Summary

Integrert bendannelse gjennom in vivo endokondral ossifikasjon ved bruk av mesenkymale stamceller

Published: July 14, 2023
doi:

Summary

Benterapi via endokondral ossifikasjon ved implantering av kunstig bruskvev produsert fra mesenkymale stamceller har potensial til å omgå ulempene ved konvensjonelle terapier. Hyaluronsyrehydrogeler er effektive for å skalere opp jevnt differensierte brusktransplantater, samt skape integrert bein med vaskularisering mellom smeltede transplantater in vivo.

Abstract

Konvensjonell benregenereringsterapi ved bruk av mesenkymale stamceller (MSC) er vanskelig å anvende på beindefekter større enn den kritiske størrelsen fordi den ikke har en mekanisme for å indusere angiogenese. Implantering av kunstig bruskvev fremstilt fra MSC induserer angiogenese og beindannelse in vivo via endokondral ossifikasjon (ECO). Derfor kan denne økomedierte tilnærmingen være en lovende benregenereringsterapi i fremtiden. Et viktig aspekt ved den kliniske anvendelsen av denne økomedierte tilnærmingen er å etablere en protokoll for å forberede nok brusk til å bli implantert for å reparere beindefekten. Det er spesielt ikke praktisk å designe en enkelt masse podet brusk av en størrelse som samsvarer med formen på den faktiske beindefekten. Derfor må brusken som skal transplanteres ha egenskapen til å danne bein integrert når flere stykker er implantert. Hydrogeler kan være et attraktivt verktøy for å skalere opp vevskonstruerte transplantater for endokondral ossifikasjon for å møte kliniske krav. Selv om mange naturlig avledede hydrogeler støtter MSC-bruskdannelse in vitro og ECO in vivo, er det optimale stillasmaterialet for å møte behovene til kliniske applikasjoner ennå ikke bestemt. Hyaluronsyre (HA) er en avgjørende komponent i den ekstracellulære bruskmatriksen og er et biologisk nedbrytbart og biokompatibelt polysakkarid. Her viser vi at HA-hydrogeler har utmerkede egenskaper for å støtte in vitro differensiering av MSC-basert bruskvev og fremme endokondral beindannelse in vivo.

Introduction

Autolog bein er fortsatt gullstandarden for å reparere beindefekter på grunn av traumer, medfødte defekter og kirurgisk reseksjon. Imidlertid har autogen bentransplantasjon betydelige begrensninger, inkludert donorsmerter, risiko for infeksjon og begrenset benvolum som kan isoleres fra pasientene 1,2,3,4. Tallrike biomaterialer har blitt utviklet som bensubstitutter, som kombinerer naturlige eller syntetiske polymerer med mineraliserte materialer som kalsiumfosfat eller hydroksyapatitt 5,6. Bendannelse i disse konstruerte materialene oppnås vanligvis ved å bruke det mineraliserte materialet som et primingmateriale for å tillate stamceller å differensiere direkte til osteoblaster gjennom intramembran ossification (IMO) prosess7. Denne prosessen mangler det angiogene trinnet, noe som resulterer i utilstrekkelig in vivo vaskularisering av transplantatet etter implantasjon 8,9,10, og derfor kan tilnærminger som bruker en slik prosess ikke være optimale for behandling av store beindefekter 11.

Strategier anvendt for å rekapitulere endokondral ossifikasjon (ECO) prosess, en medfødt mekanisme i skjelettogenese under utvikling, har vist seg å overvinne betydelige problemer forbundet med tradisjonelle IMO-baserte tilnærminger. I ECO frigjør kondrocytter i bruskmalen vaskulær endotelial vekstfaktor (VEGF), som fremmer vaskulær infiltrasjon og remodellering av bruskmalen til bein12. Den ECO-medierte tilnærmingen til osteogenese via bruskremodellering og angiogenese, som også aktiveres under bruddreparasjon, bruker kunstig opprettet bruskvev avledet fra MSC som et primingmateriale. Kondrocytter kan tolerere hypoksi i beindefekter, indusere angiogenese og konvertere et vaskulært brusktransplantat til angiogent vev. Tallrike studier har rapportert at MSC-baserte brusktransplantater genererer bein in vivo ved å implementere et slikt ECO-program 13,14,15,16,17,18,19,20,21.

