Her præsenterer vi en hurtig og omkostningseffektiv arbejdsgang til karakterisering af rabiesvirus (RABV) genomer ved hjælp af nanoporeteknologi. Arbejdsprocessen er beregnet til at støtte genomisk informeret overvågning på lokalt plan og give information om cirkulerende RABV-slægter og deres placering inden for regionale fylogenier for at vejlede rabieskontrolforanstaltninger.
Genomiske data kan bruges til at spore overførsel og geografisk spredning af infektionssygdomme. Den sekventeringskapacitet, der kræves til genomisk overvågning, er imidlertid fortsat begrænset i mange lav- og mellemindkomstlande (LMIC’er), hvor hundemedieret rabies og / eller rabies, der overføres af vilde dyr som vampyrflagermus, udgør store folkesundhedsmæssige og økonomiske bekymringer. Vi præsenterer her en hurtig og overkommelig prøve-til-sekvens-til-fortolkningsarbejdsgang ved hjælp af nanoporeteknologi. Protokoller til prøveindsamling og diagnosticering af rabies beskrives kort efterfulgt af detaljer om den optimerede arbejdsgang for helgenomsekventering, herunder primerdesign og optimering til multiplexpolymerasekædereaktion (PCR), en modificeret, billig sekventeringsbiblioteksforberedelse, sekventering med live og offline baseopkald, genetisk afstamningsbetegnelse og fylogenetisk analyse. Implementering af arbejdsgangen demonstreres, og kritiske trin fremhæves for lokal implementering, såsom pipelinevalidering, primeroptimering, inkludering af negative kontroller og brug af offentligt tilgængelige data og genomiske værktøjer (GLUE, MADDOG) til klassificering og placering inden for regionale og globale fylogenier. Behandlingstiden for arbejdsprocessen er 2-3 dage, og omkostningerne varierer fra $ 25 pr. prøve for en prøvekørsel på 96 til $ 80 pr. prøve for en prøvekørsel på 12. Vi konkluderer, at opsætning af genomisk overvågning af rabiesvirus i LMIC’er er mulig og kan understøtte fremskridt mod det globale mål om nul hundemedierede humane rabiesdødsfald inden 2030 samt forbedret overvågning af spredning af rabies i dyrelivet. Desuden kan platformen tilpasses andre patogener, hvilket hjælper med at opbygge en alsidig genomisk kapacitet, der bidrager til epidemisk og pandemisk beredskab.
Rabiesvirus (RABV) er et lyssavirus i familien Rhabdoviridae , der forårsager en dødelig neurologisk sygdom hos pattedyr1. Selv om rabies kan forebygges 100 % ved vaccination, er det fortsat et stort folkesundhedsmæssigt og økonomisk problem i endemiske lande. Af de 60.000 menneskelige rabiesdødsfald, der anslås at forekomme hvert år, er over 95% i Afrika og Asien, hvor hunde er det primære reservoir2. I modsætning hertil har hundevaccination ført til eliminering af hundemedieret rabies i hele Vesteuropa, Nordamerika og meget af Latinamerika. I disse regioner er reservoirer af rabies nu begrænset til dyreliv, såsom flagermus, vaskebjørne, stinkdyr og vilde hunde3. På tværs af Latinamerika er den almindelige vampyrflagermus en problematisk kilde til rabies på grund af regelmæssig overførsel af afsmittende virkninger fra flagermus til både mennesker og husdyr under natlig blodfodring4. Den årlige globale økonomiske virkning af rabies anslås at være 8,6 milliarder dollars, hvor tab af husdyr tegner sig for 6%5.
Sekvensdata fra virale patogener kombineret med metadata om tidspunktet for og kilden til infektioner kan give robust epidemiologisk indsigt6. For RABV er sekventering blevet brugt til at undersøge oprindelsen af udbrud7,8, identificere værtsforeninger med vilde dyr eller husdyr 8,9,10,11,12 og spore kilder til humane tilfælde 13,14. Udbrudsundersøgelser ved hjælp af fylogenetisk analyse har vist, at rabies opstod i den tidligere rabiesfrie provins Bali, Indonesien, gennem en enkelt introduktion fra de nærliggende endemiske områder Kalimantan eller Sulawesi15. I mellemtiden viste det sig i Filippinerne, at et udbrud på Tablas Island, Romblon-provinsen blev introduceret fra hovedøen Luzon16. Virale genomdata er også blevet brugt til bedre at forstå patogenoverførselsdynamikken, der er nødvendig for at målrette kontrolforanstaltninger geografisk. For eksempel illustrerer genomisk karakterisering af RABV den geografiske klyngedannelse af klader 17,18,19, co-cirkulation af slægter 20,21,22, menneskemedieret viral bevægelse 17,23,24 og metapopulationsdynamik 25,26.
