JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Automatic Translation
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neuroscience

تسجيل انتقالات الكالسيوم في الوصلة العصبية العضلية للفأر بدقة زمنية عالية باستخدام المجهر البؤري

Published: December 01, 2021
doi:
10.3791/63308
, , , ,
1Laboratory of Biophysics of Synaptic Processes,Kazan Institute of Biochemistry and Biophysics, FRC Kazan Scientific Center of RAS, 2Department of Radiophotonics and Microwave Technologies,Kazan National Research Technical University named after A.N. Tupolev, 3Department of Normal Physiology,Kazan State Medical University

Summary

يصف البروتوكول طريقة تحميل صبغة الكالسيوم الفلورية من خلال العصب المقطوع إلى أطراف العصب الحركي للفأر. بالإضافة إلى ذلك ، يتم تقديم طريقة فريدة لتسجيل انتقالات الكالسيوم السريعة في النهايات العصبية الطرفية باستخدام المجهر البؤري.

Abstract

يعد تقدير مستوى الكالسيوم قبل المشبكي مهمة رئيسية في دراسة انتقال المشبكية لأن دخول الكالسيوم إلى الخلية قبل المشبكي يؤدي إلى سلسلة من الأحداث التي تؤدي إلى إطلاق الناقل العصبي. علاوة على ذلك ، فإن التغيرات في مستويات الكالسيوم قبل المشبكي تتوسط نشاط العديد من البروتينات داخل الخلايا وتلعب دورا مهما في اللدونة المتشابكة. دراسة إشارات الكالسيوم مهمة أيضا لإيجاد طرق لعلاج الأمراض العصبية التنكسية. التقاطع العصبي العضلي هو نموذج مناسب لدراسة اللدونة المشبكية ، لأنه يحتوي على نوع واحد فقط من الناقل العصبي. توضح هذه المقالة طريقة تحميل صبغة حساسة للكالسيوم من خلال حزمة الأعصاب المقطوعة في النهايات العصبية الحركية للفئران. تسمح هذه الطريقة بتقدير جميع المعلمات المتعلقة بتغيرات الكالسيوم داخل الخلايا ، مثل مستوى الكالسيوم القاعدي والكالسيوم العابر. نظرا لأن تدفق الكالسيوم من خارج الخلية إلى الأطراف العصبية وربطه / فك ارتباطه بالصبغة الحساسة للكالسيوم يحدث في حدود بضعة ميلي ثانية ، يلزم وجود نظام تصوير سريع لتسجيل هذه الأحداث. في الواقع ، تستخدم الكاميرات عالية السرعة بشكل شائع لتسجيل تغييرات الكالسيوم السريعة ، ولكن لديها معلمات دقة صورة منخفضة. يسمح البروتوكول المقدم هنا لتسجيل الكالسيوم العابر بدقة مكانية وزمنية جيدة للغاية يوفرها المجهر البؤري.

Introduction

تعد مشكلة قياس موجات الكالسيوم السريعة في الخلايا القابلة للإثارة واحدة من أهم الجوانب وأكثرها تحديا لدراسة انتقال الإشارة في الجهاز العصبي المركزي والمحيطي. تلعب أيونات الكالسيوم دورا مهما في تحفيز إطلاق الناقل العصبي ، واللدونة المشبكية ، وتعديل نشاط البروتينات المختلفة داخل الخلايا1،2،3،4،5. دراسة إشارات الكالسيوم مهمة أيضا لإيجاد طرق لعلاج الأمراض العصبية التنكسية6. لقياس التغيرات في مستويات الكالسيوم ، يشيع استخدام الأصباغ الحساسة للكالسيوم الفلورسنت ، ويتم تحليل التغيرات في مستوى التألق7،8،9.

