Summary

Reconstrucción de la barrera hematoencefálica in vitro para modelar y atacar terapéuticamente la enfermedad neurológica

Published: October 20, 2023
doi:

Summary

La barrera hematoencefálica (BHE) desempeña un papel crucial en el mantenimiento de un entorno cerebral estable y saludable. La disfunción de la barrera hematoencefálica se asocia con muchas enfermedades neurológicas. Hemos desarrollado un modelo 3D derivado de células madre de la BHE para investigar la patología cerebrovascular, la integridad de la BHE y cómo la BHE se ve alterada por la genética y la enfermedad.

Abstract

La barrera hematoencefálica (BHE) es un componente fisiológico clave del sistema nervioso central (SNC), que mantiene los nutrientes, elimina los desechos y protege el cerebro de los patógenos. Las propiedades de barrera inherentes de la barrera hematoencefálica plantean un desafío para la administración de fármacos terapéuticos en el SNC para tratar enfermedades neurológicas. El deterioro de la función de la BHE se ha relacionado con enfermedades neurológicas. La angiopatía amiloide cerebral (AAC), el depósito de amiloide en la vasculatura cerebral que conduce a una BHE comprometida, es una comorbilidad en la mayoría de los casos de enfermedad de Alzheimer (EA), lo que sugiere que la disfunción o descomposición de la BHE puede estar involucrada en la neurodegeneración. Debido al acceso limitado al tejido humano de la BHE, los mecanismos que contribuyen a la función adecuada de la BHE y a la degeneración de la BHE siguen siendo desconocidos. Para abordar estas limitaciones, hemos desarrollado una BHE derivada de células madre pluripotentes humanas (iBBB) mediante la incorporación de células endoteliales, pericitos y astrocitos en una matriz 3D. El iBBB se autoensambla para recapitular la anatomía y las interacciones celulares presentes en el BBB. La siembra de iBBB con amiloide captura aspectos clave de la AAC. Además, el iBBB ofrece una plataforma flexible para modular los factores genéticos y ambientales implicados en las enfermedades cerebrovasculares y la neurodegeneración, para investigar cómo la genética y el estilo de vida afectan el riesgo de enfermedad. Por último, el iBBB se puede utilizar para el cribado de fármacos y estudios de química médica para optimizar la administración terapéutica al SNC. En este protocolo, describimos la diferenciación de los tres tipos de células (células endoteliales, pericitos y astrocitos) que surgen de células madre pluripotentes humanas, cómo ensamblar las células diferenciadas en el iBBB y cómo modelar CAA in vitro utilizando amiloide exógeno. Este modelo supera el reto de estudiar tejido cerebral humano vivo con un sistema que tiene tanto fidelidad biológica como flexibilidad experimental, y permite interrogar la BHE humana y su papel en la neurodegeneración.

Introduction

La barrera hematoencefálica (BHE) es una red microvascular clave que separa el sistema nervioso central (SNC) de la periferia para mantener un entorno ideal para una función neuronal adecuada. Tiene un papel fundamental en la regulación de la entrada y salida de sustancias en el SNC mediante el mantenimiento de la homeostasis metabólica 1,2,3,4, la eliminación de desechos 4,5,6 y la protección del cerebro de patógenos y toxinas 7,8.

El tipo de célula primaria de la BHE es la célula endotelial (CE). Las células endoteliales, derivadas del linaje del mesodermo, forman las paredes de la vasculatura 1,9. Las CE microvasculares forman uniones estrechas entre sí para disminuir en gran medida la permeabilidad de su membrana 10,11,12,13,14 mientras expresan transportadores para facilitar el movimiento de nutrientes dentro y fuera del SNC 1,4,12,14 . Las CE microvasculares están rodeadas por células murales de pericitos (PC) que regulan la función microvascular y la homeostasis y son fundamentales para regular la permeabilidad de la BHE a las moléculas y células inmunitarias 15,16,17. El astrocito, un tipo de célula glial importante, es el último tipo de célula que comprende la BHE. Los pies terminales de los astrocitos se envuelven alrededor de los tubos vasculares EC-PC, mientras que los cuerpos celulares se extienden hacia el parénquima cerebral, formando una conexión entre las neuronas y lavasculatura. En los extremos de los astrocitos (p. ej., acuaporina 4 [AQP-4]) se localizan distintos transportadores de solutos y sustratos que tienen un papel crítico en la función de la BHE 18,19,20,21.

