En kanin aortaklaffstenose modell indusert av direkte ballong skade
Summary
En egnet dyremodell er nødvendig for å forstå de patologiske mekanismene som ligger til grunn for aortaklaffstenose (AVS) og for å evaluere effekten av terapeutiske intervensjoner. Denne protokollen beskriver en ny prosedyre for utvikling av AVS-kaninmodellen via en direkte ballongskade in vivo.
Abstract
Dyremodeller fremstår som et viktig verktøy for å forstå de patologiske mekanismene som ligger til grunn for aortaklaffstenose (AVS) på grunn av mangel på tilgang til pålitelige kilder til syke humane aortaklaffer. Blant de forskjellige dyremodellene er AVS kaninmodeller en av de mest brukte i store dyreforsøk. Imidlertid krever tradisjonelle AVS-kaninmodeller en langsiktig periode med kosttilskudd og genetisk manipulasjon for å indusere signifikant stenose i aortaklaffen, noe som begrenser bruken i eksperimentelle studier. For å løse disse begrensningene foreslås en ny AVS-kaninmodell, der stenose induseres av en direkte ballongskade på aortaklaffen. Den nåværende protokollen beskriver en vellykket teknikk for å indusere AVS hos New Zealand hvite (NZW) kaniner, med trinnvise prosedyrer for forberedelse, kirurgisk prosedyre og postoperativ behandling. Denne enkle og reproduserbare modellen gir en lovende tilnærming for å studere initiering og progresjon av AVS og gir et verdifullt verktøy for å undersøke de underliggende patologiske mekanismene til sykdommen.
Introduction
Det er i økende grad anerkjent at bruk av egnede dyremodeller kan bidra til en bedre forståelse av de patologiske mekanismene som ligger til grunn for aortaklaffstenose (AVS) på grunn av manglende tilgang til pålitelige kilder til syke humane aortaklaffer assosiert med progresjon av aortastenose (AS). Blant de ulike dyremodellene for å studere AVS er kaniner en av de mest brukte AVS-modellene for store dyr, og AVS-kaninmodellen induseres enten gjennom kolesterol/vitamin D2-tilskudd eller genetisk manipulasjon 1,2,3,4.
Selv om kanin AVS-modeller har gitt betydelig innsikt i utviklingen og progresjonen av AVS, er det fortsatt utfordrende å indusere AVS konsekvent og reproduserbart, som sett i våre foreløpige eksperimenter.
I tillegg til diettinduserte og genetisk følsomme dyremodeller, er det etablert en ny modell av AVS gjennom direkte mekanisk skade hos mus 5,6. Den mekaniske skademodellen induserer vellykket aortastenose og representerer en enkel og reproduserbar AVS-modell i villtypemus. Så vidt vi vet, har det ikke vært noen tidligere studier som undersøker effekten av en mekanisk skade på aortaklaffen i kaninmodeller. Dermed gir denne studien en ny prosedyre for å indusere AVS hos mannlige New Zealand hvite kaniner gjennom en direkte ballongskade på aortaklaffen, som nøyaktig kan etterligne tilstanden til valvulær aortastenose. Denne protokollen inkluderer trinnvise beskrivelser av preparatet, den kirurgiske prosedyren og den postoperative behandlingen, som er nyttige for å indusere reproduserbare AVS-kaninmodeller.
Protocol
Representative Results
Discussion
Animal AVS-modeller brukes ofte til å studere de patologiske aspektene ved AVS, inkludert initiering og progresjon av AVS. Denne protokollen introduserer en ny kanin AVS-modell indusert av en direkte ballongskade på aortaklaffen. I denne studien viste aortaklaffskademodellen signifikant brosjyrefortykkelse og forkalkning. Sammenlignet med den milde AVS-modellen indusert av kosttilskudd, ble aortaklaffen i modellen for direkte ballongskade selektivt skadet, noe som førte til fortykkede cusps og begrenset bevegelse, sam…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dette arbeidet ble støttet av et National Research Foundation of Korea (NRF) tilskudd finansiert av den koreanske regjeringen (MSIT) (nr. 2020R1A4A3079570), utdanningsdepartementet (nr. 2021R1I1A1A01051425) og Industrial Strategic Technology Development Program (nr. 20014873) finansiert av departementet for handel, industri og energi, Sør-Korea.
