Een abonnement op JoVE is vereist om deze inhoud te bekijken. Log in of start vandaag met uw gratis proefperiode.

Methodenartikel

Veneuze trombosetest in een muismodel van kanker

3.8K weergaven

⸱

DOI:

10.3791/65518

⸱

5 januari 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Renal Section, Department of Medicine, Chobanian and Avedisian School of Medicine, Boston University, 2Vascular Biology Section, Department of Medicine, Chobanian and Avedisian School of Medicine, Boston University, 3Division of Interventional Radiology, Department of Radiology, Chobanian and Avedisian School of Medicine, Boston University, 4Department of Medicine, Whitaker Cardiovascular Institute, Chobanian and Avedisian School of Medicine, Boston University, 5Department of Biochemistry and Cell Biology, Chobanian and Avedisian School of Medicine, Boston University, 6Veterans Affairs Boston Healthcare System, 7Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology, 8Center of Cross-Organ Vascular Pathology, Department of Medicine, Chobanian and Avedisian School of Medicine, Boston University

In dit artikel

Samenvatting

Dit artikel heeft tot doel een geoptimaliseerde methode te presenteren voor het beoordelen van veneuze trombose in een muiskankermodel, met behulp van vasculaire clips om veneuze ligatie te bereiken. Optimalisatie minimaliseert de variabiliteit in trombosegerelateerde metingen en verbetert de relevantie voor bij de mens kankergerelateerde veneuze trombose.

Samenvatting

Dit methodologiedocument belicht de chirurgische nuances van een knaagdiermodel van veneuze trombose, specifiek in de context van kanker-geassocieerde trombose (CAT). Diepe veneuze trombose is een veel voorkomende complicatie bij overlevenden van kanker en kan mogelijk fataal zijn. De huidige modellen voor veneuze trombose bij muizen omvatten meestal een volledige of gedeeltelijke mechanische occlusie van de inferieure vena cava (IVC) met behulp van een hechtdraad. Deze procedure induceert een volledige of gedeeltelijke stasis van bloed en endotheelschade, waardoor trombogenese ontstaat. De huidige modellen hebben beperkingen, zoals een hogere variabiliteit in stolselgewichten, een aanzienlijk sterftecijfer en een langere leercurve. Dit rapport introduceert chirurgische verfijningen met behulp van vasculaire clips om enkele van deze beperkingen aan te pakken. Met behulp van een syngeen xenotransplantaatmuismodel voor darmkanker gebruikten we op maat gemaakte vasculaire clips om de infrarenale vena cava te ligateren. Deze clips zorgen voor resterende lipruimte, vergelijkbaar met een 5-0 polypropyleen hechtdraad na IVC-ligaties. Muizen met de hechtmethode dienden als controles. De vasculaire clipmethode resulteerde in een consistente reproduceerbare partiële vasculaire occlusie en grotere stolselgewichten met minder variabiliteit dan de hechtmethode. De grotere stolselgewichten, de grotere stolselmassa en het stolsel van het IVC-luminale oppervlak werden verwacht vanwege het hogere drukprofiel van de vasculaire clips in vergelijking met een 6-0 polypropyleen hechtdraad. De aanpak werd gevalideerd door echografie met grijze schaal, die een consistent grotere stolselmassa in de infrarenale vena cava met vasculaire clips onthulde in vergelijking met de hechtmethode. Deze waarnemingen werden verder onderbouwd met de immunofluorescentiekleuring. Deze studie biedt een verbeterde methode om een veneus trombosemodel bij muizen te genereren, dat kan worden gebruikt om het mechanistische begrip van CAT te verdiepen en in translationeel onderzoek zoals het ontdekken van geneesmiddelen.

Inleiding

Kanker-geassocieerde veneuze trombo-embolie (VTE)
Het risico op veneuze trombo-embolie (VTE) is 4 tot 7 keer hoger bij overlevenden van kanker in vergelijking met de algemene bevolking 1,2,3. Deze aandoening blijkt fataal bij één op de zeven patiënten met kanker. De incidentie van VTE varieert afhankelijk van het type kanker en de tumorlast en is het hoogst bij patiënten met pancreas- enmaagkanker4.