La BHE es fundamental para mantener la función adecuada de la salud cerebral, y se ha descrito una disfunción de la BHE en muchas enfermedades neurológicas, como la enfermedad de Alzheimer (EA)22,23,24,25, la esclerosis múltiple 7,26,27,28, la epilepsia 29,30 y el accidente cerebrovascular31,32. Cada vez se reconoce más que las anomalías cerebrovasculares desempeñan un papel central en la neurodegeneración, contribuyendo a una mayor susceptibilidad a los eventos isquémicos y hemorrágicos. Por ejemplo, más del 90% de los pacientes con EA tienen angiopatía amiloide cerebral (AAC), una afección caracterizada por el depósito de β amiloide (Aβ) a lo largo de la vasculatura cerebral. La AAC aumenta la permeabilidad a la BHE y disminuye la función de la BHE, dejando al SNC vulnerable a la isquemia, los eventos hemorrágicos y el deterioro cognitivo acelerado33.

Recientemente hemos desarrollado un modelo in vitro de la BHE humana, derivado de células madre pluripotentes inducidas por el paciente, que incorpora CEs, PCs y astrocitos encapsulados en una matriz 3D (Figura 1A). El iBBB recapitula las interacciones fisiológicamente relevantes, incluyendo la formación del tubo vascular y la localización de los extremos de los astrocitos con la vasculatura24. Se aplicó el iBBB para modelar la susceptibilidad de la AAC mediada por APOE4 (Figura 1B). Esto nos permitió identificar los mecanismos celulares y moleculares causales por los cuales APOE4 promueve la AAC, y aprovechar estos conocimientos para desarrollar estrategias terapéuticas que reduzcan la patología de la AAC y mejoren el aprendizaje y la memoria in vivo en ratones APOE424. Aquí, proporcionamos un protocolo detallado y un video tutorial para reconstruir la BHE a partir de iPSC humanas y modelar CAA in vitro.

Protocol

1. Diferenciación de las iPSC en células iBBB NOTA: Estos protocolos de diferenciación han sido descritos previamente en Mesentier-Louro et al.34. Recubrimiento de placas de cultivo celularDescongele la matriz de membrana del factor de crecimiento reducido (GF) durante la noche a 4 °C. Diluir 500 μL de matriz de membrana basal en 49,5 mL de DMEM. Mantenga esta solución fría para evitar la polimerización prematura de la soluci?…

Representative Results

Un iBBB correctamente formado se solidifica en un solo disco translúcido (Figura 3A). Es normal que el iBBB se desprenda de la superficie sobre la que se pipeteó por primera vez después de unos días. Esto no se puede evitar, pero no es una preocupación importante para la formación adecuada de la iBBB si se tiene cuidado al cambiar el medio para no aspirar accidentalmente la iBBB. Después de 24 h, distribuidas uniformemente, se pueden identificar células individuales bajo un microscop…

Discussion

La disfunción de la BHE es una comorbilidad y, potencialmente, una causa o factor exacerbante en numerosas enfermedades neurológicas 7,40,41. Sin embargo, es casi imposible estudiar la biología molecular y celular que subyace a la disfunción y la degradación de la BHE en humanos con enfermedad neurovascular. La BHE inducible (iBBB) presentada en este protocolo proporciona un sistema in vitro que recapitula importan…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo cuenta con el apoyo de NIH 3-UG3-NS115064-01, R01NS14239, Cure Alzheimer’s Fund, NASA 80ARCO22CA004, Chan-Zuckerberg Initiative, MJFF/ASAP Foundation y Brain Injury Association of America. C.G. cuenta con el apoyo de NIH F31NS130909. La Figura 1A se creó con BioRender.com.

