PSII) fotofysiologi. Alger reagerer på forskellige miljøbelastninger, såsom overskydende lys- og næringsstofmangel, ved at ændre deres PSII-fotofysiologi. Fluorometer med hurtig gentagelseshastighed (FRRf) er en almindelig metode til måling af PSII-fotofysiologi1,2 og estimering af primær produktivitet1,3,4, som muliggør overvågning af fytoplankton PSII-fotofysiologi samt primær produktivitet på tværs af brede rumlige og tidsmæssige skalaer5,6,7. FRRf kan samtidig måle PSII (σ PSII) absorptionstværsnit, reaktionscenter ([RCII]) koncentration, maksimal fotokemisk effektivitet (Fv/Fm), effektiv fotokemisk effektivitet (Fq′/Fm′) og ikke-fotokemisk slukning (NPQNSV) (tabel 1). Generelt defineres Fv/Fm og Fq′/Fm′ som PSII-aktivitet8, mens NPQNSV defineres som relativ varmeafledningen energi9.

Det er vigtigt, at enkeltomsætningsglimt (ST) af FRRf fuldt ud reducerer den primære quinonelektronacceptor, QA, men ikke plastoquinonpuljen. Omvendt kan multipel omsætning (MT) blink fra et pulsamplitudemodulationsfluorometer (PAM) reducere begge. ST-metoden har en klar fordel i forhold til MT-metoden, når den mulige oprindelse af NPQNSV identificeres ved samtidig at måle genvindingskinetik af Fv/ Fm, Fq′/Fm′, NPQNSV og σ PSII10. Til dato er flere typer FRRf-instrumenter, såsom nedsænket type, kuvette-type og flow-through-type, kommercielt tilgængelige. FRRf af nedsænkningstypen muliggør in situ-målinger i oceaner og søer, mens FRRf af kuvettetypen er velegnet til måling af små prøvevolumener. Gennemstrømningstypen bruges almindeligvis til kontinuerligt at måle fytoplanktons fotofysiologi i overfladevand.

I betragtning af udviklingen af PAM-fluorometre, herunder kuvettetypen, til en bred vifte af forsøgspersoner11 er PAM-fluorometre stadig mere almindelige end FRRF’er i algefotofysiologisk forskning12. For eksempel, selvom prøvekammerstrukturen og kuvettekapaciteten mellem disse værktøjer kun adskiller sig lidt, er KUVETTE-typen PAM blevet anvendt på fytoplanktoner13,14,15, bentiske mikroalger16,17,18, isalger19 og epizoiske alger20, mens KUVette-typen FRRf primært er blevet anvendt på fytoplanktoner21,22,23 og et begrænset antal isalgesamfund24,25. På grund af sin effektivitet er KUVETTE-TYPE FRRF lige så anvendelig på bentiske og epizoiske alger. Derfor vil udvidelsen af dens anvendelse give betydelig indsigt i PSII-fotofysiologi, især for mindre kendt epizoisk algefotofysiologi.

Epizoiske alger har fået lidt opmærksomhed, med få undersøgelser, der undersøger deres PSII-fotofysiologi20,26, sandsynligvis på grund af deres mindre roller i akvatiske fødebaner27,28. Epibionter, herunder epizoiske alger, kan imidlertid påvirke zooplanktonsamfundets dynamik positivt, såsom stigende reproduktions- og overlevelsesrater29,30, samt negative påvirkningsprocesser, såsom stigende synkehastighed29,31 og sårbarhed over for visuelle rovdyr32,33,34,35,36 . Derfor er det afgørende at udforske de miljømæssige og biologiske faktorer, der styrer epibiontdynamikken i zooplanktonsamfund.