Kanker-geassocieerde VTE bij kankerpatiënten heeft een prognostische betekenis. Het wordt geassocieerd met een ongunstige algehele overleving in het eerste jaar na een diagnose van kanker, zelfs na correctie voor leeftijd, ras en stadium van onderliggende kanker5. Deze bevindingen benadrukken het belang van het onderzoeken van kankergerelateerde VTE en de noodzaak om het mechanisme ervan te onderzoeken met behulp van een diermodel. De translationele relevantie van dit gebied wordt verder benadrukt door het feit dat VTE bij kankerpatiënten te voorkomen en te behandelen is met tromboprofylaxe en antitrombotische therapie6.

Diermodellen van kanker en veneuze trombose
Kankermodellen worden conventioneel xenotransplantaten genoemd, waarbij kankercellen bij muizen worden geïnjecteerd. De injectie van kankercellen op een plaats zoals de oorsprong wordt een orthotopisch model genoemd, terwijl op een andere plaats (onderhuids vlak over de flank) bekend staat als een heterotopisch model. De soort van herkomst van kankercellen bepaalt ze als een allogeen model, zoals de HT-29-cellijn (menselijke darmkanker)7,8,9. Integendeel, syngene modellen gebruiken de muizenkankercellijnen, waaronder RenCa- en MC-38-cellijnen 3,10.

De literatuur heeft arteriële, veneuze en capillaire trombosemodellen bij knaagdieren beschreven. Veneuze trombose wordt geïnduceerd in de inferieure vena cava (IVC) door mechanisch letsel (voerdraad) of volledige IVC-ligatie, chemisch (ijzerchloride) of elektrolytisch letsel. IJzerchloride-geïnduceerde trombose of IVC-ligatie vertegenwoordigt complete occlusiemodellen. Dit laatste resulteert in de stagnatie van bloed en inflammatoire infiltraten in aderen11,12,13. Het volledige ligatiemodel resulteert in een hoge mate van trombosevorming bij 95% tot 100% van de muizen. Het partiële IVC-ligatiemodel kan onderbreking van laterale iliolumbale takken omvatten, en de veneuze terugkeer wordt opgeheven door hechtdraadligaties toe te passen in de distale doelpunten van IVC12. Soms wordt een spatiehouder gebruikt om de veneuze terugkeer gedeeltelijk te onderbreken. Het trombusgewicht is echter inconsistent in het huidige partiële occlusiemodel, wat resulteert in een hoge variabiliteit in stolselgewichten en -lengtes12,14.

Beide grote mechanische adermodellen (gedeeltelijk en volledig) hebben beperkingen. Ten eerste resulteert IVC-ligatie (stasismodel) vaak in hypotensie. Het bloed wordt door werveladers geleid. Hoewel in ervaren handen, varieert de mortaliteit met dit model van 5%-30%, waarbij het hogere percentage wordt verwacht tijdens de leercurve. Belangrijk is dat het volledige occlusiemodel geen diepe veneuze trombose (DVT) reproduceert bij mensen, waar een trombus doorgaans niet-occlusief is. Volledige occlusie zal waarschijnlijk hemorheologische factoren en farmacodynamische parameters veranderen, waardoor de biologische beschikbaarheid van verbindingen op de lokale locatie verandert. Vanwege deze beperkingen zijn volledige occlusiemodellen mogelijk niet optimaal voor het testen van nieuwe chemische verbindingen voor therapeutische doeleinden en ontdekkingen van geneesmiddelen12.

Opgemerkt moet worden dat om een meer klinisch relevant muizenmodel van veneuze trombose met verminderde stroom met endotheelschade te bieden, een veneus trombosemodel is geïntroduceerd, waarbij DVT wordt veroorzaakt door de beperking van de bloedstroom in afwezigheid van endotheelverstoring. Het model werd gevalideerd door middel van scanning-elektronenmicroscopie15. Een klinisch relevant trombosemodel dat de voorkeur geniet, is een model met bijna volledige trombose dat het mogelijk maakt geneesmiddelen te ontdekken. De stolselvorming in de huidige partiële occlusiemodellen is inconsistent, wat resulteert in een hoge variabiliteit in het gewicht en de hoogte van het stolsel12,16. Bovendien is het gewicht van het stolsel variabel bij de conventionele methoden, waardoor er meer muizen per onderzoek nodig zijn12.