Et viktig krav for den kliniske anvendelsen av denne øko-medierte tilnærmingen er hvordan man forbereder ønsket mengde brusktransplantat i en klinisk setting. Fremstilling av klinisk brusk av en størrelse som passer til selve beindefekten er ikke praktisk. Derfor må graftbrusk danne bein integrert når flere fragmenter implanteres22. Hydrogeler kan være et attraktivt verktøy for å skalere opp vevskonstruerte transplantater for endokondral ossifisering. Mange naturlig utvunnede hydrogeler støtter MSC-bruskdannelse in vitro og ECO in vivo 23,24,25,26,27,28,29,30,31,32; Det optimale støttematerialet for å oppfylle kravene til klinisk anvendelse er imidlertid ikke bestemt. Hyaluronsyre (HA) er et biologisk nedbrytbart og biokompatibelt polysakkarid tilstede i den ekstracellulære matrisen av brusk33. HA interagerer med MSC via overflatereseptorer som CD44 for å støtte kondrogen differensiering 25,26,28,30,31,32,34. I tillegg fremmer HA-stillas IMO-mediert osteogen differensiering av humane pulpstamceller35, og stillas kombinert med kollagen fremmer ECO-mediert osteogenese36,37.

Her presenterer vi en metode for fremstilling av HA-hydrogeler ved bruk av benmargsderiverte voksne humane MSC og deres bruk for hypertrofisk kondrogenese in vitro og påfølgende endokondral ossifikasjon in vivo38. Vi sammenlignet egenskapene til HA med kollagen, et materiale som er mye brukt i beinvevsteknikk med MSC og et nyttig materiale for å skalere opp kunstige transplantater for endokondral ossifikasjon17. I en immunkompromittert musemodell ble HA- og kollagenkonstruksjoner sådd med humane MSC evaluert for in vivo ECO-potensiale ved subkutan implantasjon. Resultatene viser at HA-hydrogeler er utmerket som stillas for MSC for å lage kunstige brusktransplantater som tillater beindannelse gjennom ECO.

Protokollen er delt inn i to trinn. Først fremstilles konstruksjoner av humane MSC-er sådd på hyaluronhydrogel og differensieres til hypertrofisk brusk in vitro. Deretter implanteres de differensierte konstruksjonene subkutant i en nakenmodell for å indusere endokondral ossifikasjon in vivo (figur 1).

Protocol

Denne protokollen bruker 4 uker gamle mannlige nakne mus. Hus fire mus i et bur under en 12 timers lys / mørk syklus ved 22-24 ° C og 50% -70% relativ fuktighet. Alle dyreforsøk ble utført i samsvar med retningslinjene godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee of Tokyo Medical and Dental University (godkjennings-ID: A2019-204C, A2020-116A og A2021-121A). 1. Fremstilling av buffere og reagenser Klargjør mesenkymalt stamcellevekstmedium (MSC vekstmed…

Representative Results

MSC-innkapslede HA-hydrogeler ble dyrket i kondrogent medium supplert med TGFβ3, en induktor av kondrogenese41 (trinn 4.1). Vi sammenlignet egenskapene til hyaluronsyre med kollagen, som har vist seg å være effektive for å skape MSC-baserte kunstige brusktransplantater for endokondral ossifikasjon, som beskrevet tidligere38. Udifferensierte MSC-er ble ikke inkludert som negative kontroller i denne studien fordi det har vist seg at udifferensierte MSC-er krever mineralis…

Discussion

Bruk av passende stillasmaterialer som fremmer overgangen fra hypertrofisk brusk til bein, er en lovende tilnærming til å skalere opp MSC-baserte konstruerte hypertrofiske brusktransplantater og behandle beindefekter av klinisk signifikant størrelse. Her viser vi at HA er et utmerket stillasmateriale for å støtte differensiering av MSC-basert hypertrofisk bruskvev in vitro og for å fremme endokondral beindannelse in vivo38. Videre ble in vivo HA-konstruksjoner vist…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet av en Grant-in-Aid for Scientific Research (KAKENHI) fra Japan Society for the Promotion of Science (JSPS) (grant nos. JP19K10259 og 22K10032 til MAI).