Blandt epizoiske alger er Colacium Ehrenberg 1834 (Euglenophyta) en almindelig ferskvands-, algegruppe32,37,38,39 med forskellige livsstadier, herunder vedhæftet (figur 1A-D), ikke-bevægelig planktonisk (figur 1E,F) og bevægelige planktoniske stadier40,41 . Under det ikke-bevægelige planktoniske stadium lever celler som enkeltcelleplanktoner, aggregerede kolonier eller etlags arkkolonier, dækket af slimhinde42. I det vedhæftede stadium anvender Colacium sp. slimhinde udskilt fra den forreste ende af cellen37,39,41 til at binde sig til substratorganismer (basibionter), især mikrokrebsdyr41,43. Deres livscyklus indebærer også at løsrive sig fra det smeltede exoskelet eller døde basibiont og svømme med deres flagella for at finde en anden substratorganisme39. Både planktoniske og vedhæftede stadier kan øge deres befolkningsstørrelse ved mitose40. Selvom deres vedhæftede stadium antages at være et evolutionært træk til indsamling af ressourcer, såsom lys44 og sporstoffer41,45,46 eller som en spredningsstrategi27, er der kun få eksperimentelle beviser tilgængelige om disse aspekter37,41,44, og de vigtigste fastgørelsesmekanismer er stort set ukendte. Rosowski og Kugrens forventede f.eks., at Colacium opnår mangan (Mn) fra substrat copepods41, koncentreret i exoskelettet47.

Her beskriver vi, hvordan man måler PSII-fotofysiologi af planktonalger og den tilhørende anvendelsesmetode til målretning af vedhæftede alger (fastgørelse til zooplankton) med Colacium sp.-celler ved hjælp af kuvette-typen FRRf. Vi bruger Act2-systemet udstyret med tre lysemitterende dioder (LED’er), der giver flash excitation energi centreret ved 444 nm, 512 nm og 633 nm48. Her svarer 444 nm (blå) til absorptionstoppen af chrophyll a (Chl-a), mens 512 nm (grøn) og 633 nm (orange) svarer til absorptionstoppene af henholdsvis phycoerythrin og phycocyanin. Den fluorescerende signaldetekteringstop er 682 nm med 30 nm halv båndbredde. Da det er svært at finde det planktoniske stadium af Colacium sp. i naturlige miljøer, blev deres vedhæftede fase indsamlet til eksperimenterne. Blandt de talrige substratorganismer,Scapholeberis mucronata O.F. Müller 1776 (Branchiopoda, Daphniidae; Figur 1A, B, G) er en af de enkleste at håndtere på grund af deres langsomme svømmehastighed, store kropsstørrelse (400-650 μm) og unikke adfærd (hængende på hovedet på vandoverfladen). Derfor bruger denne protokol Colacium sp. fastgjort på S. mucronata som et casestudie af Colacium-basibiont-systemet. For at undgå fluorescens afledt af tarmindholdet blev S. mucronata sultet. Da en tidligere undersøgelse rapporterede, at fluorescenssignalet fra tarmindholdet (indtagne alger) viser et femdoblingsfald efter 40 min49, forventede vi, at 90 minutters sult ville være nok til at minimere muligheden for, at tarmindholdsfluorescens påvirker FRRf-målingen med minimale virkninger af eksperimentel stress til Colacium sp., såsom næringsstofmangel. Desuden blev denne protokol anvendt til at præcisere fastgørelsesmekanismen for Colacium sp. og bestemme, hvordan to metaller, calcium (Ca) og mangan (Mn) påvirker fotofysiologien af både planktoniske og vedhæftede trin. Calcium spiller nøgleroller i de fotosyntetiske veje50 på flere måder, og begge metaller er nødvendige for at konstruere de iltudviklende komplekser i PSII51. Da calcium og mangan er stærkt koncentreret i rygskjoldet af krebsdyr zooplankton47, antager vi, at Colacium sp. fotofysiologi kan reagere mere fremtrædende på Ca og Mn berigelse i planktonisk fase, hvis dette livsstadium opnår disse elementer fra S. mucronata under det vedhæftede stadium.