Eerdere kanker-geassocieerde trombosemodellen waren gericht op darm-, pancreas- en longkanker en waren allemaal complete occlusiemodellen17,18,19. Dit manuscript wijzigt het partiële occlusietrombosemodel om stolsels te voorzien van een lagere variabiliteit en muizensterfte (Figuur 1). Eerdere studies gebruikten allogene kankercellijnen op immuungecompromitteerde athymische muizen op de achtergrond 19,20,21. Dit manuscript maakt gebruik van een MC-38 cel syngeen xenotransplantaat in C57Bl6/J muizen, wat het gebruik van immunocompetente muizen en onderzoek van immuuncomponenten voor trombogenese mogelijk maakt.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Protocol

Voor dit onderzoek werden 16 vrouwelijke C57Bl6/J-muizen gebruikt, 8-12 weken oud en een lichaamsgewicht van 20 tot 25 g. De muizen werden onder standaardomstandigheden gehuisvest en werden ad libitum gevoed met voer en water. Deze studie werd uitgevoerd met goedkeuring van de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de Universiteit van Boston. De hier beschreven open procedures werden uitgevoerd in een steriele toestand.

1. Het model van Xenograft

  1. Celkweek
    1. Voorafgaand aan heterotope subcutane implantatie, kweek MC-38-cellen als een monolaag tot 80% confluentie.
    2. Na trypsinisatie en resuspensie in 10% FBS-bevattende media, centrifugeer de cellen bij 277 x g, 4 °C gedurende 5 min. Resuspendeer vervolgens de cellen in serumvrije media tot een concentratie van 1 x 104 MC-38 cellen/μL serumvrije media.
      1. Voor trypsinisatie kweekt u de MC-38-cellen totdat ze een gewenste samenvloeiing bereiken (meestal ongeveer 70%-80%) en zuigt u vervolgens het kweekmedium uit de petrischaal.
      2. Voeg 1 ml trypsine-EDTA-oplossing toe en incubeer de cellen met trypsine gedurende 1 minuut bij 37 °C om loslating mogelijk te maken. Tik of schud zachtjes op de petrischaal om ervoor te zorgen dat deze gelijkmatig loskomt.
      3. Voeg een kweekmedium toe dat serum of een trypsineremmer bevat om de activiteit te neutraliseren en verdere celdissociatie te voorkomen. Verzamel de losgemaakte cellen samen met de geneutraliseerde trypsine-oplossing.
      4. Voor resuspensie, zodra de cellen zijn losgemaakt door trypsinisatie, bereid ze voor op transplantatie of verdere experimenten. Centrifugeer de opgevangen celsuspensie bij 277 x g om de cellen te pelleteren.
      5. Verwijder voorzichtig het supernatans (vloeistof boven de celkorrel). Voeg 9 ml kweekmedium, buffer of oplossing toe aan de celpellet om de gewenste celconcentratie voor transplantatie of experimenten te bereiken.
      6. Resuspendeer de cellen voorzichtig door op en neer te pipetteren of door een kweekflesshaker te gebruiken. Vermijd krachtig pipetteren dat de cellen kan beschadigen.
        OPMERKING: Afhankelijk van de gebruikte variant of cellijn kunnen cellen worden geresuspendeerd in een verhouding van 1:1 van opgeloste basale membraanmatrix en serumvrije media om de groei en verspreiding van zeer agressieve muizencellen na implantatie te vertragen. Alle celkweekstappen moeten worden uitgevoerd in een volledig aseptische kap in een speciaal toegewezen celkweekruimte en moeten regelmatig op mycoplasma worden getest.
    3. Tel de cellen met een geautomatiseerde celteller volgens het meegeleverde handmatige protocol.
  2. Celimplantatie
    1. Wijs willekeurig acht muizen toe aan de experimentele groep en acht muizen aan de controlegroep als volgt. Gebruik in de controlegroep muizen met MC38-xenotransplantaat en voer IVC-ligatie uit met een polypropyleen 5-0-hechtdraad. Gebruik in de experimentele groep muizen met MC38 xenotransplantaat en voer IVC-ligatie uit met een aangepaste vasculaire clip.
    2. Plaats de muis in de linker zijligging en scheer de rechterkant tussen de voor- en achterpoten. Breng alcohol en jodium aan langs het dorsale lumbale gebied om het gebied aseptisch voor te bereiden op injectie.
    3. Injecteer met een naald van 27 G 2 x 106 MC-38-cellen, bereid in 200 μl medium, subcutaan in de flank, halverwege tussen de meest distale rib en het bekken van het dier, terwijl u het dier voorzichtig in de niet-dominante hand houdt.
    4. Inspecteer de dieren na de injectie zorgvuldig en zet ze terug in de kooi. De dieren moeten worden geïnspecteerd op het volgende: 1. Veranderingen in gedrag, activiteitsniveaus en algehele mobiliteit van de muizen. Significante veranderingen kunnen duiden op ongemak of gezondheidsproblemen. 2. De algemene fysieke conditie van de muizen, met inbegrip van de kwaliteit van de vacht, de verzorgingsgewoonten en eventuele zichtbare tekenen van angst of afwijkingen 3. Terugkeer naar voedselconsumptie en waterinname 4. Eventuele veranderingen in hun activiteitenniveau, houding of interacties met kooigenoten. Lethargie of verhoogde agressie kunnen tekenen van angst zijn.