يمكن تحقيق تحميل أصباغ الكالسيوم في الخلايا بطرق مختلفة. في الغالب ، يتم استخدام الأصباغ الخلوية10,11. ومع ذلك ، في مثل هذه الحالة ، ليس من الصعب فقط التحكم في تركيز الصبغة داخل الخلية ، ولكن من الصعب أيضا تحديد الخلايا المستهدفة للتحميل. هذه الطريقة غير قابلة للتطبيق لدراسة النهايات العصبية الطرفية لأن الصبغة تدخل الخلايا ما بعد المشبكي. بدلا من ذلك ، تكون الأصباغ الخلوية غير المقصودة أكثر ملاءمة لمثل هذه المستحضرات. في هذه الحالة ، يتم تسليم الأصباغ إلى الخلايا عن طريق الحقن المجهري أو من خلال ماصة التصحيح12،13،14. هناك أيضا طريقة للتحميل من خلال جذع الأعصاب. الطريقة الأخيرة هي الأنسب لمستحضرات الوصلة العصبية العضلية15،16،17،18،19،20. يسمح بإجراء تلطيخ للخلايا ذات الاهتمام فقط. على الرغم من أن هذه الطريقة لا توفر تقييما دقيقا لتركيز الصبغة في الخلية المستهدفة ، إلا أنه يمكن تقدير التركيز تقريبا من خلال مقارنة مستوى تألق الخلايا في حالة السكون في المحاليل ذات التركيز المعروف للكالسيوم21. في هذه الدراسة ، يتم تقديم تعديل لهذه الطريقة المطبقة على نقاط الاشتباك العصبي للثدييات.

دخول الكالسيوم خلال مرحلة إزالة الاستقطاب من إمكانات العمل هو عملية سريعة ، وخاصة في التقاطع العصبي العضلي. لذلك ، لتسجيلها ، هناك حاجة إلى المعدات المناسبة1. أظهرت دراسة حديثة باستخدام صبغة فلورسنت حساسة للجهد أن مدة جهد العمل في المشبك المحيطي للفأر تبلغ حوالي 300 ميكروثانية22. الكالسيوم العابر ، الذي يتم تقييمه باستخدام أصباغ حساسة للكالسيوم في نقاط الاشتباك العصبي الطرفية للضفدع ، له مدة أطول: وقت الارتفاع حوالي 2-6 مللي ثانية ووقت الاضمحلال حوالي 30-90 مللي ثانية ، اعتمادا على صبغة الكالسيوم المستخدمة23,24. لقياس العمليات السريعة بمساعدة الأصباغ الفلورية ، يتم استخدام كاميرات CCD أو CMOS بشكل عام ، مع مصفوفات CCD سريعة وحساسة. ومع ذلك ، فإن هذه الكاميرات لها عيب الدقة المنخفضة ، محدودة بحجم العناصر الحساسة للمصفوفة25،26،27،28. أسرع الكاميرات ذات الحساسية الكافية لتسجيل كل من إمكانات الحركة وانتقالات الكالسيوم استجابة للتحفيز منخفض التردد للخلايا لديها تردد مسح ضوئي يبلغ 2000 هرتز ، ومصفوفة ببعد 80 × 8029. للحصول على إشارات ذات دقة مكانية أعلى ، يتم استخدام المجهر البؤري ، خاصة إذا كان من الضروري تقييم بعض التغيرات الحجمية في الإشارة 30،31،32. ولكن يجب أن نضع في اعتبارنا أن المجهر البؤري لديه سرعة مسح عالية في وضع المسح الضوئي الخطي ، ولكن لا تزال هناك قيود كبيرة على سرعة تسجيلات العمليات السريعة عند بناء صورة مكانية33. هناك مجاهر متحدة البؤرة تعتمد على أقراص Nipkow الدوارة (المجهر المجهري للمسح الشقي) والماسحات الضوئية متعددة النقاط ، والتي تتمتع بسرعة مسح أعلى. في الوقت نفسه ، فهي أدنى من المجاهر البؤرية الكلاسيكية في تصفية الصور البؤرية (الثقوب المتقاطعة للمجاهر مع قرص Nipkow)32،34،35. يمكن أن يوفر التصوير البؤري مع المسح الضوئي بالرنين أيضا دقة مكانية وزمنية عالية مطلوبة للقياسات الزمنية العالية36. ومع ذلك ، ضع في اعتبارك أن تسجيل استجابات الفلورسنت الضعيفة بسرعة مسح عالية عند استخدام الماسحات الضوئية بالرنين يتطلب كاشفات حساسة للغاية مثل أجهزة الكشف الهجينة36.