Materials

0.25w/v% Trypsin-1mmol/L EDTA.4Na Solution FUJIFILM Wako Pure Chemical  209-16941
Antisedan Nippon Zenyaku Kogyo
ascorbate-2-phosphate Nacalai Tesque 13571-14
Bambanker GC Lymphotec CS-02-001
basic fibroblastic growth factor Reprocell RCHEOT002 
bovine serum albumin FUJIFILM Wako Pure Chemical  012-23881 7.5 w/v%
Countess Automated Cell Counter with cell counting chamber slides and Trypan Blue stain 0.4% Invitrogen C10283
dexamethasone Merck D8893
Domitor Nippon Zenyaku Kogyo
Dormicum Astellas Pharma
Dulbecco's Modified Eagle Medium Merck D6429 high glucose
Dulbecco's Modified Eagle's Medium/Nutrient Mixture F-12 Ham Merck D6421
Fetal bovine serum Hyclone SH30396.03
Gentamicin sulfate FUJIFILM Wako Pure Chemical  1676045  10 mg/mL
Haccpper Generator TechnoMax CH-400-5QB 50 ppm hypochlorous acid water
Human Mesenchymal Stem Cells Lonza PT-2501
HyStem Cell Culture Scaffold Kit Merck HYS020
IL-1ß PeproTech AF-200-01B
ITS-G supplement FUJIFILM Wako Pure Chemical  090-06741 ×100
L-Alanyl-L-Glutamine FUJIFILM Wako Pure Chemical  016-21841 200mmol/L (×100)
L-proline Nacalai Tesque 29001-42
L-Thyroxine Merck T1775
MSCGM Mesenchymal Stem Cell Growth Medium
BulletKit
Lonza PT-3001
paraffin FUJIFILM Wako Pure Chemical  165-13375
PBS / pH7.4 100ml Medicago 09-2051-100
TGF-β3  Proteintech HZ-1090
Vetorphale Meiji Seika Kaisha
Visiocare Ointment SAVAVET/SAVA Healthcare
β-glycerophosphate FUJIFILM Wako Pure Chemical  048-34332