2. Opvolging van tumorgroei

  1. Controleer de dieren tweewekelijks op tumorgroeitrends gedurende 3-4 weken. Meet de tumoren met een schuifmaat en noteer de afmetingen van de tumor.
    1. Meet de tumoren langs hun langste as (L) en de as loodrecht op de lange as (W). Bereken het tumorvolume (V) met behulp van de vergelijking L x (W2) = V. Als de tumorgrootte in elke dimensie groter is dan 20 mm en/of de tumor tekenen van ulceratie vertoont, euthanaseer de dieren dan voordat het experiment wordt beëindigd.
  2. Zodra het tumorvolume 400 mm3 bereikt, moet u van plan zijn de muizen te gebruiken voor IVC-ligatie.

3. Anesthesie en voorbereiding

  1. Verdoof de muis in een isofluraankamer en injecteer de pijnstiller subcutaan: Houd het dier vast vanaf de basis van de staart. Houd het dier op het rugoppervlak van de niet-dominante hand.
  2. Breng het dier over naar de inductiekamer voor continue anesthesie, gevuld met 3%-4% isofluraan. Bevestig adequate algemene anesthesie met de afwezigheid van een teenknijpreflex. Gebruik een onderhoudsdosis van 1%-3% isofluraan. Breng dierenartszalf aan op beide ogen.
  3. Subcutane injectie met buprenorfine (opioïde voor pijnvermindering): Los de voorraad buprenorfine op in een concentratie van 0,3 mg/ml in 0,9% natriumchloride (NaCl) om de concentratie van 0,03 mg/ml te bereiken.
  4. Injecteer een dosering van 0,05-0,1 mg/kg 0,03 mg/ml buprenorfine samen met 500 μL steriele 0,9% NaCl subcutaan vóór de operatie. In een hoeveelheid van 20 g muizen is een hoeveelheid van 2 μg of 66 μl van 0,03 mg/ml buprenorfine vereist.
  5. Voorbereiding van de huid: Plaats de volledig verdoofde muis in rugligging over de verwarmingsdeken. Desinfecteer de voorste buikstreek met 0,5% chloorhexidinetinctuur, 2x. Controleer tijdens de procedure regelmatig de temperatuur van de verwarmingsdeken en zorg ervoor dat de temperatuur niet daalt.