Materials

6e10 amyloid-β antibody Biolegend SIG-39320 Used at 1:1000
Accutase Innovative Cell Technologies AT104
Activin A Peprotech 20-14E
Alexa Fluor 488, 555, 647 secondary antibodies Invitrogen Various Used at 1:1000
Amyloid-beta 40 fibril AnaSpec AS-24235
Amyloid-beta 42 fibril AnaSpec AS-20276
Aquaporin-4 antibody Invitrogen PA5-53234 Used at 1:300
Astrocyte basal media and supplements ScienCell 1801
B-27 serum-free supplement Gibco 17504044
BMP4 Peprotech 120-05ET
CHIR99021 Cyamn Chemical 13112
DMEM/F12 with GlutaMAX medium Gibco 10565018
Doxycycline Millipore-Sigma D3072-1ML
FGF-basic Peprotech 100-18B
Fluoromount-G slide mounting medium VWR 100502-406
Forskolin R&D Systems 1099/10
GeltrexTM LDEV-Free hESC-qualified Reduced Growth Factor Basement  Gibco A1413302
Glass Bottom 48-well Culture Dishes Mattek Corporation P48G-1.5-6-F
GlutaMAX supplement Gibco 35050061
Hoechst 33342  Invitrogen H3570
Human Endothelial Serum-free medium Gibco 11111044
LDN193189 Tocris 6053
Minimum Essential Medium Non-essential Amino Acid Solution (MEM-NEAA)  Gibco 11140050
N-2 supplement Gibco 17502048
Neurobasal medium Gibco 21103049
Normal Donkey Serum Millipore-Sigma S30-100mL Use serum to match secondary antibody host
Paraformaldehyde (PFA)  ThermoFisher 28908
PDGF-BB Peprotech 100-14B
PDGFRB (Platelet-derived growth factor receptor beta) antibody R&D Systems AF385 Used at 1:500
Phosphate Buffered Saline (PBS), pH 7.4 Gibco 10010031
Pecam1 (Platelet endothelial cell adhesion molecule 1) antibody R&D Systems AF806 Used at 1:500
Penicillin-Streptomycin Gibco 15140122
PiggyBac plasmid (PB_iETV2_P2A_GFP_Puro) AddGene  Catalog #168805
S100B antibody Sigma-Aldrich S2532-100uL Used at 1:500
SB43152 Reprocell 04-0010
Thioflavin T Chem Impex 22870 Used at 25uM
Triton X-100  Sigma-Aldrich T8787-250mL
VE-cadherin (CD144) antibody R&D systems AF938 Used at 1:500
VEGF-A Peprotech 100-20
Y27632 R&D Systems 1254/10
ZO-1 Invitrogen MA3-39100-A488 Dilution = 1:500