Protocol

1. Prøveudtagning Saml søvand fra overfladen med en spand. For at målrette Colacium sp. fastgjort til S. mucronata (figur 1A-C) filter 0,5-10 L søvand ved hjælp af et 100 μm nylonnet net52.BEMÆRK: S. mucronata ofte tæt aggregeret i lavt, eutrofisk, mudret vand, såsom blandt reed (phragmites) områder. Opbevar de koncentrerede prøver i 500 ml plastflasker med 350 ml søvand. …

Representative Results

Der var ingen signifikant effekt af baseline fluorescens (figur 5) eller Chl-a fluorescens (figur 6) af S. mucronata op til 5 personer (inds.) ml-1. Fv/Fm og NPQNSV blev dog signifikant påvirket, da S. mucronata var 7,5 inds·ml-1. Derfor valgte vi til måling af fotofysiologien af Colacium sp. under det vedhæftede stadium S. mucronata</em…

Discussion

Denne protokol viste for første gang, at fotofysiologi af Colacium sp. under det vedhæftede stadium i et naturligt miljø kan sammenlignes med dets planktoniske stadium i AF-6-medium. Derudover påvirkede tarmindholdet i udsultet S. mucronata ikke baseline og Chl-a fluorescens, når densiteten var ≤5 inds·ml-1 (figur 5 og figur 6). Disse resultater tyder på, at denne protokol kan måle fotofysiologi af Colacium</em…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Arbejdet blev støttet af Collaborative Research Fund fra Shiga Prefecture med titlen “Study on water quality and lake-bottom environment for the protection of the solidness of water environment” under det japanske tilskud til regional revitalisering og Environment Research and Technology Development Fund (nr. 5-1607) fra Miljøministeriet, Japan. https://www.kantei.go.jp/jp/singi/tiiki/tiikisaisei/souseikoufukin.html. Forfatterne vil gerne takke Enago (www.enago.jp) for den engelsksprogede anmeldelse.