4. IVC-ligatie

  1. Laparotomie op de middellijn
    1. Snijd de buikhuid in met een fijne schaar, beginnend bij de xiphoidale eminentie tot aan de blaas. Knijp het buikvlies halverwege de huidincisie met een atraumatische pincet. Zorg voor voldoende ruimte tussen de incisie en de bovenliggende darmen (figuur 2A).
    2. Open het peritoneum op een longitudinale manier samen met avasculaire linea alba.
  2. Exterioriseren van de darmen naar de rechterbuikzijde
    1. Trek aan de darmen met natte wattenstaafjes. Bedek de darmen met een volledig vochtig steriel gaasje. Zorg ervoor dat de bedekte darmen zich in een tractievrije richting bevinden zonder overmatige tractie op de mesenteriale vaten.
  3. Volledige blootstelling van de IVC en vertakkingen, inclusief de samenvloeiing van de linker nierader met de IVC (Figuur 2B).
    1. Laat 200-300 μL normale zoutoplossing vallen. Verken het verloop van de urineleiders, IVC, aorta en nieraderen (Figuur 2).
  4. Avasculair vlak op het samenvloeiingspunt van de infrarenale IVC en de samenvloeiing van de linker nierader.
    1. Steek de polypropyleen 6-0 hechting voorzichtig 2x-3x door het avasculaire vlak met caudale tot cephalad-bewegingen met de atraumatische pincet met gesloten punt.
    2. Zorg ervoor dat minimaal sijpelen onder controle wordt gehouden met zachte druk die wordt geleverd met een tamponnade met wattenstaafjes. Verbreed het meegeleverde vlak door de 6-0 polypropyleen hechtdraad te passeren met zachte caudale tot craniale bewegingen.
  5. Cauteriseren van de gonadale en lumbale takken (Figuur 2D)
    1. Er kunnen maximaal 4 achterste of lumbale takken aanwezig zijn. Om mogelijke complicaties van spinale ischemie en claudicatio te voorkomen, moet u de lumbale takken intact laten in het huidige protocol.
    2. Controleer of er 2 tot 3 zijtakken aanwezig zijn, waaronder de bilaterale arteriële toevoer van de baarmoederhoorn en hypogastrische vaten. Zorg voor een consistente verstoring van de eerste bilateraal aanwezige vestigingen. Cauteriseer de bilaterale takken net distaal van de samenvloeiing van de linker nierader en IVC (infra-renale IVC). Zorg ervoor dat de veneuze drainerende vaten van de baarmoederhoorn niet worden verstoord.
      OPMERKING: Er wordt gekozen voor cauterisatie van de zijtakken omdat deze methode een glad en ononderbroken oppervlak biedt, waardoor de kans op ongecontroleerde bloedingen wordt verkleind. Bovendien is cauterisatie sneller en haalbaarder dan hechtingsligatie met 10-0 hechtingen. Daarom zullen de dieren worden blootgesteld aan een kortere en veiligere procedure.
  6. Controleer nogmaals het verloop van de urineleiders en het vaatstelsel om er zeker van te zijn dat er geen sijpelen of onbedoeld dichtschroeien is (Figuur 2C).
  7. IVC-ligatie met vasculaire clips in de experimentele groep
    1. Pas de vasculaire clips aan met een breedte van 2-0 nylon hechting door een atraumatische pincet. Breng de op maat gemaakte vaatclips in de experimentele groep rondom de infrarenale IVC aan.
    2. Breng de vaatklemmen aan over de hechting. De primaire hechtingspassage biedt een voldoende avasculair vlak met twee tot drie nauwgezette caudale tot craniale bewegingen (Figuur 2E-F).
    3. Leid de vasculaire clips verder door het voorbereide vlak. Bereid het vlak voor op de samenvloeiing van de linker nierader en IVC die breed genoeg zijn om een rustige clippassage mogelijk te maken (Figuur 2E).
    4. Plaats de op maat gemaakte vaatclip horizontaal, loodrecht op het IVC-verloop, door het voorbereide vlak. Plaats de vasculaire clips over de 5-0 polypropyleen hechtdraad om ervoor te zorgen dat er voldoende resterende ruimte is (Figuur 2G).
    5. Zorg ervoor dat de bovenstaande stappen voorzichtig worden uitgevoerd om beschadiging van de bloedvaten of bloedingen op de plaats van de vaatklemmen te voorkomen. Observeer het operatieveld op mogelijke sijpeling. Oefen lichte druk uit met de wattenstaaf op het operatieveld in geval van sijpelen.
  8. IVC-ligatie met hechting in de controlegroep
    1. Hechtingsligatie met 6-0 polypropyleen hechtdraad. Maak een chirurgische vierkante knoophechting rond de infra-renale IVC in het voorbereide vlak over een 5-0 zijden hechtdraad.
    2. Zodra de hechting is voltooid, verwijdert u voorzichtig de zijden hechtdraad om ervoor te zorgen dat er voldoende restruimte is.
  9. Voer een subcutane injectie uit van 200 μL normale zoutoplossing.
    OPMERKING: Om een vergelijkbare techniek te bieden voor gedeeltelijke IVC-occlusie met klemtoepassing, wordt de vasculaire clip in het huidige onderzoek aangepast om ruimte tussen de lippen te bieden. De vasculaire clip wordt vervolgens in het voorbereide avasculaire vlak geplaatst in de samenvloeiing van de linker nierader en IVC.
  10. Sluit de laparotomie met continu lopende 4-0 vicryl hechtdraad.

