Summary

गोजातीय यकृत कोशिकाओं में लिपिड बूंद आकार और संलयन का मूल्यांकन

Published: March 10, 2023
doi:

Summary

वर्तमान प्रोटोकॉल बताता है कि लिपिड बूंदों (एलडी) को रंगने के लिए तेल लाल ओ का उपयोग कैसे करें, फैटी एसिड-प्रेरित फैटी हेपेटोसाइट मॉडल में एलडी के आकार और संख्या की गणना करें, और लाइव सेल इमेजिंग द्वारा बड़े एलडी में फ्यूज होने वाले छोटे एलडी की प्रक्रिया का निरीक्षण करने के लिए बीओडीआईपीवाई 493/503 का उपयोग करें।

Abstract

लिपिड ड्रॉपलेट्स (एलडी) ऑर्गेनेल हैं जो कोशिकाओं में लिपिड चयापचय और तटस्थ लिपिड भंडारण में महत्वपूर्ण भूमिका निभाते हैं। वे विभिन्न प्रकार के चयापचय रोगों से जुड़े होते हैं, जैसे मोटापा, फैटी यकृत रोग और मधुमेह। यकृत कोशिकाओं में, एलडी के आकार और संख्या फैटी यकृत रोग के संकेत हैं। इसके अलावा, ऑक्सीडेटिव तनाव प्रतिक्रिया, सेल ऑटोफैगी और एपोप्टोसिस अक्सर एलडी के आकार और संख्या में परिवर्तन के साथ होते हैं। नतीजतन, एलडी के आयाम और मात्रा एलडी बायोजेनेसिस के तंत्र के बारे में वर्तमान शोध का आधार हैं। यहां, फैटी एसिड-प्रेरित गोजातीय यकृत कोशिकाओं में, हम वर्णन करते हैं कि एलडी को दागने के लिए तेल लाल ओ का उपयोग कैसे करें और एलडी के आकार और संख्या की जांच करें। एलडी के आकार वितरण का सांख्यिकीय विश्लेषण किया जाता है। छोटे एलडी के बड़े एलडी में फ्यूज होने की प्रक्रिया को लाइव सेल इमेजिंग सिस्टम द्वारा भी देखा जाता है। वर्तमान कार्य विभिन्न शारीरिक स्थितियों के तहत एलडी के आकार परिवर्तन की प्रवृत्ति का सीधे निरीक्षण करने का एक तरीका प्रदान करता है।

Introduction

हेपेटोसाइट्स में लिपिड ड्रॉपलेट (एलडी) संचय गैर-मादक फैटी यकृत रोग (एनएएफएलडी) की विशिष्ट विशेषता है, जो यकृत फाइब्रोसिस और हेपेटोसेलुलर कार्सिनोमा में प्रगति कर सकता है। यह पाया गया है कि फैटी यकृत रोग की सबसे पहली अभिव्यक्ति स्टीटोसिस है, जो हेपेटोसाइट1 के साइटोप्लाज्म में एलडी संचय की विशेषता है। लिवर स्टीटोसिस हमेशा एलडीएस2 की बढ़ी हुई संख्या और / या विस्तारित आकार से जुड़ा होता है। एलडी को एंडोप्लाज्मिक रेटिकुलम (ईआर) से उत्पन्न माना जाता है, जिसमें कोर के रूप में ट्राइग्लिसराइड (टीजी) होता है, और प्रोटीन और फॉस्फोलिपिड्स3 से घिरा होता है। टीजी भंडारण के लिए जिम्मेदार उपकोशिकीय अंग के रूप में, एलडी अपने आकार, संख्या, लिपिड संरचना, प्रोटीन और अन्य ऑर्गेनेल के साथ बातचीत के बारे में विभिन्न विशेषताओं का प्रदर्शन करते हैं, जिनमें से सभी सेल ऊर्जा होमियोस्टैसिस4 को प्रभावित करते हैं। टीजी स्तर एलडी के आकार के साथ सकारात्मक रूप से सहसंबद्ध है, और एक उच्च इंट्रासेल्युलर टीजी सामग्री बड़े एलडी5 का निर्माण कर सकती है। टीजी के स्थानीय संश्लेषण, ईआर में लिपिड निगमन और कई एलडी6 के संलयन के माध्यम से एलडी आकार में वृद्धि करते हैं। कोशिकाओं (एडिपोसाइट्स, हेपेटोसाइट्स, आदि) जिनमें बड़े एलडी होते हैं, उनमें एलडी संलयन द्वारा लिपिड भंडारण को कुशलतापूर्वक बढ़ाने के लिए एक विशेष तंत्र होता है। एलडी के गतिशील परिवर्तन सेल के विभिन्न ऊर्जा चयापचय राज्यों को दर्शाते हैं। ऐसी पद्धतियों को विकसित करना महत्वपूर्ण है जो स्वस्थ और असामान्य कोशिकाओं में विभिन्न यकृत एलडी के अवलोकन और विश्लेषण की अनुमति देते हैं।