تقدم هذه المقالة طريقة لزيادة الدقة الزمنية للإشارات المسجلة باستخدام المجهر البؤري للمسح الضوئي بالليزر (LSCM) مع الحفاظ على الدقة المكانية37. الطريقة الحالية هي تطوير إضافي للطرق الموضحة سابقا ونقلها إلى منصة LSCM38,39,40. لا يتطلب هذا النهج تغييرات في أجهزة المجهر ويستند إلى تطبيق خوارزمية لتسجيل إشارات الفلورسنت المستحثة بشكل دوري مع تحول زمني بالنسبة للحظة التحفيز.

Protocol

أجريت التجارب على المستحضرات العصبية العضلية المعزولة للرافع أوريس لونغوس (m. LAL) من الفئران BALB / C (20-23 جم ، 2-3 أشهر)41. تم تنفيذ الإجراءات التجريبية وفقا للمبادئ التوجيهية لاستخدام المختبر في جامعة قازان الفيدرالية وجامعة قازان الطبية ، وفقا لدليل المعاهد الوطنية للصحة لرع?…

Representative Results

بعد تحميل المستحضر بالصبغة وفقا للتقنية المقدمة ، كان لمعظم نقاط الاشتباك العصبي الموجودة بالقرب من جذع العصب مستوى كاف من التألق (انظر الشكل 2). بعد تحميل التحضير بالصبغة وتطبيق الطريقة الموصوفة للتسجيل ومعالجة الصور ، تم الحصول على انتقالات الكالسيوم بالدقة المكانية وا?…

Discussion

يتم تقديم طريقة تحميل صبغة حساسة Ca2 + في النهايات العصبية للفأر من خلال الجذع العصبي ولتسجيل عابر سريع للكالسيوم باستخدام المجهر البؤري في هذه المقالة. نتيجة لتنفيذ طريقة التحميل هذه ، كان لدى معظم نقاط الاشتباك العصبي الموجودة بالقرب من جذع العصب مستوى كاف من التألق لتمكين تسجيل دخ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

تم إجراء دراسات التألق لهذا العمل بدعم مالي من منحة مؤسسة العلوم الروسية (المشروع رقم 19-15-00329). تم تطوير هذه الطريقة بتمويل من مهمة حكومية لمركز FRC قازان العلمي التابع ل RAS АААА-А18-118022790083-9. تم تطوير البحث باستخدام معدات مركز البحوث الفيدرالي “مركز قازان العلمي التابع ل RAS”. يود المؤلفان أن يشكرا الدكتور فيكتور إيلين على قراءته النقدية لهذه المخطوطة.