5. Follow-up na de indexoperatie

  1. Bewaak het dier continu na de operatie gedurende 1 uur of totdat het evenwicht en het oprichtvermogen zijn hersteld, wat het eerst komt in een geïsoleerde, schone kooi totdat het volledig hersteld is.
  2. Houd het dier gedurende 2 dagen dagelijks in de gaten. Als het dier er verontrust uitziet, controleer het dan twee keer per dag gedurende 2 dagen. Dien postoperatieve analgesie en vloeistoffen toe volgens protocol.
    1. Los de voorraad buprenorfine met een concentratie van 0,3 mg/ml op in 0,9% natriumchloride (NaCl) om de concentratie van 0,03 mg/ml te bereiken.
    2. Injecteer een dosering van 0,05-0,1 mg/kg 0,03 mg/ml buprenorfine subcutaan samen met 500 μL steriele 0,9% NaCl, elke 8 tot 12 uur gedurende de eerste 48 uur na de indexoperatie. In een muis van 20 g zou 2 μg of 66 μL van 0,03 mg/ml buprenorfine nodig zijn.

6. Euthanasie en het oogsten van de IVC met het stolsel

  1. Verdoof de muis in een isofluraankamer, houd het dier vast vanaf de basis van de staart en houd het dier op het dorsumoppervlak van uw hand.
  2. Breng het dier over naar de inductiekamer voor continue anesthesie, gevuld met 3%-4% isofluraan. Leg het dier in rugligging.
  3. Voer een lange laparotomie op de middellijn uit, beginnend bij de xiphoid tot de blaas, zoals beschreven.
  4. Exterioriseer de darm naar de rechterkant van de buik en oogst de geklemde IVC distaal van de iliacale bifurcatie in de mate van infrarenale IVC (Figuur 2G).
  5. Na de oogst van stolsels en tumoren, euthanaseert u het dier met cervicale dislocatie.

7. Statistische analyse

  1. Presenteer statistische analyse als het gemiddelde, de mediaan en de standaarddeviatie (SD) of de standaardfout van het gemiddelde (SEM), het 25e of 75e percentiel, of het volledige bereik van waarden, inclusief minimum- en maximumwaarden, naargelang het geval. Voer een Student t-toets uit, en de F-toets indien van toepassing. Beoordeel de statistische significantie op het niveau van p <0,05.

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Resultaten

Een groep vrouwelijke C57Bl6/J-muizen, 8-12 weken oud, werd geïnjecteerd met MC-38-cellen in de logaritmische fase van de celgroei. De xenotransplantaten groeiden snel tussen de derde en vierde week na injectie18. Zodra de tumoren een gemiddeld volume van 400 mm3 bereikten, werden muizen gerandomiseerd naar de controle- en experimentele groepen. De controlegroep onderging IVC-ligatie met hechtdraad, terwijl de experimentele muizen werden onderworpen aan IVC-ligatie met vasculaire clipto...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Discussie

In een syngeen xenotransplantaat-darmkankermodel zien we een hogere trombogeniciteit en expressie van stollingsmarkers in de experimentele groep in vergelijking met de controlegroep. Belangrijk is dat de variantie in al deze parameters lager was in de experimentele groep in vergelijking met de controlegroep. De modificatie omvatte het inbrengen van een vasculaire clip met een specifiek drukprofiel op het samenvloeiingspunt van de IVC en de linker nierader. De clip werd over een afstandhouder geplaatst, wat een 5-0 polypr...