एलडी के लिए मुख्य गैर-फ्लोरोसेंट रंजक सूडान ब्लैक बी और तेल लाल ओ सूडान ब्लैक बी दाग तटस्थ लिपिड, फॉस्फोलिपिड्स और स्टेरॉयड7 हैं। तेल लाल ओ मुख्य रूप से कंकाल की मांसपेशी, कार्डियोमायोसाइट्स, यकृत ऊतक, वसा कोशिकाओं आदि के एलडी को धुंधला करने के लिए उपयोग किया जाताहै, और चूहोंऔर मनुष्यों में यकृत स्टीटोसिस की मात्रात्मक पहचान के लिए एक मानक उपकरण माना जाता है। एलडी का गतिशील परिवर्तन मुख्य रूप से प्रतिदीप्ति रंगाई द्वारा किया जाता है। नील लाल और बीओडीआईपीवाई दोनों आमतौर पर इस्तेमाल किए जाने वाले फ्लोरोसेंट लिपिड रंजक10,11 हैं। नील लाल की तुलना में, बीओडीआईपीवाई में मजबूत ऊतक पारगम्यता होती है और एलडी12 के साथ बेहतर बांधती है। बीओडीआईपीवाई-लेबल वाले एलडी का उपयोग जीवित कोशिकाओं को धुंधला करने और अन्य ऑर्गेनेल13 के साथ सह-स्थानीयकरण के लिए किया जा सकता है।

मोनोगैस्ट्रिक जानवरों की तुलना में जुगाली करनेवाले जानवरों में फैटी यकृत रोग की घटना काफी अधिक है। संक्रमण अवधि के दौरान, डेयरी गायों को नकारात्मक ऊर्जा संतुलन की स्थिति का अनुभव होताहै। बड़ी मात्रा में गैर-एस्टरिफाइड फैटी एसिड (पामिटिक एसिड, ओलिक एसिड, लिनोलिक एसिड, आदि) गोजातीय हेपेटोसाइट्स में टीजी में संश्लेषित होते हैं, जिससे यकृत कार्यात्मक असामान्यता होती है और दूध उत्पादों की गुणवत्ता औरउत्पादन दक्षता बहुत कम हो जाती है। वर्तमान अध्ययन का उद्देश्य एलडी के आकार और संख्या का विश्लेषण करने के साथ-साथ एलडी संलयन गतिशीलता की निगरानी के लिए एक प्रोटोकॉल प्रदान करना है। हमने हेपेटोसाइट्स16 में लिनोलिक एसिड (एलए) की विभिन्न सांद्रता को जोड़कर एलडी गठन का एक मॉडल बनाया और तेल लाल ओ के साथ एलडी को धुंधला करके प्रक्रिया के दौरान एलडी के आकार और संख्या में परिवर्तन देखा। इसके अलावा, एलडी के तेजी से संलयन की प्रक्रिया को बीओडीआईपीवाई 493/503 के साथ धुंधला करके भी देखा गया था।

Protocol

सभी प्रक्रियाओं को हेनान कृषि विश्वविद्यालय (हेनान प्रांत, चीन) की पशु देखभाल समिति के नैतिक मानकों के अनुसार अनुमोदित और प्रदर्शन किया गया था। 1. गोजातीय हेपेटोसाइट सेल कल्चर कमर?…

