Summary

Mikrotübül Ağını Görselleştirmek için Drosophila Larva Nöromüsküler Kavşak ve Kas Hücrelerini Kullanma

Published: October 20, 2023
doi:

Summary

Burada, nöromüsküler kavşaklar ve kas hücrelerindeki mikrotübül ağlarını görselleştirmek için ayrıntılı bir protokol sunuyoruz. Drosophila melanogaster’in güçlü genetik araçlarıyla birleştiğinde, bu protokol, sinir sistemindeki mikrotübül ağı düzenleyici proteinlerin rolü için genetik taramayı ve mikrotübül dinamiği analizini büyük ölçüde kolaylaştırır.

Abstract

Mikrotübül ağı, sinir sisteminin önemli bir bileşenidir. Birçok mikrotübül düzenleyici proteindeki mutasyonlar nörogelişimsel bozukluklar ve nörolojik hastalıklarla ilişkilidir, örneğin mikrotübül ile ilişkili protein Tau nörodejeneratif hastalıklara, mikrotübül ayırıcı protein Spastin ve Katanin 60 sırasıyla kalıtsal spastik paraplejiye ve nörogelişimsel anormalliklere neden olur. Nöronlardaki mikrotübül ağlarının saptanması, nörolojik bozuklukların patogenezinin aydınlatılmasında avantajlıdır. Bununla birlikte, nöronların küçük boyutu ve aksonal mikrotübül demetlerinin yoğun düzenlenmesi, mikrotübül ağlarını görselleştirmeyi zorlaştırır. Bu çalışmada, larva nöromüsküler kavşağı ve kas hücrelerinin diseksiyonunun yanı sıra Drosophila melanogaster’deki mikrotübül ağlarını görselleştirmek için α-tübülin ve mikrotübül ile ilişkili protein Futsch’un immün boyaması için bir yöntem tanımlanmıştır. Nöromüsküler kavşak, hem sinaptik öncesi hem de sonrası mikrotübülleri gözlemlememize izin verir ve Drosophila larvasındaki büyük kas hücreleri, mikrotübül ağının net bir şekilde görüntülenmesini sağlar. Burada, Drosophila melanogaster’de Katanin 60’ı mutasyona uğratarak ve aşırı eksprese ederek ve daha sonra nöromüsküler kavşak ve kas hücrelerindeki mikrotübül ağlarını inceleyerek, Katanin 60’ın nörogelişimdeki düzenleyici rolünü doğru bir şekilde ortaya koyuyoruz. Bu nedenle, Drosophila melanogaster’in güçlü genetik araçlarıyla birleştiğinde, bu protokol, sinir sistemindeki mikrotübül ağı düzenleyici proteinlerin rolü için genetik taramayı ve mikrotübül dinamiği analizini büyük ölçüde kolaylaştırır.

Introduction

Hücre iskeletinin yapısal bileşenlerinden biri olan mikrotübüller (MT’ler), hücre bölünmesi, hücre büyümesi ve hareketliliği, hücre içi taşıma ve hücre şeklinin korunması dahil olmak üzere çeşitli biyolojik süreçlerde önemli bir rol oynar. Mikrotübül dinamikleri ve işlevi, MAP1, MAP2, Tau, Katanin ve Kinesin 1,2,3,4,5 gibi diğer proteinlerle etkileşimlerle modüle edilir.

Nöronlarda, mikrotübüller aksonların ve dendritlerin gelişimi ve bakımı için gereklidir. Mikrotübüllerdeki anormallikler işlev bozukluğuna ve hatta nöronların ölümüne yol açar. Örneğin, Alzheimer hastalarının beyninde, Tau protein hiperfosforilasyonu, mikrotübül ağının stabilitesini azaltarak nörolojik düzensizliklere neden olur6. Bu nedenle, mikrotübül ağlarının incelenmesi, nörogelişimin ve nörolojik hastalıkların patogenezinin anlaşılmasına katkıda bulunacaktır.

Nöromüsküler kavşak (NMJ), sinaptik yapı ve işlevleri incelemek için mükemmel ve güçlü bir model sistem olan bir motor nöron akson terminali ile bir kas lifi arasında oluşan periferik sinapstır7. Futsch, Drosophila’da memelilerde bulunan mikrotübül bağlayıcı protein MAP1B’ye homolog olan bir proteindir8. Sadece nöronlarda eksprese edilir ve NMJ’nin sinaptik düğmeleriningelişiminde rol oynar 8,9. Yabani tipte, NMJ işlemlerinin merkezi boyunca uzanan filamentli demetler, anti-Futsch ile immün boyama ile görselleştirilir. NMJ’nin sonuna ulaştığında, bu demet ya mikrotübüllerden oluşan bir halka oluşturma ya da ipliksi yapısını kaybetme yeteneğine sahiptir, bu da dağınık ve noktasal bir görünümeneden olur 10. Mikrotübül döngüleri, duraklatılmış büyüme konileri ile ilişkilidir, bu da mikrotübül dizisinin kararlıolduğunu gösterir 11. Bu nedenle, NMJ’deki kararlı mikrotübül gelişimini Futsch boyama ile dolaylı olarak belirleyebiliriz. Drosophila larvasındaki büyük kas hücreleri, mikrotübül ağının net bir şekilde görüntülenmesini sağlar. Mikrotübül ağının stabilitesini etkileyen faktörler, mikrotübüllerin yoğunluğu ve şekli analiz edilerek bulunabilir. Aynı zamanda, kas hücrelerinin mikrotübül ağ durumu, daha kapsamlı sonuçlar elde etmek için NMJ sonucu ile çapraz doğrulanabilir.