Materials

Capillary Glass Clark Electromedical instruments, UK GC150-10
Confocal and multiphoton microscope system Leica TCS SP5 MP Leica Microsystems , Heidelberg, Germany
Flaming/Brown Micropipette Puller P 97 Sutter Instrument, USA P-97
Flow regulator KD Medical GmbH Hospital Products, Germany KD REG Disposable infusion set with Flow regulator
HEPES Sigma-Aldrich, USA H0887 100mL
Illumination system Leica CLS 150X Leica Microsystems, Germany
ImageJ National Institutes of Health, USA http://rsb.info.nih.gov/ij/download.html
Las AF software Leica Microsystems, Heidelberg, Germany
Las X software Leica Microsystems, Heidelberg, Germany https://www.leica-microsystems.com/products/microscope-software/p/leica-las-x-ls/
Magnetic Holder with Suction Tubing BIOSCIENCE TOOLS, USA MTH-S
Microspin FV 2400 Biosan, Latvia BS-010201-AAA
Minutien Pins Fine science tools, Canada 26002-20
Multi-spin MSC 3000 Biosan, Latvia BS-010205-AAN
Oregon Green 488 BAPTA-1 pentapotassium salt Molecular Probes, USA O6806 500 μg
Pipette Biohit, Russia 720210 0.5-10 µL
Pipette tip Biohit, Russia 781349 10 µL
Plasticine local producer
Single-use hypodermic needles Bbraun 100 Sterican 0.4×40 mm
Spreadsheet program Microsoft, USA Microsoft Office Excel
Stereomicroscope, Leica M80 Leica Microsystems , Germany
Suction electrode Kazakov A. SIMPLE SUCTION ELECTRODE FOR ELECTRIC STIMULATION OF BIOLOGICAL OBJECTS / A. Kazakov, M. Alexandrov, N. V. Zhilyakov et al. // International research journal. - 2015. – No. 9 (40) Part 3. – P. 13-16. http://research-journal.org/biology/prostoj-vsasyvayushhij-elektrod-dlya-elektricheskoj-stimulyacii-biologicheskix-obektov/
Sylgard 184 elastomer Dow Corning, USA
Syringe local producer 0.5 mL
Syringe local producer 60 mL
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Llinas, R., Steinberg, I. Z., Walton, K. Presynaptic calcium currents and their relation to synaptic transmission: voltage clamp study in squid giant synapse and theoretical model for the calcium gate. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 73 (8), 2918-2922 (1976).
  2. Augustine, G. J. How does calcium trigger neurotransmitter release. Current Opinion in Neurobiology. 11 (3), 320-326 (2001).
  3. Burnashev, N., Rozov, A. Presynaptic Ca2+ dynamics, Ca2+ buffers and synaptic efficacy. Cell Calcium. 37 (5), 489-495 (2005).
  4. Schneggenburger, R., Neher, E. Presynaptic calcium and control of vesicle fusion. Current Opinion in Neurobiology. 15 (3), 266-274 (2005).
  5. Pang, Z. P., Südhof, T. C. Cell biology of Ca2+-triggered exocytosis. Current Opinion in Cell Biology. 22 (4), 496-505 (2010).
  6. Leal, S. S., Gomes, C. M. Calcium dysregulation links ALS defective proteins and motor neuron selective vulnerability. Frontiers in Cellular Neuroscience. 9, 225 (2015).
  7. Grynkiewicz, G., Poenie, M., Tsien, R. Y. A new generation of Ca2+ indicators with greatly improved fluorescence properties. Journal of Biological Chemistry. 260 (6), 3440-3450 (1985).
  8. Tsien, R. Y. Fluorescent indicators of ion concentrations. Methods in Cell Biology. 30, 127-156 (1989).
  9. Adams, S. R. How calcium indicators work. Cold Spring Harbor Protocols. 2010 (3), (2010).
  10. Macleod, G. T. Topical application of indicators for calcium imaging at the Drosophila larval neuromuscular junction. Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (7), 786-790 (2012).
  11. Regehr, W. G. Monitoring presynaptic calcium dynamics with membrane-permeant indicators. Imaging in Neuroscience and Development: A Laboratory Manual. , 307-314 (2005).
  12. Eilers, J., Konnerth, A. Dye loading with patch pipettes. Cold Spring Harbor Protocols. 2009 (4), 5201 (2009).
  13. Coleman, W. L., et al. Synapsin II and calcium regulate vesicle docking and the cross-talk between vesicle pools at the mouse motor terminals. Journal of Physiology. 586 (19), 4649-4673 (2008).
  14. Macleod, G. T. Direct injection of indicators for calcium imaging at the drosophila larval neuromuscular junction. Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (7), 797-801 (2012).
  15. Peng, Y. Y., Zucker, R. S. Release of LHRH is linearly related to the time integral of presynaptic Ca+ elevation above a threshold level in bullfrog sympathetic ganglia. Neuron. 10 (3), 465-473 (1993).