Sygdomsovervågning er en vigtig funktion af genomisk overvågning, der er blevet forbedret med den globale stigning i sekventeringskapacitet som reaktion på SARS-CoV-2-pandemien. Genomisk overvågning har understøttet realtidssporing af SARS-COV-2-varianter af bekymring27,28 og tilknyttede modforanstaltninger6. Fremskridt inden for tilgængelig sekventeringsteknologi, såsom nanoporeteknologi, har ført til forbedrede og mere overkommelige protokoller til hurtig sekventering af både humane 29,30,31,32 og dyr33,34,35 patogener. I mange rabiesendemiske lande er der imidlertid stadig hindringer for operationalisering af patogengenomisk overvågning, som det fremgår af globale forskelle i SARS-CoV-2-sekventeringskapacitet36. Begrænsninger i laboratorieinfrastruktur, forsyningskæder og teknisk viden gør etablering og rutinisering af genomisk overvågning udfordrende. I dette papir demonstrerer vi, hvordan en optimeret, hurtig og overkommelig helgenomsekventeringsarbejdsgang kan implementeres til RABV-overvågning i ressourcebegrænsede indstillinger.
En tilgængelig RABV, nanopore-baseret, helgenomsekventeringsarbejdsgang blev udviklet af Brunker et al.61 ved hjælp af ressourcer fra ARTIC-netværket46. Her præsenterer vi en opdateret arbejdsgang med komplette prøve-til-sekvens-til-fortolkningstrin. Arbejdsprocessen beskriver forberedelsen af hjernevævsprøver til helgenomsekventering, præsenterer en bioinformatikrørledning til at behandle læsninger og generere konsensussekvenser og fremhæver to rabiesspecifikke værktøjer til at automatisere afstamningstildeling og bestemme fylogenetisk kontekst. Den opdaterede arbejdsproces indeholder også omfattende instruktioner til opsætning af passende beregnings- og laboratoriearbejdsområder med overvejelser om implementering i forskellige sammenhænge (herunder indstillinger med få ressourcer). Vi har demonstreret den vellykkede implementering af arbejdsgangen i både akademiske og forskningsinstitutindstillinger i fire RABV-endemiske LMIC’er med ingen eller begrænset genomisk overvågningskapacitet. Arbejdsprocessen har vist sig modstandsdygtig over for applikationer på tværs af forskellige indstillinger og forståelig for brugere med varierende ekspertise.
Denne arbejdsgang til RABV-sekventering er den mest omfattende offentligt tilgængelige protokol (der dækker prøve-til-sekvens-til-fortolkningstrin) og specifikt tilpasset til at reducere både opstarts- og driftsomkostninger. Den tid og de omkostninger, der kræves til biblioteksforberedelse og sekventering med nanoporeteknologi, reduceres kraftigt i forhold til andre platforme, såsom Illumina61, og løbende teknologiudvikling forbedrer sekvenskvalitet og nøjagtighed for at være sammenlignelig med Illumina62.
Denne protokol er designet til at være modstandsdygtig i forskellige lavressourcekontekster. Ved at henvise til fejlfindings- og ændringsvejledningen, der leveres sammen med kerneprotokollen, understøttes brugerne til at tilpasse arbejdsgangen til deres behov. Tilføjelsen af brugervenlige bioinformatiske værktøjer til arbejdsgangen udgør en stor udvikling af den oprindelige protokol, der giver hurtige og standardiserede metoder, der kan anvendes af brugere med minimal forudgående bioinformatikerfaring til at fortolke sekvensdata i lokale sammenhænge. Kapaciteten til at gøre dette på stedet er ofte begrænset af behovet for at have specifikke programmeringsmæssige og fylogenetiske færdigheder, hvilket kræver en intensiv og langsigtet investering i færdighedsuddannelse. Mens denne færdighed er vigtig for grundigt at fortolke sekvensdata, er grundlæggende og tilgængelige fortolkningsværktøjer lige så ønskelige for at kapacitere lokale “sekventeringsmestre”, hvis kerneekspertise kan være vådlaboratoriebaseret, så de kan fortolke og tage ejerskab over deres data.