Representative Results

सेल एलडी का धुंधलापन चित्र 1 में दिखाया गया है। लाल बिंदु सेल एलडी को दर्शाते हैं, और नीले बिंदु नाभिक को दर्शाते हैं। यह देखा जा सकता है कि एलए के उपचार के तहत प्रत्येक तस्वीर में एलडी का आकार …

Discussion

पैथोलॉजिकल राज्यों के आधार पर, हेपेटिक एलडी उनके आकार और संख्या में जबरदस्त बदलाव से गुजरते हैं। एलडी व्यापक रूप से हेपेटोसाइट कोशिकाओं में मौजूद हैं और यकृत स्वास्थ्य और रोग18 में महत्वपूर्?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

इस शोध को संयुक्त रूप से चीन के राष्ट्रीय प्राकृतिक विज्ञान फाउंडेशन (U1904116) द्वारा समर्थित किया गया था।

Materials

0.25% trypsin Gibco 25200072 reagent
4% paraformaldehyde Solarbio P1110 reagent
BODIPY 493/503 invitrogen 2295015 reagent
Cedar oil Solarbio C7140 reagent
cell counting chamber equipment
cell culture dish Corning 353002 material
cell sens software  Olympus IX73 software
Centrifuge Eppendorf equipment
DMEM HyClone SH30022.01 reagent
Fetal Bovine Serum Gibco 2492319 reagent
hematoxylin DingGuo AR0712 reagent
Image view image analysis sodtware
linoleic acid Solarbio SL8520 reagent
Live Cell Station Nikon A1 HD25 equipment
NIS-Elements  Nikon software
oil red O Solarbio G1260 reagent
optical microscope Olympus IX73 equipment
Penicillin & Streptomycin 100× NCM Biotech CLOOC5 reagent
Phosphate Buffered Saline HyClone SH30258.01 reagent
Pipette Eppendorf equipment
Sealing agent Solarbio S2150 reagent