Materials
| 3-0 Silk suture | AILEE | SK312 | |
| 4% paraformaldehyde(PFA) | Intron | IBS-BP031-2 | |
| Alizarin red Solution | Millpore | TMS-008-C | |
| ASAHI SION BLUE | ASAHI | Guide wire | |
| Back Table Cover | Yuhan kimberly | 80101-30 | |
| Balloon In-deflation Device | Demax Medical | DID30s | |
| Bionet Veterinary monitor | BIONET | BM3 VET | |
| C-Arm | SIEMENS Healthcare GmbH | Cios alpha | |
| Certified Rabbit Diet | Purina | 5322 | 4.7% Hydrogenated Coconut Oil, 0.5% Cholesterol, & 1% Molasse |
| Curadle Smart Incubator | Autoelex | CS-CV206 | Intensive Care Unit (ICU) |
| Ergocalciferol | Sigma-aldrich | E5750 | Vitamin D2 |
| Fechtner conjunctiva forceps titanium | WORLD PRECISSION Instrument | WP1820 | |
| Forceps | HEBU | HB203 | |
| Gentamicin | Shin Poong | ||
| Glycopyrrolate | SamChunDang | ||
| Greenflex NS | DAI HAN PHARM | Normal saline 500 mL | |
| Hematoxylin solution | Sigma-aldrich | HT1079-1 SET | |
| Heparin | JW pharmaceutical | 25,000 U | |
| Infusion set for single use | SWOON MEDICAL | ||
| Iodine | Green pharmaceutical | ||
| Iodixanol | GE Healthcare | Visipaque | Inflation solution (contrast agent) |
| IV catheter 22 G | BD | 382423 | |
| IV catheter 24 G | BD | 382412 | |
| Ketoprofen | SamChunDang | ||
| Luer-Lok syringe 10 mL | Becton Dickinson Medical | ||
| Luer-Lok syringe 3 mL | Becton Dickinson Medical | ||
| Microscope | OLYMPUS | SZ61 | |
| Microtome | ThermoFisher Scientific | HM 325 | |
| MT stain kit | Sigma-aldrich | HT15-1kt | |
| Needel holder | Solco | 009-1304 | |
| Needle Holder with Lock and Suture | JEUNGDO BIO & PLANT | H-1222-18 | |
| Paraffin | LK LABKOREA | H06-660-107 | |
| PBS | Gibco | 10010-023 | |
| Potassium chloride 40 | Daihan Pharm | KCl | |
| Prelude Ideal Hydrophilic Sheath | MERIT MEDICAL | PID4F11018SS | Sheath 4F |
| PTA Balloon Dilatation catheter | Boston Scientific | H749-3903280208-0 | Balloon catheter 8.0 mm |
| Rompun | Elanco | Xylaxine | |
| sterile Gauze | DAE HAN Medical | 10 cm x 20 cm | |
| Surgical Gloves | Ansell | Ansell | |
| Surgical Gown | Yuhan kimberly | 90002-02 | |
| Surgical Scissors | Nopa, Germany | AC020/16 | |
| Surgical Tape | 3M micopore | 1530-1 | |
| Syringe 1 mL | Shin Chang Medical | ||
| Syringe 10 mL | Shin Chang Medical | ||
| Tissue cassette | Scilav korea | Cas3003 | |
| Transducer gel | SUNGHEUNG | SH102 | |
| Tridol | Yuhan Corp. | Tramadol HCl | |
| Ultrasound system | Philps | Affiniti 50 | |
| Von Kossa stain kit | Abcam | ab105689 | |
| Zoletil 50 | Virbac korea | Tiletamine & zolazepam |
References
- Aliev, G., Burnstock, G. Watanabe rabbits with heritable hypercholesterolaemia: A model of atherosclerosis. Histology and Histopathology. 13 (3), 797-817 (1998).
- Cimini, M., Boughner, D. R., Ronald, J. A., Aldington, L., Rogers, K. A. Development of aortic valve sclerosis in a rabbit model of atherosclerosis: An immunohistochemical and histological study. Journal of Heart Valve Disease. 14 (3), 365-375 (2005).
- Drolet, M. C., Couet, J., Arsenault, M. Development of aortic valve sclerosis or stenosis in rabbits: role of cholesterol and calcium. Journal of Heart Valve Disease. 17 (4), 381-387 (2008).
- Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. Animal models of calcific aortic valve disease. International Journal of Inflammation. 2011, 364310 (2011).
- Honda, S., et al. A novel mouse model of aortic valve stenosis induced by direct wire injury. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (2), 270-278 (2014).
- Niepmann, S. T., et al. Graded murine wire-induced aortic valve stenosis model mimics human functional and morphological disease phenotype. Clinical Research in Cardiology. 108 (8), 847-856 (2019).
- Robbins, N., Thompson, A., Mann, A., Blomkalns, A. L. Isolation and excision of murine aorta; A versatile technique in the study of cardiovascular disease. Journal of Visualized Experiments. (93), e52172 (2014).
- Wirrig, E. E., Gomez, M. V., Hinton, R. B., Yutzey, K. E. COX2 inhibition reduces aortic valve calcification in vivo. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (4), 938-947 (2015).
- Jung, S. H., et al. Spatiotemporal dynamics of macrophage heterogeneity and a potential function of Trem2(hi) macrophages in infarcted hearts. Nature Communications. 13 (1), 4580 (2022).
- Freeman, R. V., Otto, C. M. Spectrum of calcific aortic valve disease: Pathogenesis, disease progression, and treatment strategies. Circulation. 111 (24), 3316-3326 (2005).
- Lindman, B. R., et al. Calcific aortic stenosis. Nature Reviews Disease Primers. 2, 16006 (2016).
- Cuniberti, L. A., et al. Development of mild aortic valve stenosis in a rabbit model of hypertension. Journal of the American College of Cardiology. 47 (11), 2303-2309 (2006).
- Marechaux, S., et al. Identification of tissue factor in experimental aortic valve sclerosis. Cardiovascular Pathology. 18 (2), 67-76 (2009).
- Hara, T., et al. Progression of calcific aortic valve sclerosis in WHHLMI rabbits. Atherosclerosis. 273, 8-14 (2018).