Mikrotübüllerin ağını ve dinamiklerini araştırmak için birçok protokol kullanılmıştır. Ancak bu araştırmalar sıklıkla in vitro çalışmalaraodaklanmıştır 12,13,14,15,16. Alternatif olarak, bazı in vivo deneylerde hücre iskeletini tespit etmek için elektron mikroskobukullanılmıştır 17. Floresan etiketli antikorların veya kimyasal boyaların proteinlere veya DNA’ya spesifik bağlanmasına göre, burada sunulan yöntemler, NMJ’deki mikrotübül ağlarının in vivo olarak bireysel nöronlar düzeyinde saptanmasına izin verir ve sonuçlar kas hücrelerindeki gözlemlerle doğrulanır. Bu protokol, Drosophila melanogaster’de bulunan güçlü genetik araçlarla birleştirildiğinde basit, kararlı ve tekrarlanabilir olup, mikrotübül ağ düzenleyici proteinlerin sinir sistemindeki rolü için çok çeşitli fenotipik incelemelere ve genetik taramalara olanak tanır.

Protocol

1. Larvaların diseksiyonu NOT: Diseksiyon solüsyonu hemolenf benzeri salin (HL3.1)18 ve sabitleme solüsyonu %4 paraformaldehit (PFA)19,20 oda sıcaklığında kullanılır, çünkü sıcaklık çok düşük olduğunda mikrotübüller depolimerize olur. Uzun künt forsepsli dolaşan bir 3. instar larvası seçin. HL3.1 ile yıkayın ve stereomikroskop altında diseksiyon k…

Representative Results

Hem nöromüsküler kavşaklarda (NMJ’ler) hem de kas hücrelerinde mikrotübül ağını görselleştirmek için adım adım bir prosedür gösterdik. Şematik diyagrama (Şekil 1A-E) göre diseksiyonu takiben, immün boyama yapılır ve görüntüler daha sonra bir lazer konfokal mikroskop veya stereoskopik floresan mikroskobu altında izlenir ve toplanır (Şekil 1F,G). NMJ’nin hem sinaptik öncesi…

Discussion

Burada Drosophila larva nöromüsküler kavşaklarının ve kas hücrelerinin diseksiyonu ve immün boyanması için bir protokol tanımlanmıştır. Dikkate alınması gereken birkaç önemli nokta vardır. İlk olarak, diseksiyon işlemi sırasında gözlemlenen kasların yaralanmasını önlemek çok önemlidir. Forseps ve kaslar arasında doğrudan teması önlemek için iç organları çıkarmadan önce filetoyu sabitlemeye değer olabilir. Kas hasarını veya larva epidermisinden ayrılmayı önlemek için…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dr. Ying Xiong’a el yazması hakkındaki tartışmalar ve yorumlar için teşekkür ederiz. Bu çalışma, Çin Ulusal Bilim Vakfı’ndan (NSFC) C. M.’ye (31500839) verilen bir hibe ile desteklenmektedir.

Materials

Alexa Fluor Plus 405 phalloidin invitrogen A30104 dilute 1:200
Enhanced Antifade Mounting Medium Beyotime P0128M
FV10-ASW confocal microscope Olympus
Goat anti-Mouse antibody, Alexa Fluor 488 conjugated Thermo Fisher A-11001 dilute 1:1,000
Laser confocal microscope LSM 710 Zeiss
Micro Scissors 66vision 54138B
Mouse anti-Futsch antibody Developmental Studies Hybridoma Bank   22C10 dilute 1:50
Mouse anti-α-tubulin antibody Sigma T5168 dilute 1:1,000
Paraformaldehyde Wako 168-20955 Final concentration: 4% in PB Buffer
Stainless Steel Minutien Pins Entomoravia 0.1mm Diam
Stereomicroscope SMZ161 Motic
stereoscopic fluorescence microscope BX41 Olympus
Texas Red-conjugated goat anti-HRP Jackson ImmunoResearch dilute 1:100
TO-PRO(R) 3 iodide Invitrogen T3605 dilute 1:1,000
Transfer decoloring shaker TS-8 Kylin-Bell lab instruments E0018
TritonX-100 BioFroxx 1139
Tweezers  dumont 500342