References

  1. Daneman, R., Prat, A. The blood-brain barrier. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 7 (1), a020412 (2015).
  2. Segarra, M., Aburto, M. R., Acker-Palmer, A. Blood-brain barrier dynamics to maintain brain homeostasis. Trends in Neurosciences. 44 (5), 393-405 (2021).
  3. Campos-Bedolla, P., Walter, F. R., Veszelka, S., Deli, M. A. Role of the blood-brain barrier in the nutrition of the central nervous system. Archives of Medical Research. 45 (8), 610-638 (2014).
  4. Hladky, S. B., Barrand, M. A. Fluid and ion transfer across the blood-brain and blood-cerebrospinal fluid barriers; a comparative account of mechanisms and roles. Fluids and Barriers of the CNS. 13 (1), 19 (2016).
  5. Kaur, J., et al. Waste clearance in the brain. Frontiers in Neuroanatomy. 15, 665803 (2021).
  6. Verheggen, I. C. M., Van Boxtel, M. P. J., Verhey, F. R. J., Jansen, J. F. A., Backes, W. H. Interaction between blood-brain barrier and glymphatic system in solute clearance. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 90, 26-33 (2018).
  7. Weiss, N., Miller, F., Cazaubon, S., Couraud, P. O. The blood-brain barrier in brain homeostasis and neurological diseases. Biochimica et Biophysica Acta. 1788 (4), 842-857 (2009).
  8. Prinz, M., Priller, J. The role of peripheral immune cells in the cns in steady state and disease. Nature Neuroscience. 20 (2), 136-144 (2017).
  9. Weksler, B. B., et al. Blood-brain barrier-specific properties of a human adult brain endothelial cell line. FASEB Journal. 19 (13), 1872-1874 (2005).
  10. Liu, W. Y., Wang, Z. B., Zhang, L. C., Wei, X., Li, L. Tight junction in blood-brain barrier: An overview of structure, regulation, and regulator substances. CNS Neuroscience & Therapeutics. 18 (8), 609-615 (2012).
  11. Siegenthaler, J. A., Sohet, F., Daneman, R. Sealing off the cns’: Cellular and molecular regulation of blood-brain barriergenesis. Current Opinion in Neurobiology. 23 (6), 1057-1064 (2013).
  12. Brightman, M. W., Reese, T. S. Junctions between intimately apposed cell membranes in the vertebrate brain. Journal of Cell Biology. 40 (3), 648-677 (1969).
  13. Reese, T. S., Karnovsky, M. J. Fine structural localization of a blood-brain barrier to exogenous peroxidase. Journal of Cell Biology. 34 (1), 207-217 (1967).
  14. Mahringer, A., Fricker, G. Abc transporters at the blood-brain barrier. Expert Opinion on Drug Metabolism & Toxicology. 12 (5), 499-508 (2016).
  15. Armulik, A., Genove, G., Betsholtz, C. Pericytes: Developmental, physiological, and pathological perspectives, problems, and promises. Developmental Cell. 21 (2), 193-215 (2011).
  16. Armulik, A., et al. Pericytes regulate the blood-brain barrier. Nature. 468 (7323), 557-561 (2010).
  17. Daneman, R., Zhou, L., Kebede, A. A., Barres, B. A. Pericytes are required for blood-brain barrier integrity during embryogenesis. Nature. 468 (7323), 562-566 (2010).
  18. Abbott, N. J., Ronnback, L., Hansson, E. Astrocyte-endothelial interactions at the blood-brain barrier. Nature Reviews. Neuroscience. 7 (1), 41-53 (2006).
  19. Heithoff, B. P., et al. Astrocytes are necessary for blood-brain barrier maintenance in the adult mouse brain. Glia. 69 (2), 436-472 (2021).
  20. Verkman, A. S. Aquaporin water channels and endothelial cell function. Journal of Anatomy. 200 (6), 617-627 (2002).
  21. Wolburg, H., Lippoldt, A. Tight junctions of the blood-brain barrier: Development, composition and regulation. Vascular Pharmacology. 38 (6), 323-337 (2002).
  22. Sagare, A. P., Bell, R. D., Zlokovic, B. V. Neurovascular dysfunction and faulty amyloid beta-peptide clearance in alzheimer disease. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 2 (10), a011452 (2012).
  23. Kapasi, A., Schneider, J. A. Vascular contributions to cognitive impairment, clinical alzheimer’s disease, and dementia in older persons. Biochimica et Biophysica Acta. 1862 (5), 878-886 (2016).
  24. Blanchard, J. W., et al. Reconstruction of the human blood-brain barrier in vitro reveals a pathogenic mechanism of apoe4 in pericytes. Nature Medicine. 26 (6), 952-963 (2020).
  25. Huang, Z., et al. Blood-brain barrier integrity in the pathogenesis of alzheimer’s disease. Frontiers in Neuroendocrinology. 59, 100857 (2020).