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Openbaarmakingen

De auteurs hebben niets te onthullen.

Dankbetuigingen

Dit werk werd ondersteund door AHA Cardio-oncology SFRN CAT-HD Center-subsidie 857078 (KR, VCC, XY en SL) en R01HL166608 (KR en VCC).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Materialen

Lijst van materialen gebruikt in dit artikel
NaamBedrijfCatalogusnummerOpmerkingen
Buprenorphine 0.3 mg/mLPAR Pharmaceutical NDC 42023-179-05
C57BL/6J muizenThe Jackson LabIMSR_JAX:000664
CaliperVWR International, Radnor, PA12777-830
CD31AbcamAb9498
CeltellerMOXIEMXZ000
Klem Fine Science Tools   13002-10
Clips ASSI.B2V Enkele Klem, Algemeen Gebruik,Accurate Surgical & Scientific InstrumentsPR 2 144.50 289.00
Dumont #5SF PincetFine Science Tools11252-00
FibrineMilliporeMABS2155-100UG
Fijne Schaar - Grote LussenFine Science Tools14040-10
Pincet Fine Science Tools11002-12
Hill HemostaatFine Science Tools13111-12
Isoflurane, USP CovetrusNDC 11695-6777-2
MC-38 celSigma AldrichSCC172
MicroscoopNikon Eclipse Inverted MicroscopeTE2000
Schaar Fine Science Tools  14079-10
Hechtdraad - VicrylAD-Surgical#L-G330R24
Hechtdraad-Nylon 2-0Ethilon664H
Hechtdraad-Prolene 5-0Ethicon8661G
Hechtdraad-Prolene 6-0EthiconPDP127
VEV03100VisualSonicsFujiFilm
Vitrogel Matrigel MatrixThe Well BioscienceVHM01 