Materials

Acrodisc syringe filter Pall Corporation, Ann Arbor, MI, USA 0.2 μm pore size
Act2Run CTG Ltd., West Molesey, UK
Biotin Wako 023-08711 AF-6 medium
CaCl2·2H2O Wako 031-25031 AF-6 medium
CaCO3 Wako 036-00382 AF-6 medium
Citric acid Wako 036-05522 AF-6 medium
CoCl2·6H2O Wako 036-03682 AF-6 medium
Concentrated Chlorella Recenttec, Tokyo, Japan 20 mg C·mL−1 ; store at 4 °C
FastOcean Act2 CTG Ltd., West Molesey, UK
Fe-citrate Wako 093-00952 AF-6 medium
FeCl3·6H2O Wako 091-00872 AF-6 medium
HCLP-880PF Nippon Medical and Chemical Instruments
 Co., Ltd., Osaka, Japan		 With LED light bulbs
K2HPO4 Wako 160-04292 AF-6 medium
KH2PO4 Wako 167-04241 AF-6 medium
MgSO4·7H2O Wako 137-00402 AF-6 medium
MnCl3·4H2O Wako 139-00722 AF-6 medium
Na2EDTA Wako 343-01861 AF-6 medium
Na2MoO4 Wako 196-02472 AF-6 medium
NaNO3 Wako 191-02542 AF-6 medium
NH4NO3 Wako 015-03231 AF-6 medium
Plankton Counter Matsunami Glass, Osaka, Japan S6300
Pylex test tube CTG Ltd., West Molesey, UK With rim, 16 x 100 mm
Vit. B1 Wako 203-00851 AF-6 medium
Vit. B12 Wako 226-00343 AF-6 medium
Vit. B6 Wako 165-05401 AF-6 medium
ZnSO4·7H2O Wako 264-00402 AF-6 medium
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kolber, Z., Falkowski, P. G. Use of active fluorescence to estimate phytoplankton photosynthesis in situ. Limnology and Oceanography. 38 (8), 1646-1665 (1993).
  2. Kolber, Z. S., Prášil, O., Falkowski, P. G. Measurements of variable chlorophyll fluorescence using fast repetition rate techniques: defining methodology and experimental protocols. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1367 (1), 88-106 (1998).
  3. Oxborough, K., Moore, C. M., Suggett, D. J., Lawson, T., Chan, H. G., Geider, R. J. Direct estimation of functional PSII reaction center concentration and PSII electron flux on a volume basis: a new approach to the analysis of Fast Repetition Rate fluorometry (FRRf) data. Limnology and Oceanography: Methods. 10 (3), 142-154 (2012).
  4. Smyth, T. J., Pemberton, K. L., Aiken, J., Geider, R. J. A methodology to determine primary production and phytoplankton photosynthetic parameters from fast repetition rate fluorometry. Journal of Plankton Research. 26 (11), 1337-1350 (2004).
  5. Lawrenz, E., et al. Predicting the electron requirement for carbon fixation in seas and oceans. PLoS ONE. 8 (3), 58137 (2013).
  6. Zhu, Y., et al. Relationship between light, community composition and the electron requirement for carbon fixation in natural phytoplankton. Marine Ecology Progress Series. 580, 83-100 (2017).
  7. Schuback, N., Tortell, P. D. Diurnal regulation of photosynthetic light absorption, electron transport and carbon fixation in two contrasting oceanic environments. Biogeosciences. 16 (7), 1381-1399 (2019).
  8. Cosgrove, J., Borowitzka, M. A. Chlorophyll fluorescence terminology: an introduction. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. , 1-17 (2010).
  9. McKew, B. A., et al. The trade-off between the light-harvesting and photoprotective functions of fucoxanthin-chlorophyll proteins dominates light acclimation in Emiliania huxleyi (clone CCMP 1516). New Phytologist. 200 (1), 74-85 (2013).
  10. Warner, M. E., Lesser, M. P., Ralph, P. J. Chlorophyll fluorescence in reef building corals. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. , 209-222 (2010).
  11. Bhagooli, R., et al. Chlorophyll fluorescence – A tool to assess photosynthetic performance and stress photophysiology in symbiotic marine invertebrates and seaplants. Marine Pollution Bulletin. 165, 112059 (2021).
  12. Zavafer, A., Labeeuw, L., Mancilla, C. Global trends of usage of chlorophyll fluorescence and projections for the next decade. Plant Phenomics. 2020, 6293145 (2020).
  13. Goto, N., Tanaka, Y., Mitamura, O. Relationships between carbon flow through freshwater phytoplankton and environmental factors in Lake Biwa, Japan. Fundamental and Applied Limnology/Archiv für Hydrobiologie. 184 (4), 261-275 (2014).
  14. Napoléon, C., Raimbault, V., Claquin, P. Influence of nutrient stress on the relationships between PAM measurements and carbon incorporation in four phytoplankton species. PLOS ONE. 8 (6), 66423 (2013).
