En modell för kaninaortastelaffstenos inducerad av direkt ballongskada
Summary
En lämplig djurmodell behövs för att förstå de patologiska mekanismerna bakom aortastenos (AVS) och för att utvärdera effekten av terapeutiska interventioner. Det nuvarande protokollet beskriver en ny procedur för att utveckla AVS-kaninmodellen via en direkt ballongskada in vivo.
Abstract
Djurmodeller växer fram som ett viktigt verktyg för att förstå de patologiska mekanismerna bakom aortaklaffstenos (AVS) på grund av bristen på tillgång till tillförlitliga källor till sjuka mänskliga aortaklaffar. Bland de olika djurmodellerna är AVS-kaninmodeller en av de vanligaste i stordjursstudier. Traditionella AVS-kaninmodeller kräver dock en långvarig period av kosttillskott och genetisk manipulation för att inducera betydande stenos i aortaklaffen, vilket begränsar deras användning i experimentella studier. För att ta itu med dessa begränsningar föreslås en ny AVS-kaninmodell, där stenos induceras av en direkt ballongskada på aortaklaffen. Det nuvarande protokollet beskriver en framgångsrik teknik för att inducera AVS hos nyzeeländska vita (NZW) kaniner, med steg-för-steg-procedurer för förberedelse, kirurgiskt ingrepp och postoperativ vård. Denna enkla och reproducerbara modell erbjuder ett lovande tillvägagångssätt för att studera initiering och progression av AVS och ger ett värdefullt verktyg för att undersöka de underliggande patologiska mekanismerna för sjukdomen.
Introduction
Det blir alltmer erkänt att användningen av lämpliga djurmodeller kan bidra till en bättre förståelse av de patologiska mekanismerna bakom aortastenos (AVS) på grund av bristen på tillgång till tillförlitliga källor till sjuka mänskliga aortaklaffar i samband med progressionen av aortastenos (AS). Bland de olika djurmodellerna för att studera AVS är kaniner en av de mest använda AVS-modellerna för stordjur, och AVS-kaninmodellen induceras antingen genom kolesterol/vitamin D2-tillskott eller genetisk manipulation 1,2,3,4.
Även om AVS-modeller på kanin har gett betydande insikter i utvecklingen och progressionen av AVS, är det fortfarande utmanande att inducera AVS konsekvent och reproducerbart, vilket vi sett i våra preliminära experiment.
Förutom dietinducerade och genetiskt mottagliga djurmodeller har en ny modell av AVS etablerats genom direkt mekanisk skada i möss 5,6. Den mekaniska skademodellen inducerar framgångsrikt aortastenos och representerar en enkel och reproducerbar AVS-modell i vildtypsmöss. Så vitt vi vet har det inte gjorts några tidigare studier som undersökt effekterna av en mekanisk skada på aortaklaffen i kaninmodeller. Således ger denna studie en ny procedur för att inducera AVS hos vita kaniner av hankön i Nya Zeeland genom en direkt ballongskada på aortaklaffen, vilket exakt kan efterlikna tillståndet vid klaffaortastenos. Detta protokoll innehåller steg-för-steg-beskrivningar av förberedelserna, det kirurgiska ingreppet och den postoperativa vården, som är användbara för att inducera reproducerbara AVS-kaninmodeller.
Protocol
Representative Results
Discussion
Djurmodeller av AVS används ofta för att studera de patologiska aspekterna av AVS, inklusive initiering och progression av AVS. Detta protokoll introducerar en ny AVS-modell för kanin inducerad av en direkt ballongskada på aortaklaffen. I denna studie visade aortaklaffskademodellen signifikant förtjockning och förkalkning av broschyren. Jämfört med den milda AVS-modellen som inducerades av kosttillskott var aortaklaffen i modellen med direkt ballongskada selektivt skadad, vilket ledde till förtjockade cusps och …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Detta arbete stöddes av ett bidrag från National Research Foundation of Korea (NRF) finansierat av den koreanska regeringen (MSIT) (nr 2020R1A4A3079570), utbildningsministeriet (nr 2021R1I1A1A01051425) och Industrial Strategic Technology Development Program (nr 20014873) finansierat av ministeriet för handel, industri och energi, Republiken Korea.