Referenties

  1. Blom, J. W., et al. Incidence of venous thrombosis in a large cohort of 66,329 cancer patients: results of a record linkage study. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 4 (3), 529-535 (2006).
  2. Gabre, J., et al. Activated protein C accelerates venous thrombus resolution through heme oxygenase-1 induction. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 12 (1), 93-102 (2014).
  3. Chang, Y. S., et al. Sorafenib (BAY 43-9006) inhibits tumor growth and vascularization and induces tumor apoptosis and hypoxia in RCC xenograft models. Cancer Chemotherapy and Pharmacology. 59 (5), 561-574 (2007).
  4. Khorana, A. A., Kuderer, N. M., Culakova, E., Lyman, G. H., Francis, C. W. Development and validation of a predictive model for chemotherapy-associated thrombosis. Blood. 111 (10), 4902-4907 (2008).
  5. Chew, H. K., Wun, T., Harvey, D., Zhou, H., White, R. H. Incidence of venous thromboembolism and its effect on survival among patients with common cancers. Archives of Internal Medicine. 166 (4), 458-464 (2006).
  6. Leiva, O., Newcomb, R., Connors, J. M., Al-Samkari, H. Cancer and thrombosis: new insights to an old problem. Journal de Medecine Vasculaire. 45 (6S), 6S8-6S16 (2020).
  7. Chen, N., et al. Bevacizumab promotes venous thromboembolism through the induction of PAI-1 in a mouse xenograft model of human lung carcinoma. Molecular Cancer. 14, 140(2015).
  8. Goto, H., et al. Activity of a new vascular targeting agent, ZD6126, in pulmonary metastases by human lung adenocarcinoma in nude mice. Cancer Research. 62 (13), 3711-3715 (2002).
  9. Jiang, Y., et al. Inhibition of anchorage-independent growth and lung metastasis of A549 lung carcinoma cells by IkappaBbeta. Oncogene. 20 (18), 2254-2263 (2001).
  10. Salup, R. R., Wiltrout, R. H. Adjuvant immunotherapy of established murine renal cancer by interleukin 2-stimulated cytotoxic lymphocytes. Cancer Research. 46 (7), 3358-3363 (1986).
  11. Deatrick, K. B., et al. The effect of matrix metalloproteinase 2 and matrix metalloproteinase 2/9 deletion in experimental post-thrombotic vein wall remodeling. Journal of Vascular Surgery. 58 (5), 1375.e2-1384.e2 (2013).
  12. Diaz, J. A., et al. Choosing a mouse model of venous thrombosis: a consensus assessment of utility and application. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 17 (4), 699-707 (2019).
  13. Henke, P. K., et al. Toll-like receptor 9 signaling is critical for early experimental deep vein thrombosis resolution. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 31 (1), 43-49 (2011).
  14. Liu, H., et al. Inferior vena cava stenosis-induced deep vein thrombosis is influenced by multiple factors in rats. Biomedicine & Pharmacotherapy. 128, 110270(2020).
  15. von Brühl, M. L., et al. Monocytes, neutrophils, and platelets cooperate to initiate and propagate venous thrombosis in mice in vivo. The Journal of Experimental Medicine. 209 (4), 819-835 (2012).
  16. Brill, A., et al. von Willebrand factor-mediated platelet adhesion is critical for deep vein thrombosis in mouse models. Blood. 117 (4), 1400-1407 (2011).
  17. Stark, K., et al. Distinct Pathogenesis of Pancreatic Cancer Microvesicle-Associated Venous Thrombosis Identifies New Antithrombotic Targets In Vivo. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (4), 772-786 (2018).
  18. Belghasem, M., et al. Metabolites in a mouse cancer model enhance venous thrombogenicity through the aryl hydrocarbon receptor-tissue factor axis. Blood. 134 (26), 2399-2413 (2019).
  19. Tracz, A., Mastri, M., Lee, C. R., Pili, R., Ebos, J. M. Modeling spontaneous metastatic renal cell carcinoma (mRCC) in mice following nephrectomy. Journal of Visualized Experiments. (86), e51485(2014).
  20. Lertkiatmongkol, P., Liao, D., Mei, H., Hu, Y., Newman, P. J. Endothelial functions of platelet/endothelial cell adhesion molecule-1 (CD31). Current Opinion in Hematology. 23 (3), 253-259 (2016).
  21. Payne, H., Brill, A. Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis. Journal of Visualized Experiments. (130), e56697(2017).
  22. Yabit, F., Hughes, L., Sylvester, B., Tiesenga, F. Hypersensitivity Reaction Post Laparoscopic Cholecystectomy Due to Retained Titanium Clips. Cureus. 14 (6), e26167(2022).
  23. Nagorni, E. A., et al. Post-laparoscopic cholecystectomy Mirizzi syndrome induced by polymeric surgical clips: a case report and review of the literature. Journal of Medical Case Reports. 10, 135(2016).
  24. Zemelka-Wiacek, M. Metal Allergy: State-of-the-Art Mechanisms, Biomarkers, Hypersensitivity to Implants. Journal of Clinical Medicine. 11 (23), 6971(2022).
  25. Poyyamoli, S., et al. May-Thurner syndrome. Cardiovascular Diagnosis and Therapy. 11 (5), 1104-1111 (2021).
  26. Streiff, M. B., et al. NCCN Guidelines Insights: Cancer-Associated Venous Thromboembolic Disease, Version 2.2018. Journal of the National Comprehensive Cancer Network. 16 (11), 1289-1303 (2018).

Toegang beperkt. Log in of start een proefperiode om deze inhoud te bekijken.

Herprints en machtigingen

Meer artikelen verkennen

Kankerassociële trombosevasculaire clipsvena cava inferiorxenograftmodelstolselvormingimmunofluorescentiekleuringultrasone diagnostiekfibrine-expressie
Veneuze trombosetest in een muismodel van kanker
Neem contact met ons op
Aanbevelen aan de bibliotheek

Privacy

Gebruiksvoorwaarden

Beleidsoverzicht

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle rechten voorbehouden.