  15. Morris, E. P., Kromkamp, J. C. Influence of temperature on the relationship between oxygen- and fluorescence-based estimates of photosynthetic parameters in a marine benthic diatom (Cylindrotheca closterium). European Journal of Phycology. 38 (2), 133-142 (2003).
  16. Fraga, S., Rodríguez, F., Bravo, I., Zapata, M., Marañón, E. Review of the main ecological features affecting benthic dinoflagellate blooms. Cryptogamie, Algologie. 33 (2), 171-179 (2012).
  17. McMinn, A., et al. Quantum yield of the marine benthic microflora of near-shore coastal Penang, Malaysia. Marine and Freshwater Research. 56 (7), 1047-1053 (2005).
  18. Salleh, S., McMinn, A. The effects of temperature on the photosynthetic parameters and recovery of two temperate benthic microalgae, Amphora cf. coffeaeformis and Cocconeis cf. sublittoralis (Bacillariophyceae). Journal of Phycology. 47 (6), 1413-1424 (2011).
  19. McMinn, A., Pankowskii, A., Ashworth, C., Bhagooli, R., Ralph, P., Ryan, K. In situ net primary productivity and photosynthesis of Antarctic sea ice algal, phytoplankton and benthic algal communities. Marine Biology. 157 (6), 1345-1356 (2010).
  20. Garbary, D. J., Bird, C. J., Kim, K. Y. Sporocladopsis jackii, sp. nov. (Chroolepidaceae, chlorophyta): a new species from eastern Canada and Maine symbiotic with the mud snail, Ilyanassa obsoleta (Gastropoda). Rhodora. 107 (929), 52-68 (2005).
  21. Suggett, D. J., Oxborough, K., Baker, N. R., MacIntyre, H. L., Kana, T. M., Geider, R. J. Fast repetition rate and pulse amplitude modulation chlorophyll a fluorescence measurements for assessment of photosynthetic electron transport in marine phytoplankton. European Journal of Phycology. 38 (4), 371-384 (2003).
  22. Hughes, D. J., et al. Impact of nitrogen availability upon the electron requirement for carbon fixation in Australian coastal phytoplankton communities. Limnology and Oceanography. 63 (5), 1891-1910 (2018).
  23. Melrose, D. C., Oviatt, C. A., O’Reilly, J. E., Berman, M. S. Comparisons of fast repetition rate fluorescence estimated primary production and 14C uptake by phytoplankton. Marine Ecology Progress Series. 311, 37-46 (2006).
  24. Yoshida, K., Seger, A., Kennedy, F., McMinn, A., Suzuki, K. Freezing, melting, and light stress on the photophysiology of ice algae: ex situ incubation of the ice algal diatom Fragilariopsis cylindrus (Bacillariophyceae) using an ice tank. Journal of Phycology. 56 (5), 1323-1338 (2020).
  25. Selz, V., et al. Ice algal communities in the Chukchi and Beaufort Seas in spring and early summer: composition, distribution, and coupling with phytoplankton assemblages. Limnology and Oceanography. 63 (3), 1109-1133 (2018).
  26. Falasco, E., Bo, T., Ghia, D., Gruppuso, L., Bona, F., Fenoglio, S. Diatoms prefer strangers: non-indigenous crayfish host completely different epizoic algal diatom communities from sympatric native species. Biological Invasions. 20 (10), 2767-2776 (2018).
  27. Møhlenberg, F., Kaas, H. Colacium vesiculosum Ehrenberg (Euglenophyceae), infestation of planktonic copepods in the Western Baltic. Ophelia. 31 (2), 125-132 (1990).
  28. Zalocar, Y., Frutos, S. M., Casco, S. L., Forastier, M. E., Vallejos, S. V. Prevalence of Colacium vesiculosum (Colaciales: Euglenophyceae) on planktonic crustaceans in a subtropical shallow lake of Argentina. Revista De Biologia Tropical. 59 (3), 1295-1306 (2011).
  29. Barea-Arco, J., Pérez-Martínez, C., Morales-Baquero, R. Evidence of a mutualistic relationship between an algal epibiont and its host, Daphnia pulicaria. Limnology and Oceanography. 46 (4), 871-881 (2001).
  30. Decaestecker, E., Declerck, S., De Meester, L., Ebert, D. Ecological implications of parasites in natural Daphnia populations. Oecologia. 144 (3), 382-390 (2005).
  31. Allen, Y. C., Stasio, B. T. D., Ramcharan, C. W. Individual and population level consequences of an algal epibiont on Daphnia. Limnology and Oceanography. 38 (3), 592-601 (1993).
  32. Willey, R. L., Cantrell, P. A., Threlkeld, S. T. Epibiotic euglenoid flagellates increase the susceptibility of some zooplankton to fish predation. Limnology and Oceanography. 35 (4), 952-959 (1990).