Da protokollen har været gennemført i en årrække i flere lande, kan vi nu give vejledning i, hvordan man optimerer multiplexprimerordninger for at forbedre dækningen og håndtere akkumuleret mangfoldighed. Der er også gjort en indsats for at hjælpe brugerne med at forbedre omkostningseffektiviteten eller gøre det lettere at foretage indkøb i en given region, hvilket typisk er en udfordring for bæredygtigheden af molekylære tilgange63. For eksempel valgte vi i Afrika (Tanzania, Kenya og Nigeria) stump / TA ligase master mix på adapterligeringstrinnet, som var lettere tilgængeligt fra lokale leverandører og et billigere alternativ til andre ligeringsreagenser.
Erfaringen viser, at der er flere måder at reducere omkostningerne pr. prøve og pr. kørsel på. Reduktion af antallet af prøver pr. kørsel (f.eks. fra 24 ned til 12 prøver) kan forlænge flowcellernes levetid over flere kørsler, mens forøgelse af antallet af prøver pr. kørsel maksimerer tiden og reagenserne. I vores hænder var vi i stand til at vaske og genbruge flowceller til en ud af tre sekventeringskørsler, hvilket gjorde det muligt at sekventere yderligere 55 prøver. Vask af flowcellen umiddelbart efter brug, eller, hvis det ikke er muligt, fjernelse af affaldsvæsken fra affaldskanalen efter hver kørsel, syntes at bevare antallet af porer, der var tilgængelige til en anden kørsel. Under hensyntagen til det oprindelige antal porer, der er tilgængelige i en flowcelle, kan en kørsel også optimeres til at planlægge, hvor mange prøver der skal køres i en bestemt flowcelle.
Selvom arbejdsgangen sigter mod at være så omfattende som muligt, med tilføjelse af detaljeret vejledning og skiltede ressourcer, er proceduren stadig kompleks og kan være skræmmende for en ny bruger. Brugeren opfordres til at søge personlig træning og support, ideelt lokalt eller alternativt gennem eksterne samarbejdspartnere. I Filippinerne har et projekt om kapacitetsopbygning i regionale laboratorier til SARS-CoV-2 genomisk overvågning ved hjælp af ONT udviklet kernekompetencer blandt sundhedsdiagnostikere, der let kan overføres til RABV-sekventering. Vigtige trin, såsom SPRI-perleoprydning, kan være vanskelige at mestre uden praktisk træning, og ineffektiv oprydning kan beskadige flowcellen og kompromittere løbet. Prøvekontaminering er altid et stort problem, når amplicons behandles i laboratoriet og kan være vanskelige at fjerne. Navnlig er krydskontaminering mellem prøver ekstremt vanskelig at påvise under bioinformatik efter kørsel. God laboratorieteknik og -praksis, såsom vedligeholdelse af rene arbejdsflader, adskillelse af områder før og efter PCR og inkorporering af negative kontroller, er afgørende for at sikre kvalitetskontrol. Den hurtige udvikling af nanoporesekventering er både en fordel og ulempe for rutinemæssig genomisk overvågning af RABV. Fortsatte forbedringer af nanopores nøjagtighed, tilgængelighed og protokolrepertoire udvider og forbedrer anvendelsesområdet. Den samme udvikling gør det imidlertid udfordrende at opretholde standarddriftsprocedurer og bioinformatiske rørledninger. I denne protokol leverer vi et dokument, der hjælper overgangen fra ældre til nuværende nanoporebiblioteksforberedelsessæt (Table of Materials).