  26. Morgan, L., et al. Inflammation and dephosphorylation of the tight junction protein occludin in an experimental model of multiple sclerosis. Neuroscience. 147 (3), 664-673 (2007).
  27. Kirk, J., Plumb, J., Mirakhur, M., Mcquaid, S. Tight junctional abnormality in multiple sclerosis white matter affects all calibres of vessel and is associated with blood-brain barrier leakage and active demyelination. Journal of Pathology. 201 (2), 319-327 (2003).
  28. Balasa, R., Barcutean, L., Mosora, O., Manu, D. Reviewing the significance of blood-brain barrier disruption in multiple sclerosis pathology and treatment. International Journal of Molecular Sciences. 22 (16), 8370 (2021).
  29. Marchi, N., Granata, T., Ghosh, C., Janigro, D. Blood-brain barrier dysfunction and epilepsy: Pathophysiologic role and therapeutic approaches. Epilepsia. 53 (11), 1877-1886 (2012).
  30. Kiani, L. Blood-brain barrier disruption following seizures. Nature Reviews. Neurology. 19 (4), 2023 (2023).
  31. Knowland, D., et al. Stepwise recruitment of transcellular and paracellular pathways underlies blood-brain barrier breakdown in stroke. Neuron. 82 (3), 603-617 (2014).
  32. Okada, T., Suzuki, H., Travis, Z. D., Zhang, J. H. The stroke-induced blood-brain barrier disruption: Current progress of inspection technique, mechanism, and therapeutic target. Current Neuropharmacology. 18 (12), 1187-1212 (2020).
  33. Gireud-Goss, M., Mack, A. F., Mccullough, L. D., Urayama, A. Cerebral amyloid angiopathy and blood-brain barrier dysfunction. Neuroscientist. 27 (6), 668-684 (2021).
  34. Mesentier-Louro, L. A., Suhy, N., Broekaart, D., Bula, M., Pereira, A. C., Blanchard, J. W. Modeling the blood-brain barrier using human-induced pluripotent stem cells. Methods in Molecular Biology. 2683, 135-151 (2023).
  35. Qian, T., et al. Directed differentiation of human pluripotent stem cells to blood-brain barrier endothelial cells. Science Advances. 3 (11), e1701679 (2017).
  36. Wang, K., et al. Robust differentiation of human pluripotent stem cells into endothelial cells via temporal modulation of etv2 with modified mrna. Science Advances. 6 (30), eaba7606 (2020).
  37. Patsch, C., et al. Generation of vascular endothelial and smooth muscle cells from human pluripotent stem cells. Nature Cell Biology. 17 (8), 994-1003 (2015).
  38. Chambers, S. M., et al. Highly efficient neural conversion of human es and ips cells by dual inhibition of smad signaling. Nature Biotechnology. 27 (3), 275-280 (2009).
  39. Tcw, J., et al. An efficient platform for astrocyte differentiation from human induced pluripotent stem cells. Stem Cell Reports. 9 (2), 600-614 (2017).
  40. Zlokovic, B. V. The blood-brain barrier in health and chronic neurodegenerative disorders. Neuron. 57 (2), 178-201 (2008).
  41. Daneman, R. The blood-brain barrier in health and disease. Annals of Neurology. 72 (5), 648-672 (2012).
  42. Cecchelli, R., et al. Modelling of the blood-brain barrier in drug discovery and development. Nature Reviews. Drug Discovery. 6 (8), 650-661 (2007).
  43. Helms, H. C., et al. In vitro models of the blood-brain barrier: An overview of commonly used brain endothelial cell culture models and guidelines for their use. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 36 (5), 862-890 (2016).
  44. Erickson, M. A., Wilson, M. L., Banks, W. A. In vitro modeling of blood-brain barrier and interface functions in neuroimmune communication. Fluids Barriers CNS. 17 (1), 26 (2020).
  45. Musafargani, S., et al. Blood brain barrier: A tissue engineered microfluidic chip. Journal of Neuroscience Methods. 331, 108525 (2020).
  46. Hajal, C., et al. Engineered human blood-brain barrier microfluidic model for vascular permeability analyses. Nature Protocols. 17 (1), 95-128 (2022).
  47. Oddo, A., et al. Advances in microfluidic blood-brain barrier (bbb) models. Trends in Biotechnology. 37 (12), 1295-1314 (2019).
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Goldman, C., Suhy, N., Schwarz, J. E., Sartori, E. R., Rooklin, R. B., Schuldt, B. R., Mesentier-Louro, L. A., Blanchard, J. W. Reconstruction of the Blood-Brain Barrier In Vitro to Model and Therapeutically Target Neurological Disease. J. Vis. Exp. (200), e65921, doi:10.3791/65921 (2023).

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