  33. Green, J. Parasites and epibionts of Cladocera. The Transactions of the Zoological Society of London. 32 (6), 417-515 (1974).
  34. Evans, M. S., Sicko-Goad, L. M., Omair, M. Seasonal occurrence of Tokophrya quadripartita (Suctoria) as epibionts on adult Limnocalanus macrurus (Copepoda: Calanoida) in southeastern Lake Michigan. Transactions of the American Microscopical Society. 98 (1), 102-109 (1979).
  35. Chiavelli, D. A., Mills, E. L., Threlkeld, S. T. Host preference, seasonality, and community interactions of zooplankton epibionts. Limnology and Oceanography. 38 (3), 574-583 (1993).
  36. Willey, R. L., Willey, R. B., Threlkeld, S. T. Planktivore effects on zooplankton epibiont communities: epibiont pigmentation effects. Limnology and Oceanography. 38 (8), 1818-1822 (1993).
  37. Rosowski, J. R., Willey, R. L. Colacium libellae sp. nov. (euglenophyceae), a photosynthetic inhabitant of the larval damselfly rectum. Journal of Phycology. 11 (3), 310-315 (1975).
  38. Willey, R. L., Threlkeld, S. T. Organization of crustacean epizoan communities in a chain of subalpine ponds. Limnology and Oceanography. 38 (3), 623-627 (1993).
  39. Al-Dhaheri, R. S., Willey, R. L. Colonization and reproduction of the epibiotic flagellate Colacium vesiculosum (euglenophyceae) on Daphnia pulex. Journal of Phycology. 32 (5), 770-774 (1996).
  40. Rosowski, J. R. Photosynthetic euglenoids. Freshwater Algae of North America. , 383-422 (2003).
  41. Rosowski, J. R., Kugrens, P. Observations on the euglenoid Colacium with special reference to the formation and morphology of attachment material. Journal of Phycology. 9 (4), 370-383 (1973).
  42. Salmaso, N., Tolotti, M. Other phytoflagellates and groups of lesser importance. Encyclopedia of Inland Waters. , 174-183 (2009).
  43. Threlkeld, S. T., Chiavelli, D. A., Willey, R. L. The organization of zooplankton epibiont communities. Trends in Ecology & Evolution. 8 (9), 317-321 (1993).
  44. Bertolo, A., Rodríguez, M. A., Lacroix, G. Control mechanisms of photosynthetic epibionts on zooplankton: an experimental approach. Ecosphere. 6 (11), (2015).
  45. Pringsheim, E. G. Notiz über Colacium (Euglenaceae). Österreichische Botanische Zeitschrift. 100 (3), 270-275 (1953).
  46. Wołowski, K., Duangjan, K., Peerapornpisal, Y. Colacium minimum (Euglenophyta), a new epiphytic species for Asia. Polish Botanical Journal. 60 (2), 179-185 (2015).
  47. Martin, J. H., Knauer, G. A. The elemental composition of plankton. Geochimica et Cosmochimica Acta. 37 (7), 1639-1653 (1973).
  48. Kazama, T., Hayakawa, K., Kuwahara, V. S., Shimotori, K., Imai, A., Komatsu, K. Development of photosynthetic carbon fixation model using multi-excitation wavelength fast repetition rate fluorometry in Lake Biwa. PLOS ONE. 16 (2), 0238013 (2021).
  49. Chesney, T., Sastri, A. R., Beisner, B. E., Nandini, S., Sarma, S. S. S., Juneau, P. Application of fluorometry (Phyto-PAM) for assessing food selection by cladocerans. Hydrobiologia. 829 (1), 133-142 (2019).
  50. Wang, Q., Yang, S., Wan, S., Li, X. The significance of calcium in photosynthesis. International Journal of Molecular Sciences. 20 (6), 1353 (2019).
  51. Dau, H., Haumann, M. Eight steps preceding O-O bond formation in oxygenic photosynthesis-A basic reaction cycle of the photosystem II manganese complex. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1767 (6), 472-483 (2007).
  52. Suthers, I., Bowling, L., Kobayashi, T., Rissik, D. . Sampling methods for plankton. Plankton: A guide to their ecology and monitoring for water quality. , 63-90 (2019).
  53. Błędzki, L. A., Rybak, J. I. . Freshwater Crustacean Zooplankton of Europe: Cladocera & Copepoda (Calanoida, Cyclopoida) Key to species identification, with notes on ecology, distribution, methods and introduction to data analysis. , (2016).
  54. Kato, S. Laboratory culture and morphology of Colacium vesiculosum Ehrb. (Euglenophyceae). Japanese Journal of Phycology (Sorui). 30, 63-67 (1982).