En almindelig vejspærring for sekventering i LMIC’er er tilgængelighed, herunder ikke kun omkostningerne, men også evnen til at anskaffe forbrugsstoffer rettidigt (især sekventeringsreagenser, som er relativt nye for indkøbsteams og leverandører) og beregningsressourcer samt simpelthen at have adgang til stabil strøm og internettet. Brug af bærbar nanoporesekventeringsteknologi som grundlag for denne arbejdsgang hjælper med mange af disse tilgængelighedsproblemer, og vi har demonstreret brugen af vores protokol på tværs af en række indstillinger og udført den fulde protokol og analyse i landet. Det er ganske vist fortsat en udfordring at indkøbe udstyr og sekventere forbrugsvarer rettidigt, og i mange tilfælde var vi tvunget til at transportere eller sende reagenser fra Det Forenede Kongerige. På nogle områder var vi imidlertid i stand til helt at stole på lokale forsyningsruter for reagenser og drage fordel af investeringer i SARS-CoV-2-sekventering (f.eks. Filippinerne), der har strømlinet indkøbsprocesser og begyndt at normalisere anvendelsen af patogengenomik.
Behovet for en stabil internetforbindelse minimeres ved engangsinstallationer; for eksempel kræver GitHub-lagre, softwaredownload og nanopore-sekventering i sig selv kun internetadgang for at starte kørslen (ikke hele vejen igennem) eller kan udføres helt offline efter aftale fra virksomheden. Hvis mobildata er tilgængelige, kan en telefon bruges som et hotspot til den bærbare computer til at starte sekventeringskørslen, før forbindelsen afbrydes for kørselsvarigheden. Ved rutinemæssig behandling af prøver kan kravene til datalagring vokse hurtigt, og ideelt set vil data blive gemt på en server. Ellers er solid state-drev (SSD) harddiske relativt billige at kilde.
Selvom vi erkender, at der stadig er barrierer for genomisk overvågning i LMIC’er, tyder stigende investeringer i opbygning af genomisk tilgængelighed og ekspertise (f.eks. Africa Pathogen Genomics Initiative [Africa BGB])64 på, at denne situation vil blive bedre. Genomisk overvågning er afgørende for pandemisk beredskab6, og kapacitet kan etableres ved at rutinisere genomovervågningen af endemiske patogener såsom RABV. Globale forskelle i sekventeringskapacitet, der blev fremhævet under SARS-CoV-2-pandemien, bør være en drivkraft for katalytisk forandring for at tackle disse strukturelle uligheder.
Denne prøve-til-sekvens-til-fortolkning-arbejdsgang for RABV, herunder tilgængelige bioinformatikværktøjer, har potentiale til at blive brugt til at vejlede kontrolforanstaltninger rettet mod målet om nul dødsfald blandt mennesker som følge af hundemedieret rabies inden 2030 og i sidste ende til eliminering af RABV-varianter. Kombineret med relevante metadata letter genomiske data genereret fra denne protokol hurtig karakterisering af RABV under udbrudsundersøgelser og identifikation af cirkulerende slægter i et land eller en region60,61,65. Vi illustrerer vores pipeline for det meste ved hjælp af eksempler fra hundemedieret rabies; Arbejdsprocessen er dog direkte anvendelig på rabies hos vilde dyr. Denne overførbarhed og lave omkostninger minimerer udfordringerne ved at gøre rutinemæssig sekventering let tilgængelig, ikke kun for rabies, men også for andre patogener46,66,67, for at forbedre sygdomsstyring og kontrol.
The authors have nothing to disclose.
Dette arbejde blev støttet af Wellcome [207569/Z/17/Z, 224670/Z/21/Z], Newton-finansiering fra Medical Research Council [MR/R025649/1] og Philippines Department of Science and Technology (DOST), UK Research and Innovation Global indsats mod COVID-19 [MR/V035444/1], University of Glasgow Institutional Strategic Support Fund [204820], Medical Research Council New Investigator Award (KB) [MR/X002047/1], og International Partnership Development Fund, et DOST British Council-Filippinerne studentship (CB), et National Institute for Health Research [17/63/82] GemVi-stipendium (GJ) og University of Glasgow-stipendier fra MVLS DTP (KC) [125638-06], EPSRC DTP (RD) [EP / T517896 / 1] og Wellcome IIB DTP (HF) [218518 / Z / 19 / Z]. Vi er taknemmelige for kolleger og samarbejdspartnere, der har støttet dette arbejde: Daniel Streicker, Alice Broos, Elizabeth Miranda, DVM, Daria Manalo, DVM, Thumbi Mwangi, Kennedy Lushasi, Charles Kayuki, Jude Karlo Bolivar, Jeromir Bondoc, Esteven Balbin, Ronnel Tongohan, Agatha Ukande, Davis Kuchaka, Mumbua Mutunga, Lwitiko Sikana og Anna Czupryna.