References

  1. Fujimoto, T., Parton, R. G. Not just fat: the structure and function of the lipid droplet. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 3 (3), 004838 (2011).
  2. Grasselli, E., et al. Models of non-alcoholic fatty liver disease and potential translational value: The effects of 3,5-L-diiodothyronine. Annals of Hepatology. 16 (5), 707-719 (2017).
  3. Herdt, T. H. Ruminant adaptation to negative energy balance: Influences on the etiology of ketosis and fatty liver. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice. 16 (2), 215-230 (2000).
  4. Pino-de la Fuente, F., et al. Exercise regulation of hepatic lipid droplet metabolism. Life Sciences. 298, 120522 (2022).
  5. O’Connor, D., Byrne, A., Berselli, G. B., Long, C., Keyes, T. E. Mega-stokes pyrene ceramide conjugates for STED imaging of lipid droplets in live cells. Analyst. 144 (5), 1608-1621 (2019).
  6. Gao, G., et al. Control of lipid droplet fusion and growth by CIDE family proteins. Biochimica et Biophysica Acta (BBA). Molecular and Cell Biology of Lipids. 1862 (10), 1197-1204 (2017).
  7. Tütüncü Konyar, S. Dynamic changes in insoluble polysaccharides and neutral lipids in the developing anthers of an endangered plant species, Pancratium maritimum. Plant Systematics and Evolution. 304, 397-414 (2018).
  8. Spangenburg, E. E., Pratt, S. J. P., Wohlers, L. M., Lovering, R. M. Use of BODIPY (493/503) to visualize intramuscular lipid droplets in skeletal muscle. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 598358 (2011).
  9. Mehlem, A., Hagberg, C. E., Muhl, L., Eriksson, U., Falkevall, A. Imaging of neutral lipids by oil red O for analyzing the metabolic status in health and disease. Nature Protocols. 8 (6), 1149-1154 (2013).
  10. Diaz, G., Melis, M., Batetta, B., Angius, F., Falchi, A. M. Hydrophobic characterization of intracellular lipids in situ by Nile Red red/yellow emission ratio. Micron. 39 (7), 819-824 (2008).
  11. Duan, X., et al. The synthesis of polarity-sensitive fluorescent dyes based on the BODIPY chromophore. Dyes and Pigments. 89 (3), 217-222 (2011).
  12. Rumin, J., et al. The use of fluorescent Nile red and BODIPY for lipid measurement in microalgae. Biotechnology for Biofuels. 8, 42 (2015).
  13. Fam, T. K., Klymchenko, A. S., Collot, M. Recent advances in fluorescent probes for lipid droplets. Materials. 11 (9), 1768 (2018).
  14. Raboisson, D., Mounié, M., Maigné, &. #. 2. 0. 1. ;. Diseases, reproductive performance, and changes in milk production associated with subclinical ketosis in dairy cows: A meta-analysis and review. Journal of Dairy Science. 97 (12), 7547-7563 (2014).
  15. Ospina, P. A., Nydam, D. V., Stokol, T., Overton, T. R. Associations of elevated nonesterified fatty acids and β-hydroxybutyrate concentrations with early lactation reproductive performance and milk production in transition dairy cattle in the northeastern United States. Journal of Dairy Science. 93 (4), 1596-1603 (2010).
  16. Campos-Espinosa, A., Guzmán, C. A model of experimental steatosis in vitro: hepatocyte cell culture in lipid overload-conditioned medium. Journal of Visualized Experiments. (171), e62543 (2021).
  17. Liu, L., et al. Effects of nonesterified fatty acids on the synthesis and assembly of very low density lipoprotein in bovine hepatocytes in vitro. Journal of Dairy Science. 97 (3), 1328-1335 (2014).
  18. Wang, L., Liu, J. Y., Miao, Z. J., Pan, Q. W., Cao, W. L. Lipid droplets and their interactions with other organelles in liver diseases. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 133, 105937 (2021).
  19. Sanjabi, B., et al. Lipid droplets hypertrophy: a crucial determining factor in insulin regulation by adipocytes. Scientific Reports. 5, 8816 (2015).
  20. Saponaro, C., Gaggini, M., Carli, F., Gastaldelli, A. The subtle balance between lipolysis and lipogenesis: a critical point in metabolic homeostasis. Nutrients. 7 (11), 9453-9474 (2015).
  21. Yang, A., Mottillo, E. P. Adipocyte lipolysis: from molecular mechanisms of regulation to disease and therapeutics. Biochemical Journal. 477 (5), 985-1008 (2020).
  22. Gluchowski, N. L., Becuwe, M., Walther, T. C., Farese, R. V. Lipid droplets and liver disease: from basic biology to clinical implications. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 14 (6), 343-355 (2017).
  23. Meex, R. C. R., Schrauwen, P., Hesselink, M. K. C. Modulation of myocellular fat stores: lipid droplet dynamics in health and disease. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 297 (4), 913-924 (2009).
  24. Sarnyai, F., et al. Effect of cis-and trans-monounsaturated fatty acids on palmitate toxicity and on palmitate-induced accumulation of ceramides and diglycerides. International Journal of Molecular Sciences. 21 (7), 2626 (2020).
  25. Ricchi, M., et al. Differential effect of oleic and palmitic acid on lipid accumulation and apoptosis in cultured hepatocytes. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 24 (5), 830-840 (2009).
  26. Fei, W., et al. A role for phosphatidic acid in the formation of "supersized" lipid droplets. PLoS Genetics. 7 (7), e1002201 (2011).
  27. Kowada, T., Maeda, H., Kikuchi, K. BODIPY-based probes for the fluorescence imaging of biomolecules in living cells. Chemical Society Reviews. 44 (14), 4953-4972 (2015).
  28. Wang, J., et al. Application of the fluorescent dye BODIPY in the study of lipid dynamics of the rice blast fungus Magnaporthe oryzae. Molecules. 23 (7), 1594 (2018).

Play Video

Cite This Article
Yang, J., Kang, F., Wei, A., Lu, W., Zhang, X., Han, L. Evaluation of Lipid Droplet Size and Fusion in Bovine Hepatic Cells. J. Vis. Exp. (193), e65234, doi:10.3791/65234 (2023).

View Video