References

  1. Goldberg, V. M., Stevenson, S. Natural history of autografts and allografts. Clinical Orthopaedics and Related Research. (225), 7-16 (1987).
  2. Amini, A. R., Laurencin, C. T., Nukavarapu, S. P. Bone tissue engineering: recent advances and challenges. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 40 (5), 363-408 (2012).
  3. Vining, N. C., Warme, W. J., Mosca, V. S. Comparison of structural bone autografts and allografts in pediatric foot surgery. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 32 (7), 719-723 (2012).
  4. Roddy, E., DeBaun, M. R., Daoud-Gray, A., Yang, Y. P., Gardner, M. J. Treatment of critical-sized bone defects: clinical and tissue engineering perspectives. European Journal of Orthopaedic Surgery and Traumatology. 28 (3), 351-362 (2018).
  5. Rezwan, K., Chen, Q. Z., Blaker, J. J., Boccaccini, A. R. Biodegradable and bioactive porous polymer/inorganic composite scaffolds for bone tissue engineering. Biomaterials. 27 (18), 3413-3431 (2006).
  6. Swetha, M., et al. Biocomposites containing natural polymers and hydroxyapatite for bone tissue engineering. International Journal of Biological Macromolecules. 47 (1), 1-4 (2010).
  7. Meijer, G. J., de Bruijn, J. D., Koole, R., van Blitterswijk, C. A. Cell-based bone tissue engineering. PLOS Medicine. 4 (2), e9 (2007).
  8. Tremblay, P. L., Hudon, V., Berthod, F., Germain, L., Auger, F. A. Inosculation of tissue-engineered capillaries with the host’s vasculature in a reconstructed skin transplanted on mice. American Journal of Transplantation. 5 (5), 1002-1010 (2005).
  9. Ko, H. C., Milthorpe, B. K., McFarland, C. D. Engineering thick tissues–the vascularisation problem. European Cells and Materials. 14, 1-19 (2007).
  10. Santos, M. I., Reis, R. L. Vascularization in bone tissue engineering: physiology, current strategies, major hurdles and future challenges. Macromolecular Bioscience. 10 (1), 12-27 (2010).
  11. Almubarak, S., et al. Tissue engineering strategies for promoting vascularized bone regeneration. Bone. 83, 197-209 (2016).
  12. Kronenberg, H. M. Developmental regulation of the growth plate. Nature. 423 (6937), 332-336 (2003).
  13. Farrell, E., et al. Chondrogenic priming of human bone marrow stromal cells: a better route to bone repair. Tissue Engineering Part C: Methods. 15 (2), 285-295 (2009).
  14. Scotti, C., et al. Recapitulation of endochondral bone formation using human adult mesenchymal stem cells as a paradigm for developmental engineering. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (16), 7251-7256 (2010).
  15. Janicki, P., Kasten, P., Kleinschmidt, K., Luginbuehl, R., Richter, W. Chondrogenic pre-induction of human mesenchymal stem cells on beta-TCP: enhanced bone quality by endochondral heterotopic bone formation. Acta Biomaterialia. 6 (8), 3292-3301 (2010).
  16. Farrell, E., et al. In-vivo generation of bone via endochondral ossification by in-vitro chondrogenic priming of adult human and rat mesenchymal stem cells. BMC Musculoskeletal Disorders. 12, 31 (2011).
  17. Scotti, C., et al. Engineering of a functional bone organ through endochondral ossification. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (10), 3997-4002 (2013).
  18. Harada, N., et al. Bone regeneration in a massive rat femur defect through endochondral ossification achieved with chondrogenically differentiated MSCs in a degradable scaffold. Biomaterials. 35 (27), 7800-7810 (2014).
  19. van der Stok, J., et al. Chondrogenically differentiated mesenchymal stromal cell pellets stimulate endochondral bone regeneration in critical-sized bone defects. European Cells and Materials. 27, 137-148 (2014).
  20. Sheehy, E. J., Vinardell, T., Toner, M. E., Buckley, C. T., Kelly, D. J. Altering the architecture of tissue engineered hypertrophic cartilaginous grafts facilitates vascularisation and accelerates mineralisation. PLoS One. 9 (3), e90716 (2014).
  21. Sheehy, E. J., Mesallati, T., Vinardell, T., Kelly, D. J. Engineering cartilage or endochondral bone: a comparison of different naturally derived hydrogels. Acta Biomaterialia. 13, 245-253 (2015).
  22. Bahney, C. S., et al. Stem cell-derived endochondral cartilage stimulates bone healing by tissue transformation. Journal of Bone and Mineral Research. 29 (5), 1269-1282 (2014).
  23. Mauck, R. L., Yuan, X., Tuan, R. S. Chondrogenic differentiation and functional maturation of bovine mesenchymal stem cells in long-term agarose culture. Osteoarthritis Cartilage. 14 (2), 179-189 (2006).
  24. Dickhut, A., Gottwald, E., Steck, E., Heisel, C., Richter, W. Chondrogenesis of mesenchymal stem cells in gel-like biomaterials in vitro and in vivo. Frontiers in Bioscience. 13, 4517-4528 (2008).
  25. Chung, C., Burdick, J. A. Influence of three-dimensional hyaluronic acid microenvironments on mesenchymal stem cell chondrogenesis. Tissue Engineering Part A. 15 (2), 243-254 (2009).
  26. Erickson, I. E., et al. Macromer density influences mesenchymal stem cell chondrogenesis and maturation in photocrosslinked hyaluronic acid hydrogels. Osteoarthritis Cartilage. 17 (12), 1639-1648 (2009).