Brand name | |||
Software | |||
Sequencing software (MinKnow) |
Oxford Nanopore Technologies | https://community.nanoporetech.com/downloads | |
Bioinformatics tool kit (Guppy) |
Oxford Nanopore Technologies | https://community.nanoporetech.com/docs/prepare/library_prep_protocols/Guppy-protocol/v/gpb_2003_v1_revao_14dec2018 | |
Equipment | |||
Thermal cycler (miniPCR™ mini16 thermal cycler) |
Cambio | MP-QP-1016-01 | |
Homogenizer (Precellys Evolution Touch Homogenizer) |
Bertin Instruments | EQ02520-300 | |
Cold Racks (0.2-0.5mL) (PCR Mini-cooler with transparent lid) |
BRAND | 781260 | |
Pipettor | |||
(Pipetman L Fixed F1000L, 1000 uL) | Gilson | SKU: FA10030 | |
(Pipetman L Fixed F100L, 100 uL) | Gilson | SKU: FA10024 | |
(Pipetman L Fixed F10L, 10 uL) | Gilson | SKU: FA10020 | |
(Pipetman L Fixed F1L, 1 uL) | Gilson | SKU: FA10025 | |
(Pipetman L Fixed F20L, 20 uL) | Gilson | SKU: FA10021 | |
(Pipetman L Fixed F250L, 250 uL) | Gilson | SKU: FA10026 | |
Fluorometer (Qubit 4 Fluorometer) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | Q33238 | |
Laptop (Any brand with ~2 GB of drive space, minimum of 512 GB storage space, msi installer [GPU]) |
|||
Microcentrifuge (Refrigerated centrifuge) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | 75004081 | |
Vortex mixer (Basic vortex mixer) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | 88882011 | |
Magnetic rack (DynaMag -2 Magnet) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | 12321D | |
Sequencing device (MinION) |
Oxford Nanopore Technologies | MinION Mk1B | |
RNA Extraction | |||
RNA extraction kit (Qiagen RNEasy Mini Kit 250) |
Qiagen | 74106 | |
RNA stabilizing reagents | |||
(RNA later) | Invitrogen | AM7020 | |
(DNA/RNA Shield) | Zymo Research | R1100-50 | |
PCR | |||
Nuclease-free Water (Nuclease-free Water [not DEPC-treated]) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | AM9937 | |
Master mix for first strand cDNA synthesis (LunaScript RT SuperMix Kit) |
New England Biolabs | E3010S | |
DNA amplification master mix (Q5® Hot Start High-Fidelity 2X Master Mix [NEB]) |
New England Biolabs | M0494L | |
Primer (Scheme) (Custom DNA oligos) |
Invitrogen | ||
SPRI Bead Clean-up | |||
SPRI beads (Aline Biosciences PCR Clean DX ) |
Cambio | AL-AC1003-50 | |
Ethanol, Pure Absolute, >99.8% (GC) [Riedel-De Haen] | Merck | 818760 | |
Short Fragment buffer (SFB expansion pack) |
Oxford Nanopore Technologies | EXP-SFB001 | |
DNA Quantification | |||
DNA quantification kit (Qubit® dsDNA HS Assay Kit) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | Q32854 | |
DNA quantification assay tubes (Qubit™ Assay Tubes) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | Q32856 | |
End Prep and barcoding (Qubit™ Assay Tubes) |
|||
End Prep master mix (NEBNext Ultra End Repair/dA-Tailing Module) |
New England Biolabs | E7546L | |
Barcoding kit | |||
*Chemistry 9 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 9 | |
(Native Barcoding Expansion 1-12) | EXP-NBD104 | ||
(Native Barcoding Expansion 13-24) | EXP-NBD114 | ||
(Native Barcoding Expansion 96) | EXP-NBD196 | ||
*Chemistry 14 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 14 | |
(not compatible) | (not compatible) | ||
(Native Barcoding Kit 24 V14) | SQK-NBD114.24 | ||
(Native Barcoding Kit 96 V14) | SQK-NBD114.96 | ||
Ligation mastermix (Blunt/TA Ligase Master Mix) |
New England Biolabs | M0367S | |
Adapter Ligation | |||