  16. Tsang, C. W., Elrick, D. B., Charlton, M. P. α-Latrotoxin releases calcium in frog motor nerve terminals. The Journal of Neuroscience. 20 (23), 8685-8692 (2000).
  17. Newman, Z., et al. Endocannabinoids mediate muscarine-induced synaptic depression at the vertebrate neuromuscular junction. The European Journal of Neuroscience. 25 (6), 1619-1630 (2007).
  18. Macleod, G. T. Forward-filling of dextran-conjugated indicators for calcium imaging at the drosophila larval neuromuscular junction. Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (7), 791-796 (2012).
  19. Rossano, A. J., Macleod, G. T. Loading drosophila nerve terminals with calcium indicators. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (6), e250 (2007).
  20. Wu, L. G., Betz, W. J. Nerve activity but not intracellular calcium determines the time course of endocytosis at the frog neuromuscular junction. Neuron. 17 (4), 769-779 (1996).
  21. Suzuki, S., et al. Ca2+ dynamics at the frog motor nerve terminal. Pflugers Archiv: European Journal of Physiology. 440 (3), 351-365 (2000).
  22. Ojala, K. S., et al. A high-affinity, partial antagonist effect of 3,4-diaminopyridine mediates action potential broadening and enhancement of transmitter release at NMJs. Journal of Biological Chemistry. 296, 100302 (2021).
  23. Samigullin, D., et al. Estimation of presynaptic calcium currents and endogenous calcium buffers at the frog neuromuscular junction with two different calcium fluorescent dyes. Frontiers in Synaptic Neuroscience. 6, 29 (2015).
  24. DiGregorio, D. A., Vergara, J. L. Localized detection of action potential-induced presynaptic calcium transients at a Xenopus neuromuscular junction. The Journal of Physiology. 505, 585-592 (1997).
  25. Bullen, A., Patel, S. S., Saggau, P. High-speed, random-access fluorescence microscopy: I. High-resolution optical recording with voltage-sensitive dyes and ion indicators. Biophysical Journal. 73 (1), 477-491 (1997).
  26. Bullen, A., Saggau, P. High-speed, random-access fluorescence microscopy: II. Fast quantitative measurements with voltage-sensitive dyes. Biophysical Journal. 76 (4), 2272-2287 (1999).
  27. Bullen, A., Saggau, P. Optical recording from individual neurons in culture. Modern Techniques in Neuroscience Research. (4), 89-126 (1999).
  28. Bullen, A., Saggau, P. Indicators and optical configuration for simultaneous high-resolution recording of membrane potential and intracellular calcium using laser scanning microscopy. Pflugers Archiv European Journal of Physiology. 436 (5), 788-796 (1998).
  29. Wilson, T. Optical aspects of confocal microscopy. Confocal Microscopy. , 93-141 (1990).
  30. Cox, G. Biological confocal microscopy. Materials Today. 5 (3), 34-41 (2002).
  31. Mukhitov, A., Arkhipova, S., Nikolsky, E. Modern Light Microscopy in Biological and Medical Research. Nauka. , (2011).
  32. Mertz, J. Optical sectioning microscopy with planar or structured illumination. Nature Methods. 8 (10), 811-819 (2011).
  33. Webb, R. H. Confocal optical microscopy. Reports on Progress in Physics. 59 (3), 427-471 (1996).
  34. Toomre, D., Pawley, J. B. Disk-scanning confocal microscopy. Handbook of Biological Confocal Microscopy: Third Edition. , 221-238 (2006).
  35. Venkateswarlu, K., et al. Three-dimensional imaging and quantification of real-time cytosolic calcium oscillations in microglial cells cultured on electrospun matrices using laser scanning confocal microscopy. Biotechnology and Bioengineering. 117 (10), 3108-3123 (2020).
  36. Arkhipov, A. Y., Khaziev, E. F., Skorinkin, A. I., Bukharaeva, E. A., Samigullin, D. V. Enhancement of the temporal resolution of fluorescent signals acquired by the confocal microscope. Microscopy and Microanalysis. 26 (2), 204-210 (2020).
  37. Rama, S. Shift and mean algorithm for functional imaging with high spatio-temporal resolution. Frontiers in Cellular Neuroscience. 9, (2015).
  38. Chan, K. G., Streichan, S. J., Trinh, L. A., Liebling, M. Simultaneous temporal superresolution and denoising for cardiac fluorescence microscopy. IEEE Transactions on Computational Imaging. 2 (3), 348-358 (2016).
  39. Veeraraghavan, A., Reddy, D., Raskar, R. Coded strobing photography: compressive sensing of high speed periodic videos. IEEE Transactions on Pattern Analysis and Machine Intelligence. 33 (4), 671-686 (2011).