  27. Sheehy, E. J., Buckley, C. T., Kelly, D. J. Chondrocytes and bone marrow-derived mesenchymal stem cells undergoing chondrogenesis in agarose hydrogels of solid and channelled architectures respond differentially to dynamic culture conditions. Journal of tissue engineering and regenerative medicine. 5 (9), 747-758 (2011).
  28. Erickson, I. E., et al. High mesenchymal stem cell seeding densities in hyaluronic acid hydrogels produce engineered cartilage with native tissue properties. Acta Biomaterialia. 8 (8), 3027-3034 (2012).
  29. Ma, K., Titan, A. L., Stafford, M., Zheng, C., Levenston, M. E. Variations in chondrogenesis of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells in fibrin/alginate blended hydrogels. Acta Biomaterialia. 8 (10), 3754-3764 (2012).
  30. Levett, P. A., et al. A biomimetic extracellular matrix for cartilage tissue engineering centered on photocurable gelatin, hyaluronic acid and chondroitin sulfate. Acta Biomaterialia. 10 (1), 214-223 (2014).
  31. Reppel, L., et al. Chondrogenic induction of mesenchymal stromal/stem cells from Wharton’s jelly embedded in alginate hydrogel and without added growth factor: an alternative stem cell source for cartilage tissue engineering. Stem Cell Research & Therapy. 6, 260 (2015).
  32. Amann, E., Wolff, P., Breel, E., van Griensven, M., Balmayor, E. R. Hyaluronic acid facilitates chondrogenesis and matrix deposition of human adipose derived mesenchymal stem cells and human chondrocytes co-cultures. Acta Biomaterialia. 52, 130-144 (2017).
  33. Hemshekhar, M., et al. Emerging roles of hyaluronic acid bioscaffolds in tissue engineering and regenerative medicine. International Journal of Biological Macromolecules. 86, 917-928 (2016).
  34. Pfeifer, C. G., et al. Higher Ratios of Hyaluronic Acid Enhance Chondrogenic Differentiation of Human MSCs in a Hyaluronic Acid-Gelatin Composite Scaffold. Materials (Basel). 9 (5), (2016).
  35. La Noce, M., et al. Hyaluronan-Based Gel Promotes Human Dental Pulp Stem Cells Bone Differentiation by Activating YAP/TAZ Pathway. Cells. 10 (11), (2021).
  36. Thompson, E. M., Matsiko, A., Kelly, D. J., Gleeson, J. P., O’Brien, F. J. An Endochondral Ossification-Based Approach to Bone Repair: Chondrogenically Primed Mesenchymal Stem Cell-Laden Scaffolds Support Greater Repair of Critical-Sized Cranial Defects Than Osteogenically Stimulated Constructs In Vivo. Tissue Engineering Part A. 22 (5-6), 556-567 (2016).
  37. Wang, H., et al. Cell-mediated injectable blend hydrogel-BCP ceramic scaffold for in situ condylar osteochondral repair. Acta Biomaterialia. 123, 364-378 (2021).
  38. Yamazaki, S., et al. Hyaluronic acid hydrogels support to generate integrated bone formation through endochondral ossification in vivo using mesenchymal stem cells. PLoS One. 18 (2), e0281345 (2023).
  39. Zarembinski, T., Skardal, A. . Hydrogels – Smart Materials for Biomedical Applications. , (2019).
  40. Vinardell, T., Sheehy, E. J., Buckley, C. T., Kelly, D. J. A comparison of the functionality and in vivo phenotypic stability of cartilaginous tissues engineered from different stem cell sources. Tissue Engineering Part A. 18 (11-12), 1161-1170 (2012).
  41. Mueller, M. B., et al. Hypertrophy in mesenchymal stem cell chondrogenesis: effect of TGF-beta isoforms and chondrogenic conditioning. Cells Tissues Organs. 192 (3), 158-166 (2010).
  42. Lertkiatmongkol, P., Liao, D., Mei, H., Hu, Y., Newman, P. J. Endothelial functions of platelet/endothelial cell adhesion molecule-1 (CD31). Current Opinion in Hematology. 23 (3), 253-259 (2016).
  43. Kloxin, A. M., Kasko, A. M., Salinas, C. N., Anseth, K. S. Photodegradable hydrogels for dynamic tuning of physical and chemical properties. Science. 324 (5923), 59-63 (2009).
  44. Chan, C. K., et al. Endochondral ossification is required for haematopoietic stem-cell niche formation. Nature. 457 (7228), 490-494 (2009).
  45. Murdoch, A. D., et al. Chondrogenic differentiation of human bone marrow stem cells in transwell cultures: generation of scaffold-free cartilage. Stem Cells. 25 (11), 2786-2796 (2007).
  46. Tortelli, F., Tasso, R., Loiacono, F., Cancedda, R. The development of tissue-engineered bone of different origin through endochondral and intramembranous ossification following the implantation of mesenchymal stem cells and osteoblasts in a murine model. Biomaterials. 31 (2), 242-249 (2010).
  47. Knuth, C. A., Witte-Bouma, J., Ridwan, Y., Wolvius, E. B., Farrell, E. Mesenchymal stem cell-mediated endochondral ossification utilising micropellets and brief chondrogenic priming. European Cells and Materials. 34, 142-161 (2017).
  48. Simmons, C. A., Alsberg, E., Hsiong, S., Kim, W. J., Mooney, D. J. Dual growth factor delivery and controlled scaffold degradation enhance in vivo bone formation by transplanted bone marrow stromal cells. Bone. 35 (2), 562-569 (2004).
check_url/65573?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Yamazaki, S., Lin, Y., Marukawa, E., Ikeda, M. Integrated Bone Formation Through In Vivo Endochondral Ossification Using Mesenchymal Stem Cells. J. Vis. Exp. (197), e65573, doi:10.3791/65573 (2023).

View Video