  55. Serôdio, J., Campbell, D. A. Photoinhibition in optically thick samples: Effects of light attenuation on chlorophyll fluorescence-based parameters. Journal of Theoretical Biology. 513, 110580 (2021).
  56. Sylvan, J. B., Quigg, A., Tozzi, S., Ammerman, J. W. Eutrophication-induced phosphorus limitation in the Mississippi River plume: evidence from fast repetition rate fluorometry. Limnology and Oceanography. 52 (6), 2679-2685 (2007).
  57. Browning, T. J., et al. P. Nutrient regulation of late spring phytoplankton blooms in the midlatitude North Atlantic. Limnology and Oceanography. 65 (6), 1136-1148 (2020).
  58. Pausch, F., Bischof, K., Trimborn, S. Iron and manganese co-limit growth of the Southern Ocean diatom Chaetoceros debilis. PLOS ONE. 14 (9), 0221959 (2019).
  59. Ferroni, L., Baldisserotto, C., Fasulo, M. P., Pagnoni, A., Pancaldi, S. Adaptive modifications of the photosynthetic apparatus in Euglena gracilis Klebs exposed to manganese excess. Protoplasma. 224 (3), 167-177 (2004).
  60. Gaiser, E. E., Bachmann, R. W. Seasonality, substrate pereference and attachment sites of epizoic diatoms on cladoceran zooplankton. Journal of Plankton Research. 16 (1), 53-68 (1994).
  61. Totti, C., et al. The diversity of epizoic diatoms: relationships between diatoms and marine invertebrates. The Diversity of Epizoic Diatoms. 16, 323-343 (2011).
  62. Perkins, M., Effler, S. W., Strait, C. M. Phytoplankton absorption and the chlorophyll a-specific absorption coefficient in dynamic Onondaga Lake. Inland Waters. 4 (2), 133-146 (2014).
  63. Kromkamp, J., Capuzzo, E., Philippart, C. J. M. Measuring phytoplankton primary production: review of existing methodologies and suggestions for a common approach. EcApRHA Deliverable WP 3.2. 28, (2017).
  64. Hughes, D., et al. Roadmaps and detours: active chlorophyll-a assessments of primary productivity across marine and freshwater systems. Environmental Science & Technology. 52 (21), 12039-12054 (2018).
  65. Perkins, R. G., et al. . The application of variable chlorophyll fluorescence to microphytobenthic biofilms. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. 4, 237-275 (2010).
  66. Schuback, N., Flecken, M., Maldonado, M. T., Tortell, P. D. Diurnal variation in the coupling of photosynthetic electron transport and carbon fixation in iron-limited phytoplankton in the NE subarctic Pacific. Biogeosciences. 13 (4), 1019-1035 (2016).
  67. Schreiber, U., Gademann, R., Ralph, P. J., Larkum, A. W. D. Assessment of photosynthetic performance of Prochloron in Lissoclinum patella in hospite by chlorophyll fluorescence measurements. Plant and Cell Physiology. 38 (8), 945-951 (1997).
  68. Garbary, D. J., Miller, A. G., Scrosati, R. A. Ascophyllum nodosum and its symbionts: XI. The epiphyte Vertebrata lanosa performs better photosynthetically when attached to Ascophyllum than when alone. Algae. 29 (4), 321-331 (2014).
  69. Gorbunov, M. Y., Kolber, Z. S., Lesser, M. P., Falkowski, P. G. Photosynthesis and photoprotection in symbiotic corals. Limnology and Oceanography. 46 (1), 75-85 (2001).
  70. Yellowlees, D., Warner, M. Photosynthesis in symbiotic algae. Photosynthesis in Algae. 14, 437-455 (2003).
  71. Wojtasiewicz, B., Stoń-Egiert, J. Bio-optical characterization of selected cyanobacteria strains present in marine and freshwater ecosystems. Journal of Applied Phycology. 28 (4), 2299-2314 (2016).
  72. Aardema, H. M., Rijkeboer, M., Lefebvre, A., Veen, A., Kromkamp, J. C. High-resolution underway measurements of phytoplankton photosynthesis and abundance as an innovative addition to water quality monitoring programs. Ocean Science. 15 (5), 1267-1285 (2019).

Tags

PhotophysiologyAttached AlgaeColacium Sp.Cuvette-type Fast Repetition Rate FluorometerZooplanktonScapholeberis MucronataFluorescenceChlorophyll AAF-6 MediumBaseline FluorescencePhotosynthetic ActivityReal-time MeasurementSample Distraction

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Kazama, T., Hayakawa, K., Shimotori, K., Imai, A. Measuring Photophysiology of Attached Stage of Colacium sp. by a Cuvette-Type Fast Repetition Rate Fluorometer. J. Vis. Exp. (177), e63108, doi:10.3791/63108 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image