  40. Angaut-Petit, D., Molgo, J., Connold, A. L., Faille, L. The levator auris longus muscle of the mouse: A convenient preparation for studies of short- and long-term presynaptic effects of drugs or toxins. Neuroscience Letters. 82 (1), 83-88 (1987).
  41. Macleod, G. T. Calcium imaging at the Drosophila larval neuromuscular junction. Cold Spring Harbor Protocols. 7 (7), 758-766 (2012).
  42. Samigullin, D. V., Khaziev, E. F., Zhilyakov, N. V., Bukharaeva, E. A., Nikolsky, E. E. Loading a calcium dye into frog nerve endings through the nerve stump: calcium transient registration in the frog neuromuscular junction. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (125), e55122 (2017).
  43. Samigullin, D. V., et al. Calcium transient registration in response to single stimulation and during train of pulses in mouse neuromuscular junction. BioNanoScience. 7 (1), 162-166 (2017).
  44. Luo, F., Dittrich, M., Stiles, J. R., Meriney, S. D. single-pixel optical fluctuation analysis of calcium channel function in active zones of motor nerve terminals. Journal of Neuroscience. 31 (31), 11268-11281 (2011).
  45. Luo, F., Dittrich, M., Cho, S., Stiles, J. R., Meriney, S. D. Transmitter release is evoked with low probability predominately by calcium flux through single channel openings at the frog neuromuscular junction. Journal of Neurophysiology. 113 (7), 2480-2489 (2015).
  46. Wright, M., Kim, A., Son, Y. -. J. Subcutaneous administration of muscarinic antagonists and triple-immunostaining of the levator auris longus muscle in mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (55), e3124 (2011).
  47. Burke, S. R. A., Reed, E. J., Romer, S. H., Voss, A. A. Levator Auris Longus preparation for examination of mammalian neuromuscular transmission under voltage clamp conditions. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (135), e57482 (2018).
  48. Kazakov, A., Alexandrov, M., Zhilyakov, N. V., Khaziev, E. F., Samigullin, D. V. A simple suction electrode for electrical stimulation of biological objects. Meždunarodnyj naučno-issledovatel’skij žurnal (International Research Journal). 9 (40), 13-16 (2015).
  49. Bowman, W. C. Neuromuscular block. British Journal of Pharmacology. 147, 277-286 (2006).
  50. Hill, J. M., Alewood, P. F., Craik, D. J. Three-dimensional solution structure of µ-conotoxin GIIIB, a specific blocker of skeletal muscle sodium channels. Biochemistry. 35 (27), 8824-8835 (1996).
  51. Land, B. R., Johnson, B. R., Wyttenbach, R. A., Hoy, R. R. Tools for physiology labs: Inexpensive equipment for physiological stimulation. Journal of Undergraduate Neuroscience Education. 3 (1), 30-35 (2004).
  52. Samigullin, D. V., Zhilyakov, N. V., Khaziev, E. F., Bukharaeva, E. A., Nikolsky, E. E. Calcium transient and quantal release in mouse neuromuscular junction under extracellular calcium concentration change. BioNanoScience. 8 (4), 984-987 (2018).
  53. Khaziev, E., et al. acetylcholine-induced inhibition of presynaptic calcium signals and transmitter release in the frog neuromuscular junction. Frontiers in Physiology. 7, 621 (2016).
  54. Zhilyakov, N., Arkhipov, A., Malomouzh, A., Samigullin, D. Activation of neuronal nicotinic receptors inhibits acetylcholine release in the neuromuscular junction by increasing ca2+ flux through cav1 channels. International Journal of Molecular Sciences. 22 (16), 9031 (2021).
  55. Sabatini, B. L., Regehr, W. G. Optical measurement of presynaptic calcium currents. Biophysical Journal. 74 (3), 1549-1563 (1998).
  56. McArdle, J. J., et al. Advantages of the triangularis sterni muscle of the mouse for investigations of synaptic phenomena. Journal of Neuroscience Methods. 4 (2), 109-115 (1981).

Tags

Calcium TransientsNeuromuscular JunctionConfocal MicroscopyPresynaptic CalciumSynaptic TransmissionCalcium SignalingNeurodegenerative DiseasesLoading TechniqueSpatial-temporal ResolutionConfocal MicroscopeNerve TrunkNerve StumpDye Loading Solution

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Zhilyakov, N. V., Arkhipov, A. Y., Khaziev, E. F., Mukhamedyarov, M. A., Samigullin, D. V. Registration of Calcium Transients in Mouse Neuromuscular Junction with High Temporal Resolution using Confocal Microscopy. J. Vis. Exp. (178), e63308, doi:10.3791/63308 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image