References

  1. Halpain, S., Dehmelt, L. The MAP1 family of microtubule-associated proteins. Genome biology. 7 (6), 224 (2006).
  2. Sánchez, C., Díaz-Nido, J., Avila, J. Phosphorylation of microtubule-associated protein 2 (MAP2) and its relevance for the regulation of the neuronal cytoskeleton function. Progress in neurobiology. 61 (2), 133-168 (2000).
  3. Dehmelt, L., Halpain, S. The MAP2/Tau family of microtubule-associated proteins. Genome biology. 6 (1), 204 (2005).
  4. Roll-Mecak, A., McNally, F. J. Microtubule-severing enzymes. Current opinion in cell biology. 22 (1), 96-103 (2010).
  5. Walczak, C. E., Gayek, S., Ohi, R. Microtubule-depolymerizing kinesins. Annual review of cell and developmental biology. 29, 417-441 (2013).
  6. Bramblett, G. T., et al. Abnormal tau phosphorylation at Ser396 in Alzheimer’s disease recapitulates development and contributes to reduced microtubule binding. Neuron. 10 (6), 1089-1099 (1993).
  7. Van Vactor, D., Sigrist, S. J. Presynaptic morphogenesis, active zone organization and structural plasticity in Drosophila. Current opinion in neurobiology. 43, 119-129 (2017).
  8. Hummel, T., Krukkert, K., Roos, J., Davis, G., Klämbt, C. Drosophila Futsch/22C10 is a MAP1B-like protein required for dendritic and axonal development. Neuron. 26 (2), 357-370 (2000).
  9. Roos, J., Hummel, T., Ng, N., Klämbt, C., Davis, G. W. Drosophila Futsch regulates synaptic microtubule organization and is necessary for synaptic growth. Neuron. 26 (2), 371-382 (2000).
  10. Packard, M., et al. The Drosophila Wnt, wingless, provides an essential signal for pre- and postsynaptic differentiation. Cell. 111 (3), 319-330 (2002).
  11. Dent, E. W., Callaway, J. L., Szebenyi, G., Baas, P. W., Kalil, K. Reorganization and movement of microtubules in axonal growth cones and developing interstitial branches. The Journal of neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 19 (20), 8894-8908 (1999).
  12. Tanaka, E. M., Kirschner, M. W. Microtubule behavior in the growth cones of living neurons during axon elongation. The Journal of cell biology. 115 (2), 345-363 (1991).
  13. Ahmad, F. J., Yu, W., McNally, F. J., Baas, P. W. An essential role for katanin in severing microtubules in the neuron. The Journal of cell biology. 145 (2), 305-315 (1999).
  14. Hu, Z., et al. Fidgetin regulates cultured astrocyte migration by severing tyrosinated microtubules at the leading edge. Molecular biology of the cell. 28 (4), 545-553 (2017).
  15. Feizabadi, M. S., Castillon, V. J. The effect of Tau and taxol on polymerization of MCF7 microtubules in vitro. International journal of molecular sciences. 23 (2), 677 (2022).
  16. Velasco, C. D., et al. Microtubule depolymerization contributes to spontaneous neurotransmitter release in vitro. Communications biology. 6 (1), 488 (2023).
  17. Höög, J. L., et al. Electron tomography reveals a flared morphology on growing microtubule ends. Journal of cell science. 124, 693-698 (2011).
  18. Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. Journal of neurogenetics. 18 (2), 377-402 (2004).
  19. Broadie, K. S., Bate, M. Development of the embryonic neuromuscular synapse of Drosophila melanogaster. The Journal of neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 13 (1), 144-166 (1993).
  20. Xiong, Y., et al. HDAC6 mutations rescue human tau-induced microtubule defects in Drosophila. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (12), 4604-4609 (2013).
  21. Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. . Drosophila Protocols. , (2000).
  22. Mao, C. X., et al. Microtubule-severing protein Katanin regulates neuromuscular junction development and dendritic elaboration in Drosophila. Development. 141 (5), 1064-1074 (2014).
  23. Jin, S., et al. Drosophila Tubulin-specific chaperone E functions at neuromuscular synapses and is required for microtubule network formation. Development. 136 (9), 1571-1581 (2009).
  24. Sarthi, J., Elefant, F. dTip60 HAT activity controls synaptic bouton expansion at the Drosophila neuromuscular junction. PloS one. 6 (10), 26202 (2011).
  25. Weingarten, M. D., Lockwood, A. H., Hwo, S. Y., Kirschner, M. W. A protein factor essential for microtubule assembly. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 72 (5), 1858-1862 (1975).
  26. Kadavath, H., et al. Tau stabilizes microtubules by binding at the interface between tubulin heterodimers. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (24), 7501-7506 (2015).
  27. Trotta, N., Orso, G., Rossetto, M. G., Daga, A., Broadie, K. The hereditary spastic paraplegia gene, spastin, regulates microtubule stability to modulate synaptic structure and function. Current biology: CB. 14 (13), 1135-1147 (2004).
check_url/65774?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Zhang, S., Wang, X., Liu, Z., Jin, S., Mao, C. Using Drosophila Larval Neuromuscular Junction and Muscle Cells to Visualize Microtubule Network. J. Vis. Exp. (200), e65774, doi:10.3791/65774 (2023).

View Video