Adapter ligation master mix | |||
(NEBNext Quick Ligation Module) | New England Biolabs | E6056S | |
(NEBNext Ultra II Ligation Module) | New England Biolabs | E7595S | |
(Blunt/TA Ligase Master Mix) | New England Biolabs | M0367S | |
Adapter mix | |||
*Chemistry 9 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 9 EXP-AMII001 |
|
(Adapter Mix II [AMII]) | |||
*Chemistry 14 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 14 EXP-NBA114 |
|
(Native adapter [NA]) | |||
Sequencing | |||
Flowcell priming kit | |||
*Chemistry 9 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 9 EXP-FLP002 |
|
(Flush Buffer [FB]) | |||
(Flush Tether [FT]) | |||
*Chemistry 14 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 14 EXP-FLP004 |
|
(Flow Cell Flush [FCF]) | |||
(Flow Cell Tether [FCT]) | |||
Ligation Sequencing Kit | |||
*Chemistry 9 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 9 SQK-LSK109 |
|
Adapter Mix (Adapter Mix [AMX]) |
|||
Ligation Buffer (Ligation buffer [LNB]) |
|||
Short Fragment Buffer (Short Fragment buffer [SFB]) |
|||
Sequencing Buffer (Sequencing Buffer [SQB]) |
|||
Elution Buffer (Elution buffer [EB]) |
|||
Loading Beads (Loading Beads [LB]) |
|||
Sequencing Tether (Sequencing Tether [SQT]) |
|||
*Chemistry 14 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 14 SQK-LSK114 |
|
Adapter Mix (Ligation Adapter [LA]) |
|||
Ligation Buffer (Ligation buffer [LNB]) |
|||
Short Fragment Buffer (Short Fragment buffer [SFB]) |
|||
Sequencing Buffer (Sequencing Buffer [SB]) |
|||
Elution Buffer (Elution buffer [EB]) |
|||
Loading Beads (Loading Beads [LIB]) |
|||
Sequencing Tether (Flow Cell Tether [FCT]) |
|||
Library solution (Library solution [LIS]) |
|||
Flush buffer (Flow Cell Flush [FCF]) |
|||
Flow Cell | |||
*Chemistry 9 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 9 FLO-MIN106D |
|
(Flow Cell [R9.4.1]) | |||
*Chemistry 14 | Oxford Nanopore Technologies | *Chemistry 14 FLO-MIN114 |
|
(Flow Cell [R10.4.1]) | |||
Flow Cell wash | |||
Flowcell wash kit (Flow cell wash kit) |
Oxford Nanopore Technologies | EXP-WSH004 | |
Consummables | |||
Surface decontaminant | |||
(DNA Away Surface Decontaminant, Squeeze Bottle [Molecular Bio]) | Thermofisher scientific/Fisher scientific | 7010PK | |
(RNase Away Surface Decontaminant, Bottle [Molecular Bio]) | Thermofisher scientific/Fisher scientific | 7002PK | |
PCR 8-Tube Strip 0.2ml, individual cap (PCR 8-Tube Strip 0.2ml, with Individual attached Flat Caps, Sterile, DNAse/RNAse, Pyrogen Free,Natural [Greiner]) |
Greiner | 608281 | |
PCR Tube 0.2ml (PCR Tube 0.2ml, Natural [Domed Cap] Bagged in 500s, Non-Sterile [Greiner]) |
Greiner | 671201 | |
1000µL Filter Tips (500) (Stacked 1000µL Filter Tips [500]) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | 11977724 | |
100µL Filter Tips (1000) | Thermofisher scientific/Fisher scientific | 11947724 | |
10µL Filter Tips (1000) (Stacked 100µL Filter Tips [1000]) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | 11907724 | |
Reinforced tubes tubes (2ml) with screw caps and o-rings (Fisherbrand™ Bulk tubes) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | 15545809 | |
Microcentrifuge tube (1.5ml) (1.5 ml Eppendorf Tubes [500]) |
Eppendorf | 1229888 | |
DNA LoBind Tubes (1.5ml) (DNA LoBind Tubes) |
Thermofisher scientific/Fisher scientific | 10051232 | |
Cryobabies labels | |||
Gloves (S/M/L) | |||
Paper towel |