Materials
| 3-0 Silk suture | AILEE | SK312 | |
| 4% paraformaldehyde(PFA) | Intron | IBS-BP031-2 | |
| Alizarin red Solution | Millpore | TMS-008-C | |
| ASAHI SION BLUE | ASAHI | Guide wire | |
| Back Table Cover | Yuhan kimberly | 80101-30 | |
| Balloon In-deflation Device | Demax Medical | DID30s | |
| Bionet Veterinary monitor | BIONET | BM3 VET | |
| C-Arm | SIEMENS Healthcare GmbH | Cios alpha | |
| Certified Rabbit Diet | Purina | 5322 | 4.7% Hydrogenated Coconut Oil, 0.5% Cholesterol, & 1% Molasse |
| Curadle Smart Incubator | Autoelex | CS-CV206 | Intensive Care Unit (ICU) |
| Ergocalciferol | Sigma-aldrich | E5750 | Vitamin D2 |
| Fechtner conjunctiva forceps titanium | WORLD PRECISSION Instrument | WP1820 | |
| Forceps | HEBU | HB203 | |
| Gentamicin | Shin Poong | ||
| Glycopyrrolate | SamChunDang | ||
| Greenflex NS | DAI HAN PHARM | Normal saline 500 mL | |
| Hematoxylin solution | Sigma-aldrich | HT1079-1 SET | |
| Heparin | JW pharmaceutical | 25,000 U | |
| Infusion set for single use | SWOON MEDICAL | ||
| Iodine | Green pharmaceutical | ||
| Iodixanol | GE Healthcare | Visipaque | Inflation solution (contrast agent) |
| IV catheter 22 G | BD | 382423 | |
| IV catheter 24 G | BD | 382412 | |
| Ketoprofen | SamChunDang | ||
| Luer-Lok syringe 10 mL | Becton Dickinson Medical | ||
| Luer-Lok syringe 3 mL | Becton Dickinson Medical | ||
| Microscope | OLYMPUS | SZ61 | |
| Microtome | ThermoFisher Scientific | HM 325 | |
| MT stain kit | Sigma-aldrich | HT15-1kt | |
| Needel holder | Solco | 009-1304 | |
| Needle Holder with Lock and Suture | JEUNGDO BIO & PLANT | H-1222-18 | |
| Paraffin | LK LABKOREA | H06-660-107 | |
| PBS | Gibco | 10010-023 | |
| Potassium chloride 40 | Daihan Pharm | KCl | |
| Prelude Ideal Hydrophilic Sheath | MERIT MEDICAL | PID4F11018SS | Sheath 4F |
| PTA Balloon Dilatation catheter | Boston Scientific | H749-3903280208-0 | Balloon catheter 8.0 mm |
| Rompun | Elanco | Xylaxine | |
| sterile Gauze | DAE HAN Medical | 10 cm x 20 cm | |
| Surgical Gloves | Ansell | Ansell | |
| Surgical Gown | Yuhan kimberly | 90002-02 | |
| Surgical Scissors | Nopa, Germany | AC020/16 | |
| Surgical Tape | 3M micopore | 1530-1 | |
| Syringe 1 mL | Shin Chang Medical | ||
| Syringe 10 mL | Shin Chang Medical | ||
| Tissue cassette | Scilav korea | Cas3003 | |
| Transducer gel | SUNGHEUNG | SH102 | |
| Tridol | Yuhan Corp. | Tramadol HCl | |
| Ultrasound system | Philps | Affiniti 50 | |
| Von Kossa stain kit | Abcam | ab105689 | |
| Zoletil 50 | Virbac korea | Tiletamine & zolazepam |
References
- Aliev, G., Burnstock, G. Watanabe rabbits with heritable hypercholesterolaemia: A model of atherosclerosis. Histology and Histopathology. 13 (3), 797-817 (1998).
- Cimini, M., Boughner, D. R., Ronald, J. A., Aldington, L., Rogers, K. A. Development of aortic valve sclerosis in a rabbit model of atherosclerosis: An immunohistochemical and histological study. Journal of Heart Valve Disease. 14 (3), 365-375 (2005).
- Drolet, M. C., Couet, J., Arsenault, M. Development of aortic valve sclerosis or stenosis in rabbits: role of cholesterol and calcium. Journal of Heart Valve Disease. 17 (4), 381-387 (2008).
- Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. Animal models of calcific aortic valve disease. International Journal of Inflammation. 2011, 364310 (2011).
- Honda, S., et al. A novel mouse model of aortic valve stenosis induced by direct wire injury. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (2), 270-278 (2014).
- Niepmann, S. T., et al. Graded murine wire-induced aortic valve stenosis model mimics human functional and morphological disease phenotype. Clinical Research in Cardiology. 108 (8), 847-856 (2019).
- Robbins, N., Thompson, A., Mann, A., Blomkalns, A. L. Isolation and excision of murine aorta; A versatile technique in the study of cardiovascular disease. Journal of Visualized Experiments. (93), e52172 (2014).
- Wirrig, E. E., Gomez, M. V., Hinton, R. B., Yutzey, K. E. COX2 inhibition reduces aortic valve calcification in vivo. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (4), 938-947 (2015).
- Jung, S. H., et al. Spatiotemporal dynamics of macrophage heterogeneity and a potential function of Trem2(hi) macrophages in infarcted hearts. Nature Communications. 13 (1), 4580 (2022).
- Freeman, R. V., Otto, C. M. Spectrum of calcific aortic valve disease: Pathogenesis, disease progression, and treatment strategies. Circulation. 111 (24), 3316-3326 (2005).
- Lindman, B. R., et al. Calcific aortic stenosis. Nature Reviews Disease Primers. 2, 16006 (2016).
- Cuniberti, L. A., et al. Development of mild aortic valve stenosis in a rabbit model of hypertension. Journal of the American College of Cardiology. 47 (11), 2303-2309 (2006).
- Marechaux, S., et al. Identification of tissue factor in experimental aortic valve sclerosis. Cardiovascular Pathology. 18 (2), 67-76 (2009).
- Hara, T., et al. Progression of calcific aortic valve sclerosis in WHHLMI rabbits. Atherosclerosis. 273, 8-14 (2018).
